Rozwój suchego proszku farmaceutycznego wymaga wiarygodnych testów in vivo, często przy użyciu modelu mysiego. Technologia urządzeń do dokładnego i powtarzalnego dostarczania myszom aerozoli w postaci suchego proszku jest ograniczona. W badaniu tym przedstawiono jednorazowe dozatory do podawania leków do płuc w dawkach odpowiednich dla myszy, pomagając we wstępnych badaniach potwierdzających słuszność koncepcji.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Dozatory jednorazowego użytku przeznaczone do podawania myszom suchego proszku
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Inhalatory suchego proszku oferują liczne korzyści w dostarczaniu leków do płuc, w tym stabilne formuły leków w stanie stałym, przenośność urządzenia, dozowanie i dozowanie bolusa oraz mechanizm dyspersji bez propelentu. Aby opracować farmaceutyczne produkty w postaci aerozoli w postaci suchego proszku, niezbędne są solidne testy in vivo. Zazwyczaj wstępne badania obejmują użycie modelu mysiego do wstępnej oceny przed przeprowadzeniem formalnych badań na większych gatunkach zwierząt. Jednak istotnym ograniczeniem w tym podejściu jest brak odpowiedniej technologii urządzeń, która umożliwiałaby dokładne i powtarzalne dostarczanie suchych proszków małym zwierzętom, co utrudnia użyteczność takich modeli. Aby sprostać tym wyzwaniom, opracowano jednorazowe dozowniki strzykawkowe przeznaczone specjalnie do dopłucnego podawania suchych proszków w dawkach odpowiednich dla myszy. Dozowniki te ładują i dostarczają z góry określoną ilość proszku uzyskanego z łoża proszku o jednolitej gęstości nasypowej. Ta dyskretna kontrola jest osiągana poprzez włożenie igły na ustaloną głębokość (ubijanie) do łoża proszkowego, usuwając za każdym razem ustaloną ilość. Warto zauważyć, że ten schemat dozowania okazał się skuteczny w przypadku wielu proszków suszonych rozpyłowo. W eksperymentach z udziałem czterech różnych modeli suszonych rozpyłowo proszków, dozowniki wykazały zdolność do osiągania dawek w zakresie od 30 do 1100 μg. Na osiągniętą dawkę miały wpływ takie czynniki, jak liczba tampów, wielkość igły dozownika oraz zastosowana konkretna formulacja. Jedną z kluczowych zalet tych dozowników jest ich łatwość produkcji, dzięki czemu są one dostępne i opłacalne w dostarczaniu suchych proszków myszom podczas wstępnych badań potwierdzających słuszność koncepcji. Jednorazowy charakter dozowników ułatwia stosowanie w salach zabiegowych dla zwierząt, gdzie czyszczenie i uzupełnianie systemów wielokrotnego użytku i materiałów wagowych jest niewygodne. W związku z tym opracowanie jednorazowych dozowników strzykawkowych rozwiązało istotną przeszkodę w dostarczaniu mysiego suchego proszku do badań potwierdzających słuszność koncepcji, umożliwiając naukowcom przeprowadzenie dokładniejszych i bardziej powtarzalnych badań wstępnych na małych modelach zwierzęcych w celu dostarczania leków do płuc.
Wprowadzenie
Użycie inhalatorów suchego proszku (DPI) do dostarczania leków do płuc wzbudziło znaczne zainteresowanie w ciągu ostatnich trzech dekad ze względu na globalne wycofywanie propelentów chlorofluorowęglowodorów1,2. DPI oferują wiele korzyści w porównaniu z innymi systemami dostarczania do płuc, takimi jak inhalatory i nebulizatory z dozownikiem, w tym stabilność formuły, przenośność, łatwość użycia i mechanizmy dyspersji wolne od propelentów2. Jednak przed przejściem produktów DPI do translacji klinicznej należy przeprowadzić kilka badań przedklinicznych, z których wiele jest początkowo przeprowadzanych przy użyciu modelu mysiego. Niemniej jednak dostępne technologie umożliwiające dokładne i powtarzalne dostarczanie suchych proszków małym zwierzętom są ograniczone.
Typowe metody dostarczania suchego proszku małym zwierzętom, takim jak myszy, obejmują pasywne wdychanie3,4,5,6,7 i bezpośrednie podawanie8,9,10,11, 12,13. Wdychanie pasywne zazwyczaj wymaga niestandardowej komory, która wykorzystuje duże dawki suszonego rozpyłowo proszku do przygotowania wystarczającej chmury aerozolu. Ponieważ myszy są obowiązkowymi oddychaczami przez nos14, dostarczanie przez bierne wdychanie wymaga, aby proszek przemieszczał się przez nos i gardło, aby dotrzeć do płuc, co wymaga utrzymania chmury aerozolowej o wystarczających właściwościach aerodynamicznych cząstek7,8. Chociaż jest to przydatna technika, która jest bardziej fizjologicznie istotna niż bezpośrednie dostarczanie z powodu inhalacji w wyniku normalnego oddychania14, może nie być odpowiednia do początkowych badań, w których masa proszku jest ograniczona.
Alternatywnie, zgłoszono pewną liczbę urządzeń do bezpośredniego dostarczania suchego proszku do dotchawicy8,9,10,11,12,13. Urządzenia dotchawicze omijają nos i gardło, dostarczając proszek bezpośrednio do płuc i umożliwiając dokładniejszą kontrolę nad dostarczaną dawką14. Dodatkowo, niektóre urządzenia, zwłaszcza te przygotowane przy użyciu procedury załadunku ubijania9, mogą być przygotowywane z mniejszymi ilościami, co jest ważnym czynnikiem przy wstępnych badaniach potwierdzających słuszność koncepcji. Brak powszechnie dostępnych urządzeń do podawania dotchawiczego utrudnił ich zastosowanie, ograniczając ich dostępność i prowadząc do różnic międzylaboratoryjnych14. W tym badaniu proponujemy prosty, niedrogi, jednorazowy dozator do podawania dotchawiczego, który można wykorzystać do badań mysich typu proof-of-concept w zakresie opracowywania aerozoli suchego proszku.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Ustawą o Dobrostanie Zwierząt oraz Polityką Publicznej Służby Zdrowia w zakresie humanitarnej opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Protokół badania został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Tennessee. Zdrowym samicom myszy BALB/c, w wieku ~6-8 tygodni, podawano zawartość suchego proszku z jednego dozatora w aerozolu dopłucnym w celu przeprowadzenia badania farmakokinetycznego przy użyciu spektynamidu 1599 suche proszki9. Zwierzęta zostały pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów).
1. Przygotowanie dozownika i składników wypełniających
- Przytnij plastikową część luer igły ze stali nierdzewnej o długości 2.54 cm (1 cal) (21-25 G) za pomocą precyzyjnej piły do cięcia (patrz tabela materiałów) lub szlifierki taśmowej, aż pozostanie 2-3 mm plastikowej luer (Rysunek 1A i Rysunek 2A).
UWAGA: Jeśli używana jest szlifierka taśmowa, igła ze stali nierdzewnej może wymagać oczyszczenia za pomocą mniejszej igły lub drutu, aby usunąć ewentualne przeszkody. - Odetnij końcówkę (1-1,5 cm) stożkowej probówki wirówkowej o pojemności 0,6 ml. Napełnij końcówkę probówki 30-35 mg proszku.
UWAGA: Zobacz Reprezentatywne wyniki, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat przykładowych proszków użytych w niniejszym badaniu. Wydajność aerozolu proszkowego należy ocenić przed użyciem w tym zastosowaniu zgodnie ze standardową metodologią opisaną w rozdziale ogólnym USP <601> (patrz Tabela materiałów). - W przypadku przechowywania i (lub) transportu proszku, należy użyć nakrętki z tubki (odciętej) w celu zamknięcia fiolki. Uszczelnij folią parafinową, aby zminimalizować narażenie proszku na wilgoć z otoczenia podczas przechowywania i/lub transportu.
2. Ładowanie i montaż dozowników
- Wbij przyciętą igłę ze stali nierdzewnej w łoże proszku w stożkowej końcówce probówki wirówkowej o pojemności 0,6 ml tyle razy, ile jest to konieczne, aby osiągnąć pożądaną dawkę (Rysunek 2B). Delikatnie przetrzyj boki igły ze stali nierdzewnej wycieraczką o niskiej ilości kłaczków, aby usunąć nadmiar proszku (Rysunek 3).
- Delikatnie włóż załadowaną igłę ze stali nierdzewnej do igły polipropylenowej o długości 3.81 cm (1.5 cala) lub politetrafluoroetylenu (PTFE) o długości 5.08 cm (2 cale) (16-20 G) (patrz tabela materiałów), aby uniknąć przemieszczenia się proszku (Rysunek 1B,C i Rysunek 2C).
3. Dozowniki uruchamiające
- Pobrać jednorazową strzykawkę do żądanej objętości, która może się różnić w zależności od zastosowania.
UWAGA: W przypadku podawania dopulmononowego u myszy zwykle odpowiednie jest 0,15-0,6 ml8,9. - Przymocuj strzykawkę do zamka luer na igle z polipropylenu lub PTFE (Rysunek 2D).
- Włóż końcówkę igły dozownika do żądanego celu. W celu analizy zawartości proszku i odtwarzalności, należy wprowadzić igłę przez perforowaną przegrodę gumową lub film parafinowy do fiolki zawierającej niewielką ilość (np. 1-5 ml) wody i/lub rozpuszczalnika organicznego (np. etanolu), przy czym tożsamość i objętość rozpuszczalnika zależy od właściwości fizycznych aktywnego składnika farmaceutycznego (API) i metody oznaczania ilościowego.
- W przypadku podania myszom należy wprowadzić igłę do pierwszego rozwidlenia oskrzeli tchawicy znieczulonych myszy zgodnie z ustalonymi protokołami9,15.
- Mocno wciśnij strzykawkę, wypychając proszek z urządzenia do fiolki do pobierania (Rysunek 2E).
UWAGA: Ta sama technika musi być stosowana do dostarczania proszku do płuc myszy. - W celu analizy zawartości i odtwarzalności z fiolki do pobierania należy zastosować odpowiednią metodę analityczną dla konkretnego API, taką jak spektrofotometria UV-Visible (UV-Vis) lub wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Przed rozpoczęciem badania określono właściwości aerozolowe różnych proszków otrzymanych metodą suszenia rozpyłowego. Rozkład aerodynamicznej wielkości cząstek (APSD) opisano za pomocą masowej mediany średnicy aerodynamicznej (MMAD), reprezentującej wielkość dzielącą rozkład na dwie części na poziomie 50th percentyla (d50), oraz geometrycznej odchylenia standardowego (GSD), odzwierciedlającego szerokość rozkładu. GSD jest definiowane jako pierwiastek kwadratowy z ilorazu średnicy aerodynamicznej na ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Ponieważ myszy są obowiązkowymi oddychaczami przez nos, podawanie przez pasywną inhalację w celu wstępnych badań potwierdzających słuszność koncepcji sprawia, że skuteczność i oszacowanie dawki są trudne, ponieważ proszek musi przejść przez nos i gardło w sposób zależny od właściwości cząstek i skuteczności dyspersji proszku 7,8,14. Stosowanie dozowników opracowanych w niniejszym dokumencie omija nos i gardło, przy czym...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie ma dla nich konfliktu interesów.
Podziękowania
Autorzy pragną podziękować za dofinansowanie z National Institutes of Health (R01AI155922). Mikroskopię przeprowadzono w Chapel Hill Analytical and Nanofabrication Laboratory (CHANL), będącym członkiem North Carolina Research Triangle Nanotechnology Network, RTNN, która jest wspierana przez National Science Foundation, Grant ECCS-1542015, w ramach National Nanotechnology Coordinated Infrastructure, NNCI.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Probówki do mikrowirówek 0,6 ml | Fisher Scientific | 05-408-120 | |
| Waga analityczna | Mettler Toledo | AR1140 | Można użyć dowolnej wagi analitycznej o wystarczającym zakresie |
| igła ze stali nierdzewnej, 1 cal, 21 G | McMaster-Carr | 75165A681 | |
| igła ze stali nierdzewnej, 1 cal, 22 G | McMaster-Carr | 75165A683 | |
| igła ze stali nierdzewnej, 1 cal, 25 G | McMaster-Carr | 75165A687 | |
| Jednorazowa strzykawka z luer lock (1 ml) | również używać strzykawek | Fisher Scientific | 14-823-30 |
| Samice myszy BALB/c | Charles River, Wilmington, MA, USA | ||
| Wysokowydajny impaktor kaskadowy | Aparat impaktorowy nowej generacji | 5 | |
| Folia laboratoryjna (np. Parafilm) | Fisher Scientific | S37440 | |
| Wycieraczka o niskiej ilości kłaczków (np. Kimwipes) | Kimberly-Clark Professional | 34133 | |
| Inhalator suchego proszku o niskiej odporności | RS01 mod 7 | ||
| Igła polipropylenowa, 1,5 cala, 16 G | McMaster-Carr | 6934A111 | |
| Igła polipropylenowa, 1,5 cala, 18 G | McMaster-Carr | 6934A53 | |
| Igła polipropylenowa, 1,5 cala, 20 G | McMaster-Carr | 6934A55 | |
| Precyzyjna piła do cięcia | TedPella | 812-300 | Szlifierka taśmowa może być używana jako alternatywa |
| Igła z PTFE, 2 cale, 20 G | McMaster-Carr | 75175A694 | |
| USP General Chapter < 601> | http://www.uspbpep.com/usp31/v31261/usp31nf26s1_c601.asp |
Bibliografia
- Wu, X., Li, X., Mansour, H. M. Surface analytical techniques in solid-state particle characterization for predicting performance in dry powder inhalers. KONA Powder and Particle Journal. 28, 3-18 (2010).
- Maloney, S. E., Mecham, J. B., Hickey, A. J. Performance testing for dry powder inhaler products: towards clinical relevance. KONA Powder and Particle Journal. 40, 172-185 (2023).
- Maloney, S. E., et al. Spray dried tigecycline dry powder aerosols for the treatment of nontuberculous mycobacterial pulmonary infections. Tuberculosis. 139, 102306(2023).
- Kaur, J., et al. A hand-held apparatus for "nose-only" exposure of mice to inhalable microparticles as a dry powder inhalation targeting lung and airway macrophages. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 34 (1), 56-65 (2008).
- Yi, J., et al. Whole-body nanoparticle aerosol inhalation exposures. Journal of Visualized Experiments. (75), e50263(2013).
- Chung, Y. H., Han, J. H., Lee, Y. -H. A study on subchronic inhalation toxicology of 1-chloropropane. Toxicological Research. 31 (4), 393-402 (2015).
- Kuehl, P. J., et al. Regional particle size dependent deposition of inhaled aerosols in rats and mice. Inhalation Toxicology. 24 (1), 27-35 (2012).
- Manser, M., et al. Design considerations for intratracheal delivery devices to achieve proof-of-concept dry powder biopharmaceutical delivery in mice. Pharmaceutical Research. 40, 1165-1176 (2023).
- Stewart, I. E., et al. Development and characterization of a dry powder formulation for anti-tuberculosis drug spectinamide 1599. Pharmaceutical Research. 36 (9), 136(2019).
- Durham, P. G., et al. Disposable dosators for pulmonary insufflation of therapeutic agents to small animals. Journal of Visualized Experiments. (121), e55356(2017).
- Miwata, K., et al. Intratracheal administration of siRNA dry powder targeting vascular endothelial growth factor inhibits lung tumor growth in mice. Molecular Therapy: Nucleic Acids. 12, 698-706 (2018).
- Duret, C., et al. Pharmacokinetic evaulation in mice of amorphous itraconazole-based dry powder formulations for inhalation with high bioavailability and extended lung retention. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 86 (1), 46-54 (2014).
- Maloney, S. E., et al. Preparation strategies of the anti-mycobacterial drug bedaquiline for intrapulmonary routes of administration. Pharmaceuticals. 16 (5), 729(2023).
- Price, D. N., Kunda, N. K., Muttil, P. Challenges associated with the pulmonary delivery of therapeutic dry powders for preclinical testing. KONA Powder and Particle Journal. 36, 129-144 (2019).
- Qiu, Y., Liao, Q., Chow, M. Y. T., Lam, J. K. W. Intratracheal administration of dry powder formulation in mice. Journal of Visualized Experiments. (161), e61469(2020).
- Fiegel, J., et al. Preparation and in vivo evaluation of a dry powder for inhalation of capreomycin. Pharmaceutical Research. 25 (4), 805-811 (2008).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
