Artykuł metodologiczny

Montaż i zastosowanie "pierścieni ścinających": nowy model śródbłonka dla orbitalnego, jednokierunkowego i okresowego przepływu płynów oraz naprężeń ścinających

7.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/54632

⸱

31 października 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Molecular and Cellular Physiology, Louisiana State University Health Sciences Center in Shreveport, 2Biological Sciences, Louisiana Tech University, 3Neurology, Louisiana State University Health Sciences Center in Shreveport, 4Institut Cochin, Inserm U1016, Cnrs Umr8104, Université Paris Descartes

W tym artykule

Podsumowanie

Różne poziomy i wzorce ścinania płynu są znane z modulowania ekspresji genów śródbłonka, fenotypu i podatności na choroby. Omawiamy montaż i zastosowanie "pierścieni ścinających": modelu, który wytwarza jednokierunkowe, okresowe wzorce naprężeń ścinających. Pierścienie ścinane są proste w montażu, ekonomiczne i mogą wytwarzać wysoką wydajność ogniw.

Streszczenie

Odchylenia od normalnych poziomów i wzorce ścinania płynu naczyniowego odgrywają ważną rolę w fizjologii i patofizjologii naczyń krwionośnych, wywołując adaptacyjne i patologiczne zmiany w fenotypie śródbłonka i ekspresji genów. W szczególności nieprzystosowawcze skutki okresowego, jednokierunkowego naprężenia ścinającego wywołanego przepływem mogą wywoływać różnorodne skutki dla kilku typów komórek naczyniowych, w szczególności komórek śródbłonka. Chociaż do tej pory wyhodowano komórki śródbłonka o różnym pochodzeniu anatomicznym, dogłębne analizy ich reakcji na ścinanie płynu były utrudnione przez względną złożoność modeli ścinania (np. równoległa komora przepływu płytkowego, stożek i model przepływu płytkowego). Chociaż wszystkie te podejścia są doskonałe, takie modele są skomplikowane technicznie i mają wady, takie jak stosunkowo długi i złożony czas konfiguracji, małe powierzchnie, wymagania dotyczące pomp i ciśnienia, często wymagające uszczelniaczy i uszczelek, co stwarza wyzwania zarówno dla utrzymania sterylności, jak i niemożności przeprowadzenia wielu eksperymentów. Gdyby jednak dostępne były modele przepływu i ścinania o wyższej przepustowości, większy postęp w zakresie reakcji ścinania śródbłonka naczyniowego, w szczególności badań nad okresowym ścinaniem na poziomie molekularnym, mógłby być szybszy. W tym miejscu opisujemy budowę i zastosowanie pierścieni ścinających: nowatorski, prosty w montażu i niedrogi model hodowli tkankowej o stosunkowo dużej powierzchni, który z łatwością pozwala na dużą liczbę powtórzeń eksperymentalnych w jednokierunkowych, okresowych badaniach naprężeń ścinających na komórkach śródbłonka.

Wprowadzenie

Wykazano, że naprężenie ścinające płynu moduluje programy genów śródbłonka 1-5 poprzez aktywację elementów cis-regulatorowych6, aktywność acetylotransferazy histonowej7 i elementów odpowiedzi na stres ścinający (SSRE)8. Naprężenie ścinające wpływa na wkład śródbłonka w krzepnięcie poprzez modulację ekspresji czynnikatkankowego 9 i tkankowego aktywatora plazminogenu (tPA)10. Naprężenie ścinające wpływa również na kontrolę angiogenezy11 i przebudowę naczyń poprzez regulację syntezy i reakcji PDGF-B8. Śródbłonkowe mediatory wazoaktywne adrenomedullina, endotelina-1, urotensyna II i relaksyna są również regulowane przez ścinanie12. Transkrypcja śródbłonkowej produkcji syntazy tlenku azotu i produkcji tlenku azotu jest zależna od ścinania10. Ścinanie kontroluje również śródbłonkową ekspresję ICAM-113. Naprężenie ścinające wywołane przepływem może zatem silnie wpływać na dużą różnorodność reakcji śródbłonka. Co ważne, pulsacje naczyń krwionośnych wydają się obecnie odgrywać ważną rolę w patofizjologii zarówno prawidłowego starzenia się naczyń, jak i form otępienia naczyniowego14, a nawet mogą przyczyniać się do innych chorób neurodegeneracyjnych, takich jak stwardnienie rozsiane15.

Komórki śródbłonka żylnego i tętniczego są z natury narażone na różnorodne wzorce przepływu hemodynamicznego in vivo, a wiele różnych fenotypów komórek śródbłonka może być wykazywanych16. W zależności od wielkości i okresowości przepływu, wpływ na komórki śródbłonka może obejmować aktywację komórek zapalnych i apoptozę, co może odzwierciedlać zmiany w ekspresji genów lub białek17,18. Badania nad reakcjami komórek śródbłonka na zjawisko ścinania pozostają zatem skomplikowane ze względu na trudności w tworzeniu modeli in vitro, które odpowiednio wytwarzają takie wzorce ścinania.

Wiele różnych eksperymentalnych protokołów zostało opracowanych w celu zastosowania naprężeń ścinających płynu do monowarstw komórek śródbłonka. Jednym z najczęściej stosowanych systemów jest równoległa płytowa komora przepływowa, która tworzy równomierny przepływ laminarny w komorze19-21. Pompa perystaltyczna jest zwykle podłączona w celu wytworzenia przepływu okresowego, który może podsumować charakterystykę przepływu zwykle występującą w wielu miejscach in vivo22. Inna popularna konfiguracja wykorzystuje model "stożka i płyty", w którym naprężenie ścinające płynu jest określane przez prędkość obrotową stożka23. Zarówno systemy, jak i inne podobne do nich układy, mogą być żmudne w konfiguracji i wymagać komponentów, które mogą być stosunkowo drogie i niedostępne dla wielu laboratoriów.

Innym poważnym ograniczeniem tych obecnych modeli jest stosunkowo mała liczba powtórzonych badań, które mogą być wykonywane jednocześnie, każde o stosunkowo małej powierzchni. Zwiększa to czas i złożoność takich podejść. Dlatego idealnym modelem, który indukuje jednokierunkowe i okresowe ścinanie, może być taki, w którym można łatwo skonfigurować dużą liczbę powtórzeń badań, z których każdy ma stosunkowo dużą powierzchnię. Ponadto wyżej wymienione modele wymagają dość wyrafinowanej konfiguracji, co dla wielu użytkowników może być zbyt kosztowne. Model, który może powodować zakłócenia ścinania płynów przy użyciu podstawowych materiałów laboratoryjnych, może mieć kilka zalet.

Prosta i bardzo ekonomiczna metoda stosowania jednokierunkowego, okresowego naprężenia ścinającego polega na umieszczeniu okrągłych czaszek na wytrząsarce orbitalnej24. Protokół ten jest bardzo prosty i w razie potrzeby można go skalować w celu uzyskania dużej liczby powtórzeń badań, z których każdy ma stosunkowo dużą powierzchnię. Jednak komórki znajdujące się w środku naczynia są wystawione na inne wzorce przepływu niż komórki wzdłuż obwodu, powodując mieszane komórkowe odpowiedzi fenotypowe w tym samym naczyniu.

W tym bieżącym raporcie opisujemy budowę i zastosowanie 'pierścieni ścinających', naszego modelu do tworzenia jednokierunkowych i okresowych naprężeń ścinających. Konstrukcja pierścienia ścinanego skutecznie ogranicza "mieszane" fenotypy wywołane ścinaniem komórkowym poprzez ograniczenie ścieżki przepływu w okrągłej naczyniu hodowlanej do peryferii poprzez umieszczenie pierścienia wewnętrznego. Konstrukcja i działanie pierścienia ścinającego jest proste i ekonomiczne i można je łatwo skalować, aby pomieścić szeroką gamę wytrząsarek orbitalnych przy użyciu powszechnie dostępnych materiałów do hodowli tkankowych. Model ten można zastosować w eksperymentach z komórkami śródbłonka w celu zapewnienia jednokierunkowych i okresowych wzorców przepływu na poziomie fizjologicznym i patofizjologicznym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Konstrukcja pierścieni ścinających o średnicy 150 mm (Rysunek 1)

UWAGA: Pierścienie ścinające mogą być konstruowane w celu uzyskania wielu różnych wymiarów poprzez zmianę rozmiarów zewnętrznej i wewnętrznej szalki Petriego, co pozwala na stworzenie urządzeń o różnej całkowitej powierzchni, wydajności komórek i zakresach generowanych sił ścinających. Niniejszy raport opisuje zastosowanie szalki 150 mm w połączeniu z wewnętrzną szalką 100 mm, co daje całkowitą powierzchnię 98 cm2 (Rysunek 2).

figure-protocol-1
Rysunek 1. Montaż pierścienia ścinającego. Górna część rysunku przedstawia częściowo zmontowany pierścień ścinający. Jeśli między naczyniem wewnętrznym a zewnętrznym nie utworzyło się całkowicie szczelne połączenie, należy wstrzyknąć 0,5 ml chlorku metylenu przez otwór o średnicy 3 mm za pomocą pipety transferowej. Pierścień ścinający uszczelnia się, nakładając pasek kleju z gumy silikonowej o grubości 1 mm wokół wewnętrznej krawędzi górnej części pierścienia. Dolna część rysunku przedstawia zmontowany pierścień ścinający. Kolor niebieski oznacza obszar z wysianymi komórkami śródbłonka. Zewnętrzne i wewnętrzne czerwone strzałki wskazują ruch orbitalny pierścienia ścinającego oraz medium wewnątrz pierścienia podczas umieszczenia go na wytrząsarce orbitalnej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-2
Rycina 2. Pomiary powierzchniowe dla pierścienia ścinającego o średnicy 150 mm (nie w skali). Panel górny pokazuje odśrodkowe przemieszczanie się cieczy w kierunku zewnętrznego pierścienia w odpowiedzi na rotację orbitalną. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Utwórz szablon konstrukcyjny pierścienia ścinającego, generując w programie do prezentacji profil krawędzi zewnętrznej o średnicy 150 mm z wewnętrznym otworem o średnicy 100 mm umieszczonym w centrum koła o średnicy 150 mm. Wydrukuj szablon na białym papierze w formacie A4.
  2. Pipetuj 10 ml chlorku metylenu (dichlorometanu) do szklanej szalki Petriego o średnicy 150 mm. Kluczowe jest, aby szalka była szklana, a nie polistyrenowa (ani z innego tworzywa winylowego), ponieważ chlorek metylenu rozpuszcza większość tworzyw sztucznych i jest tutaj wykorzystywany do łączenia komponentów plastikowych.
    OSTROŻNIE: Podczas całego procesu konstrukcji należy używać rękawiczek i zapewnić odpowiednią wentylację pod wyciągiem. Chlorek metylenu jest substancją drażniącą w kontakcie ze skórą i wykazuje działanie hepatotoksyczne.
  3. Ustaw plastikową szalkę Petriego o średnicy 150 mm na zewnętrznym szablonie pierścienia ścinającego.
  4. W centralnym punkcie szalki o średnicy 100 mm wywierć otwór o średnicy 3 mm za pomocą narzędzia rotacyjnego. Usuń wszelkie wióry plastikowe powstałe podczas wiercenia.
  5. Trzymając szalkę w rękawiczce, odwróć ją i zanurz górną krawędź szalki Petriego o średnicy 100 mm z poprzedniego kroku w chlorku metylenu na około 3 s.
  6. Przenieś „zwilżoną” krawędź szalki o średnicy 100 mm na środek szalki o średnicy 150 mm, starannie dopasowując szalkę 100 mm do zaznaczonego szablonu. Chlorek metylenu stopi plastik, łącząc szalki o średnicach 100 mm i 150 mm. Delikatnie obracaj szalkę 100 mm zgodnie i przeciwnie do ruchu wskazówek zegara kilka razy, aby zapewnić dobrą adhezję do szalki 150 mm.
    UWAGA: Należy zachować szczególną staranność, aby zapewnić prawidłowe centrowanie wewnętrznej szalki względem szalki zewnętrznej. Ekscentryczne ustawienie może prowadzić do różnic w naprężeniu ścinającym w różnych miejscach pierścienia. Należy uważać, aby chlorek metylenu przypadkowo nie ściekł na zewnętrzną część toru szalki Petriego o średnicy 150 mm podczas umieszczania szalki 100 mm. Spowoduje to stopienie plastiku na powierzchni dolnej, na której będą rosły komórki, tworząc nierówną powierzchnię, co może powodować zaburzenia przepływu.
  7. Po wyschnięciu chlorku metylenu obróć połączone szalki Petriego i dokładnie sprawdź punkty styku, aby upewnić się, że między dwiema szalkami wytworzyła się szczelna spoina.
  8. Jeśli szczelna spoina nie powstała całkowicie, wstrzyknij 0,5 ml chlorku metylenu przez otwór 3 mm za pomocą pipety transferowej. Podnieś szalkę i delikatnie nią zakręć, aby chlorek metylenu dotarł do krawędzi.
    UWAGA: Zbyt szybka rotacja może spowodować wycieknięcie chlorku metylenu do zewnętrznej części szalki 150 mm, co zdeformuje powierzchnię wzrostu komórek i zniszczy pierścień ścinający. Nieszczelne pierścienie ścinające należy odrzucić.
  9. Uszczelnij otwór w szalce 100 mm, nakładając pasek silikonowego uszczelniacza gumowego o szerokości 3 mm.
  10. Za pomocą narzędzia rotacyjnego z płaską głowicą tnącą odetnij górną część (3 cm) stożkowej polistyrenowej probówki do hodowli tkanek o pojemności 15 ml, pozostawiając co najmniej 1 cm probówki poniżej zakrętki. Wypoleruj krawędź odciętej probówki, aż stanie się gładka i płaska, używając płaskiej strony głowicy tnącej. Usuń wszelkie wióry plastikowe powstałe podczas szlifowania.
  11. Odrysuj markerem odciętą stożkową probówkę 15 ml na pokrywce szalki 150 mm, w odległości około 0,5 cm od krawędzi szalki. Wywierć otwór wewnątrz narysowanego koła, pozostawiając margines około 1-2 mm od krawędzi koła.
  12. Umieść górną część odciętej probówki stożkowej nad wywierconym otworem. Za pomocą pipety transferowej nanieś około 250 µl chlorku metylenu na odcięte krawędzie probówki stożkowej, aby przytwierdzić ją do pokrywki 150 mm.
  13. Zamknij pokrywkę szalki 150 mm na szalce 150 mm, nakładając pasek silikonowego uszczelniacza gumowego o grubości 1 mm wokół wewnętrznej krawędzi górnej szalki Petriego.

2. Sterylizacja pierścieni ścinających

  1. Do nowo utworzonego pierścienia ścinającego (shear ring) należy pipetować około 10 ml roztworu soli fizjologicznej z buforem fosforanowym przez otwór rurki stożkowej o pojemności 15 ml. Obracać pierścień, aby usunąć wszelkie zanieczyszczenia z jego wnętrza. Roztwór soli fizjologicznej z buforem fosforanowym należy usunąć za pomocą pipety Pasteura lub aspiratora próżniowego.
  2. Powtarzać poprzedni krok aż do całkowitego usunięcia zanieczyszczeń.
  3. W celu sterylizacji pierścienia ścinającego należy zastosować kombinację płukania 70% etanolem oraz naświetlania promieniami UV.
    1. Odkręcić odpowietrzoną zakrętkę, wpipetować około 10 ml 70% etanolu przez otwór dostępowy, a następnie ponownie zakręcić. Kilkukrotnie obracać i odwracać pierścień ścinający, upewniając się, że jego wnętrze zostało dokładnie wypłukane.
    2. Pod wyciągiem odessać nadmiar 70% etanolu. Za pomocą butelki ze spryskiwaczem dokładnie spryskać zakrętkę oraz otwór dostępowy 70% etanolem.
    3. Umieścić pierścień ścinający wraz z zakrętką pod promieniowaniem UV w dygestorium do hodowli tkanek aż do całkowitego wyschnięcia.
  4. Po wyschnięciu ponownie zakręcić pierścień i przechowywać wysterylizowane pierścienie ścinające w temperaturze pokojowej do czasu ich użycia podczas wysiewu kultur komórkowych.

3. Badania naprężeń ścinających

  1. Wysiać komórki śródbłonka do sterylnych pierścieni ścinających (shear rings) zgodnie ze standardowym protokołem hodowli komórkowej, zazwyczaj stosując stosunek podziału 1:4 dla linii przekształconych komórek śródbłonka.
    UWAGA: Komórki śródbłonka mikro naczyniowego siatkówki szczura zostały pozyskane komercyjnie. Ludzkie komórki śródbłonka mózgowego (hCMEC/D3) zostały przekazane w ramach darowizny przez dr. Pierre-Olivera Courauda (Inserm, Francja) i były hodowane w pełnej pożywce podstawowej dla komórek śródbłonka (EBM).
  2. Należy doprowadzić kultury do pełnej konfluencji przed rozpoczęciem badań nad przepływem. Należy użyć 30 ml pożywki do hodowli tkanek (10% płatkowej surowicy bydlęcej, pożywki Dulbecco's modified Eagle's medium z dodatkiem 1% penicyliny/streptomycyny/amfoterycyny). Pożywkę do hodowli komórek należy wymieniać co 3 dni, a komórki utrzymywać w 37 °C z 7,5% CO2 oraz 92,5% powietrza pokojowego.
  3. Umieść wytrząsarkę orbitalną w inkubatorze.
    Uwaga: Inkubatory wytrząsane są zazwyczaj ciężkie (>10 kg). Umieść wytrząsarkę orbitalną na dolnej półce inkubatora, aby zminimalizować obciążenie półki oraz wibracje.
  4. Umieść eksperymentalne pierścienie ścinające na inkubatorze orbitalnym. Umieść pierścienie ścinające grupy kontrolnej statycznej w tym samym inkubatorze.
  5. Oszacuj maksymalne naprężenie ścinające w obręczy ścinającej za pomocą równania figure-protocol-3 gdzie figure-protocol-4 promień rotacji inkubatora wytrząsowego (w cm), figure-protocol-5 lepkość ośrodka (w poizach), figure-protocol-6 jest gęstością medium (w g/ml), a figure-protocol-7 częstotliwość obrotów (w obrotach/s)24.
  6. Ustaw prędkość obrotową inkubatora orbitalnego na pożądaną wartość rpm (np. 90 obr./min), pozostawiając pierścienie ścinające na wytrząsarce przez pożądany czas stosowania naprężenia ścinającego (np., 72 godz.).
    UWAGA: Inkubatory orbitalne mogą generować ciepło, dlatego na początku należy monitorować temperaturę inkubatora, aby upewnić się, że 37 °C jest utrzymywany przez cały czas trwania eksperymentu. Alternatywnie pierścienie ścinające można przenieść do komór środowiskowych (np., modułowej komory inkubacyjnej), a następnie umieszczono w inkubatorze rotacyjnym.
  7. Po wystawieniu warstw komórek na działanie sił ścinających przez pożądany czas, należy wyjąć pierścienie ścinające z inkubatora. Zdjąć pokrywkę pierścienia ścinającego i pobrać komórki i/lub medium w celu przeprowadzenia wybranych analiz końcowych (np. western blotting, sortowanie komórek metodą FACS, itp.)25.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawiamy tutaj reprezentatywne wyniki uzyskane zarówno z monowarstw komórek śródbłonka mózgu hCMEC/D3, jak i komórek śródbłonka mikronaczyniowego siatkówki szczura, hodowanych w pierścieniach do przepływu ścinającego.

Po doprowadzeniu monowarstw komórek śródbłonka mózgu hCMEC/D3 do stanu konfluencji w pełnym medium EBM, pierścienie ścinające umieszczono na wytrząsarce orbitalnej na 72 godziny. Korzystając z równania z kroku...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Konstrukcja układu pierścieni ścinanych do wystawiania komórek śródbłonka na ścinanie jest prostym podejściem do wykonywania badań naprężeń ścinających. Niemniej jednak istnieje kilka kroków, które mają kluczowe znaczenie dla uzyskania doskonałych pierścieni ścinanych i lepszych wyników. Między pierścieniem wewnętrznym i zewnętrznym należy wykonać pełne uszczelnienie, aby zapobiec wyciekom mediów, które mogłyby spowodować niespójne naprężenia ścinające między próbkami. Jeżeli nie zostanie wykonane pełne uszczelnienie, na...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

J. Winny Yun jest stypendystką fundacji Annette Funicello. J. Steven Alexander ma wsparcie badawcze z Wydziału Neurologii, LSUHSC-S.

Podziękowania

Autorzy dziękują za pomoc Panu Christopherowi Nguyenowi, Aaronowi Hunterowi oraz programom szkoleniowym Shreveport Jumpstart, SMART i Biostart, a także wydziałowi Biofizyki Centenary College of Louisiana, Shreveport, LA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
100 x 20 mm plastikowe naczynie do hodowli tkankowychCorning430167Naczynia muszą być polistyrenowe
150 x 25 mm plastikowe naczynie do hodowli tkankowychCorning430599Naczynia muszą być polistyrenowe
150 mm szklane szalki PetriegoFisher3160150BO
15 ml plastikowe rurki do kultur tkankowych z polistyrenuFalcon352099
Chlorek metylenuSigma-AldrichD65100
uszczelniacz z kauczuku silikonowegoDAP7079808641
etanolDecon2701
Pipeta transferowa 3 ml
narzędzie obrotowe i zestawDremel4000-6/50
narzędzie obrotowe głowica tnącaDremelEZ476
narzędzie obrotowe głowica
wytrząsarka orbitalna
inkubator
Biologia komórkowaRA-6065
Rękawice do nożyczek do papieru do drukarki Becton-Dickinson 357524 wiertarska wody destylowanej VWR 57018-754 mikronaczyniowy śródbłonka siatkówki szczura

Bibliografia

  1. Resnick, N., Gimbrone, M. A. Hemodynamic forces are complex regulators of endothelial gene expression. FASEB J. 9 (10), 874-882 (1995).
  2. Malek, A. M., Izumo, S. Control of endothelial cell gene expression by flow. J Biomech. 28 (12), 1515-1528 (1995).
  3. Ando, J., Kamiya, A. Flow-dependent Regulation of Gene Expression in Vascular Endothelial Cells. Jpn Heart J. 37 (1), 19-32 (1996).
  4. Resnick, N., Yahav, H., et al. Endothelial Gene Regulation by Laminar Shear Stress. Adv Exp Med Biol. 430, 155-164 (1997).
  5. Gaucher, C., et al. In vitro impact of physiological shear stress on endothelial cells gene expression profile. Clin Hemorheol Mico. 37 (1-2), 99-107 (2007).
  6. Fisslthaler, B., et al. Identification of a cis -Element Regulating Transcriptional Activity in Response to Fluid Shear Stress in Bovine Aortic Endothelial Cells. Endothelium-J Endoth. 10 (4-5), 267-275 (2003).
  7. Chen, W., Bacanamwo, M., Harrison, D. G. Activation of p300 Histone Acetyltransferase Activity Is an Early Endothelial Response to Laminar Shear Stress and Is Essential for Stimulation of Endothelial Nitric-oxide Synthase mRNA Transcription. J Biol Chem. 283 (24), 16293-16298 (2008).
  8. Sumpio, B. E., et al. Regulation of PDGF-B in Endothelial Cells Exposed to Cyclic Strain. Arterioscl Throm Vas. 18 (3), 349-355 (1998).
  9. Yang, Y., et al. Triplex-forming oligonucleotide inhibits the expression of tissue factor gene in endothelial cells induced by the blood flow shear stress in rats. Acta Pharm Sinic. 41 (9), 808-813 (2006).
  10. Sumpio, B. E., Chang, R., Xu, W. -J., Wang, X. -J., Du, W. Regulation of tPA in endothelial cells exposed to cyclic strain: role of CRE, AP-2, and SSRE binding sites. Am J Physiol. 273 (5 Pt 1), C1441-C1448 (1997).
  11. Silberman, M., et al. Shear stress-induced transcriptional regulation via hybrid promoters as a potential tool for promoting angiogenesis. Nato Adv Sci Inst Se. 12 (3), 231-242 (2009).
  12. Dschietzig, T., et al. Flow-induced pressure differentially regulates endothelin-1, urotensin II, adrenomedullin, and relaxin in pulmonary vascular endothelium. Biochem Biophys Res Commun. 289 (1), 245-251 (2001).
  13. Nagel, T., Resnick, N., Atkinson, W. J., Dewey, C. F., Gimbrone, M. A. Shear stress selectively upregulates intercellular adhesion molecule-1 expression in cultured human vascular endothelial cells. J Clin Invest. 94 (2), 885-891 (1994).
  14. Bateman, G. A., Levi, C. R., Schofield, P., Wang, Y., Lovett, E. C. The venous manifestations of pulse wave encephalopathy: windkessel dysfunction in normal aging and senile dementia. Neuroradiology. 50 (6), 491-497 (2008).
  15. Juurlink, B. H. J. Is there a pulse wave encephalopathy component to multiple sclerosis. Curr Neurovasc Res. 12 (2), 199-209 (2015).
  16. Topper, J. N., Gimbrone, M. A. Jr Blood flow and vascular gene expression: fluid shear stress as a modulator of endothelial phenotype. Mol Med Today. 5 (1), 40-46 (1999).
  17. Tzima, E., et al. A mechanosensory complex that mediates the endothelial cell response to fluid shear stress. Nature. 437 (7057), 426-431 (2005).
  18. Li, Y. -S. J., Haga, J. H., Chien, S. Molecular basis of the effects of shear stress on vascular endothelial cells. J Biomech. 38 (10), 1949-1971 (2005).
  19. Reinhart-King, C. A., Fujiwara, K., Berk, B. C. Physiologic Stress-Mediated Signaling in the Endothelium. Method Enzymol. 443, 25-44 (2008).
  20. Frangos, J. A., McIntire, L. V., Eskin, S. G. Shear stress induced stimulation of mammalian cell metabolism. Biotechnol Bioeng. 32 (8), 1053-1060 (1988).
  21. Lane, W. O., et al. Parallel-plate Flow Chamber and Continuous Flow Circuit to Evaluate Endothelial Progenitor Cells under Laminar Flow Shear Stress. J Vis Exp. (59), (2012).
  22. Reinitz, A., DeStefano, J., Ye, M., Wong, A. D., Searson, P. C. Human brain microvascular endothelial cells resist elongation due to shear stress. Microvasc Res. 99, 8-18 (2015).
  23. Dewey, C. F., Bussolari, S. R., Gimbrone, M. A., Davies, P. F. The Dynamic Response of Vascular Endothelial Cells to Fluid Shear Stress. J Biomed Eng. 103 (3), 177(1981).
  24. Dardik, A., et al. Differential effects of orbital and laminar shear stress on endothelial cells. J Vasc Surg. 41 (5), 869-880 (2005).
  25. Honda, S., et al. Ligand-induced adhesion to activated endothelium and to vascular cell adhesion molecule-1 in lymphocytes transfected with the N-formyl peptide receptor. J Immunol. 152 (8), 4026-4035 (1994).
  26. Watt, S. M., Gschmeissner, S. E., Bates, P. A. PECAM-1: its expression and function as a cell adhesion molecule on hemopoietic and endothelial cells. Leukemia Lymphoma. 17 (3-4), 229-244 (1995).
  27. Fujiwara, K. Platelet endothelial cell adhesion molecule-1 and mechanotransduction in vascular endothelial cells. J Intern Med. 259 (4), 373-380 (2006).
  28. Dusserre, N. PECAM-1 Interacts With Nitric Oxide Synthase in Human Endothelial Cells: Implication for Flow-Induced Nitric Oxide Synthase Activation. Arterioscl Throm Vas. 24 (10), 1796-1802 (2004).
  29. Bagi, Z. PECAM-1 Mediates NO-Dependent Dilation of Arterioles to High Temporal Gradients of Shear Stress. Arterioscl Throm Vas. 25 (8), 1590-1595 (2005).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

kom rki r db onkaokresowy stres cinaj cywytrz sarka orbitalnamodel przep ywu p yn whodowla tkankowachlorek metylenuuszczelniacz silikonowykonfluencja kom rekadhezja p ytkowo r db onkowa

Powiązane artykuły