Artykuł metodologiczny

System perfuzji normamicznej o otwartym kodzie źródłowym przeznaczony dla naukowców

DOI:

10.3791/68722

⸱

18 lipca 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Surgical Oncology Program, National Cancer Institute, National Institutes of Health, 2Instrumentation Development and Engineering Application Solutions, National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering, National Institutes of Health, 3Radiology and Imaging Sciences, Department of Interventional Radiology, National Institutes of Health, 4Histopathology and Autopsy Pathology, Laboratory of Pathology, National Institutes of Health, 5Division of Cancer Treatment and Diagnosis, National Cancer Institute, National Institutes of Health, 6Department of Perioperative Medicine, National Institutes of Health, 7Blood Services Section, Department of Transfusion Medicine, National Institutes of Health, 8Translational Hepatology Section, Liver Disease Branch, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases, National Institutes of Health, 9Center for Immuno-Oncology, National Cancer Institute, National Institutes of Health

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu przedstawiamy protokół dla otwartego, modyfikowalnego normotermicznego systemu perfuzji ex vivo , zaprojektowanego w celu przezwyciężenia wysokich kosztów i ograniczonej elastyczności istniejących platform, umożliwiając bardziej dostępne, opłacalne i iteracyjne wykorzystanie w przedklinicznych badaniach biomedycznych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Integracja urządzeń do perfuzji ex vivo narządów ludzkich przed przeszczepem poprawiła wyniki leczenia biorców i zwiększyła dostępność narządów, a jednocześnie otworzyła nowe możliwości badań nad medycyną translacyjną. Maszyny te mają jednak ograniczoną dostępność do modyfikacji eksperymentalnych, a jednocześnie stanowią znaczną inwestycję początkową i zaporowe koszty użycia dla naukowca. Ponadto istnieje duże zapotrzebowanie na ulepszone modele przedkliniczne w badaniach biomedycznych, które pozwolą na autentyczne badanie procesów komórkowych w środowisku wielokomórkowym.

Aby zapewnić dostęp do podobnej technologii szerszej społeczności badawczej, skonstruowaliśmy opłacalną modułową normotermiczną maszynę perfuzyjną w całości z łatwo dostępnych części, uruchamianych z modyfikowalnym przez użytkownika kodem Pythona. Ponieważ system jest pozbawiony dostosowanego sprzętu, badacze mogą konstruować i rozbudowywać system zgodnie z wymaganiami dla zindywidualizowanych zastosowań badawczych.

W niniejszym artykule szczegółowo opisujemy konfigurację maszyny i proces perfuzji, przekazujemy nasze doświadczenia z narządami świń i ludzi oraz przedstawiamy wczesne wyniki eksperymentalne potwierdzające słuszność koncepcji. Badania te wykazują potencjał do badania patofizjologii i złożonych procesów komórkowych przy użyciu nienaruszonej tkanki ludzkiej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż krótkotrwała (<12 h) normotermiczna perfuzja maszynowa była wcześniej stosowana w nerkach i wątrobie przed przeszczepem 1,2,3,4,5, przedłużona normotermiczna perfuzja wątroby ex vivo stała się rzeczywistością w 2020 roku dzięki maszynie Liver4Life6. Intencją tej technologii była ekspansja żywotnych narządów dawców, ale możliwe zastosowania translacyjne były łatwo widoczne dla społeczności badawczej 7,8,9,10,11,12. Dla naukowców zajmujących się badaniami laboratoryjnymi i konwencjonalnych laboratoriów badawczych te narzędzia kliniczne są prawie na pewno poza zasięgiem ze względu na znaczne koszty początkowe i stałe12,13. Kliniczne normotermiczne maszyny perfuzyjne kosztują ponad 250 000 USD, a jednorazowe materiały jednorazowego użytku wahają się od 9 500 do 60 000 USD za przebieg 13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23. Co więcej, prawa własności i brak możliwości dostosowania istniejącej technologii sprawiają, że zastosowania naukowe stanowią wyzwanie.

Ogromne zapotrzebowanie na ulepszone modele przedkliniczne 24,25,26 w badaniach biomedycznych, w połączeniu z wyżej wymienionymi ograniczeniami, zainspirowało stworzenie modyfikowalnego systemu perfuzji o otwartym kodzie źródłowym (ryc. 1). Przy projektowaniu i opracowywaniu obwodów kierowano się zasadami wykorzystania kosztów, wymaganiami dotyczącymi przestrzeni laboratoryjnej i mobilnością w zastosowaniach translacyjnych. System może być zbudowany za 48 000-66 000 USD, a koszt każdej perfuzji waha się od 1 000 do 2 300 USD, co zostało osiągnięte dzięki integracji łatwo dostępnych pojedynczych komponentów uruchamianych przez kod do bezpłatnego pobrania. System został zoptymalizowany w iteracyjnym procesie wykorzystującym krew świni dawcy i przeterminowaną krew ludzką, wątroby świń i częściowe segmenty wątroby ludzkiej z sali operacyjnej (tabela uzupełniająca 1, tabela uzupełniająca 2 i tabela uzupełniająca 3). Narządy są umieszczone w zamkniętym zbiorniku, który optymalnie ustawia próbkę, aby zminimalizować martwicę ciśnienia, umożliwić idealną trajektorię kaniulacji, odpływ i zapewnić normotermię. W zbiorniku znajduje się około 2-3 l perfuzatu przed skierowaniem go do obwodów dopływowych. Hemodializa, która ma kluczowe znaczenie dla homeostazy elektrolitów i hemokoncentracji w perfuzjach wątrobowych 6,27,28,29, została zintegrowana za pomocą obwodu bocznego z niezależną pompą rolkową. Wlewy farmakologiczne wspomagają funkcje fizjologiczne (np. całkowite żywienie pozajelitowe (TPN), sole żółciowe itp.30), zwiększają napięcie naczyniowe (epoprostenol, fenylefryna), zapobiegają krzepnięciu (enoksaparyna) i infekcjom (piperacylina-tazobaktam, amfoterycyna). Fizjologiczne parametry perfuzji są zapewniane za pomocą czujników in-line w czasie rzeczywistym w celu uzyskania wartości gazometrii krwi, ciśnienia i przepływu. System pozwala na maksymalną adaptację użytkownika, dzięki czemu integracja komponentów sprzętowych może nastąpić w dowolnym punkcie obwodu. Co więcej, każdy z poszczególnych komponentów w obwodzie może być wymieniany lub modyfikowany, aby umożliwić dostosowanie do konkretnych pytań badawczych i potrzeb eksperymentalnych. Na przykład, obwód z podwójnym dopływem można zmienić w celu perfuzji narządów z pojedynczym dopływem (tj. nerek lub trzustki), po prostu usuwając złącze Y przed głowicami pompy, a do infuzji/pobierania próbek można zainstalować w dowolnym miejscu obwodu. Dodatkowo system jest uruchamiany z kodem Python, który umożliwia półautomatyczną perfuzję w oparciu o określony zestaw parametrów perfuzji podyktowany przez użytkownika końcowego (rysunek uzupełniający 1). Na przykład czujniki rejestrują ciągłe gazometrie krwi tętniczej (ABG), odczyty ciśnienia i przepływu, które działają jako dane wejściowe do realizacji poleceń wyjściowych w celu automatycznej regulacji przepływu gazu natleniacza, prędkości pompy itp. Graficzny interfejs użytkownika (GUI) pozwala na ręczne zastąpienie tej automatyzacji w razie potrzeby. Konfigurowalność obwodu jest jego znakiem rozpoznawczym i rozszerza ogólne zastosowanie tego systemu do szerokiego zakresu badań eksperymentalnych.

Dostęp do systemu w całości jest bezpłatny (https://github.com/CCR-SOP/OpenSourcePerfusionSystem.git), co zachęca do współpracy i innowacji w celu tworzenia nowych głębi wiedzy w wielu dziedzinach nauk translacyjnych.

figure-introduction-1
Rysunek 1: System perfuzyjny typu open source. (A) Schemat systemu perfuzji typu open source dla konfiguracji podwójnego dopływu do perfuzji wątrobowej. (B) Trójwymiarowe (3D) renderowanie systemu podczas perfuzji narządów z integracją oprogramowania, jak pokazano na ekranach. (C) Zdjęcie maszyny do perfuzji podczas eksperymentu z perfuzją świń. Uwidoczniona konfiguracja na rysunku służy wyłącznie do celów poglądowych. Podczas perfuzji sterylna serweta rozgrzewająca zakrywa narząd, aby utrzymać sterylną obudowę. Czujnik P/F: Czujniki ciśnienia i przepływu. HA: Tętnica wątrobowa. PW: Żyła portalowa. HV: Żyła wątrobowa. BD: Przewód żółciowy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten został przeprowadzony zgodnie ze standardami etycznymi Komitetu Etyki Badań Naukowych na Ludziach naszej instytucji i jest zgodny ze wszystkimi obowiązującymi wytycznymi i przepisami dotyczącymi badań z udziałem ludzi i tkanek.

1. Konfiguracja maszyny

  1. Przygotowanie stołu
    1. Wysterylizuj blat i wózek mobilny 70% alkoholem w sprayu i dokładnie wytrzyj. Umieść wózek mobilny prostopadle do lewej strony stołu. Przed podłączeniem wszystkich przewodów i sprzętu w całym protokole, spryskaj 70% alkoholem lub autoklawem, jeśli dotyczy, w celu sterylizacji.
      UWAGA: Przed jakimkolwiek obchodzeniem się z narządami lub interwencją należy użyć sterylnych rękawiczek i sprayu nasączonego alkoholem, aby ułatwić sterylność przed i w trakcie perfuzji.
    2. Przykryj stanowisko pracy sterylnymi niebieskimi zasłonami, a następnie chłonnymi podkładami.
    3. Przymocuj uchwyt zbiornika do nogi wózka znajdującej się najbliżej ławki z pierścieniem wystającym na zewnątrz, około 12 cali poniżej dolnej części górnej części stanowiska pracy.
    4. Umieść lejek bębna po prawej stronie stanowiska pracy z wylewką wystającą poza przednią krawędź stołu. Wytnij okrągłą piankę z pamięcią kształtu, aby wypełnić podstawę bębna, pozostawiając 4-calową szczelinę na odpływ w pobliżu wylewki. Umieść membranę pod pianką podłączoną do respiratora.
    5. Zaopatrz się w 2 koce grzewcze do podgrzewania wody i umieść je na wkładce piankowej z rurką łączącą skierowaną w lewy górny róg koca. Odetnij białe zaciski od rurki i włóż męski zadzior Luer 3/16" do każdej rurki. Zabezpiecz 1 przewód doprowadzający i 1 odpływowy z przewodów zbiornika podgrzewania wody Y do każdego koca.
    6. Zdobądź sterylną zasłonę ocieplającą i zidentyfikuj środkowy niebieski kwadrat. Złóż dwukrotnie na pół i odetnij 2 mm od rogu zagięcia, aby utworzyć otwór odpływowy. Umieść sterylną serwetkę na bębnie tak, aby wycięty otwór znajdował się w jednej linii z wylewką odpływową.
    7. Uzyskaj wydrukowane w 3D złącze wylotowe i umieść magnes w rowku. Umieść pod zasłoną przez wylewkę odpływową i wyrównaj wycięty otwór do otworu w złączu i magnesie. Umieść drugi magnes wyrównany z odpływem, aby zabezpieczyć zasłonę.
    8. Podnieś nadmiar serwety, aby przykryć cały lejek bębna i zabezpiecz gumką/elastycznymi opaskami. Złóż nadmiar serwety na wierzchu, aby stworzyć sterylną barierę. Załóż drugi płaszcz wodny na wierzch złożonej zasłony.
    9. Wytnij ~30-calowy kawałek rurki 1/4" i przymocuj bliższy aspekt do elementu wylotowego od dołu wylewki lejka bębna, a aspekt dystalny do zadzioru dopływu zbiornika.
  2. Przygotowanie pompy i natleniacza
    1. Umieść pompy na wózku mobilnym najbliżej krawędzi stanowiska pracy ze stojakiem i dwoma zaciskami bezpośrednio za pompami, tak aby zaciski znajdowały się 6 cali nad pompami.
    2. Zaopatrz się w 2 głowice pomp i zabezpiecz je w pompach.
    3. Zdobądź 2 oksygenatory i umieść je w zaciskach przymocowanych do stojaków w konfiguracji poziomej. Ustaw oksygenatory tak, aby zadzior był skierowany na zewnątrz, a boczny zadzior był skierowany w prawo.
      UWAGA: Natleniacze ze złączami Luer wymagają alternatywnej konfiguracji z etykietą skierowaną na zewnątrz i wewnętrznymi zębami skierowanymi do góry.
  3. Przygotowanie mieszalnika gazów
    1. Wytnij dwa (2) 4-calowe kawałki rurki 1/8" i włóż męski 1/8" Luer do końców każdej rurki. Podłącz jedną rurkę do każdego dopływu gazu tętniczego i żylnego.
    2. Wytnij dwa (2) kawałki rurki 1/4" 2" i przymocuj żeński Luer 1/4" na jednym końcu. Dopasuj każdy z tych elementów rurki do prawych górnych zadziorów każdego natleniacza.
    3. Podłącz rurkę doprowadzającą gaz tętniczy i żylną 1/8" do prawego górnego złącza Luer odpowiednich natleniaczy.
  4. Przygotowanie obwodu hemodializy
    1. Usuń wszystkie rurki z zestawu do hemodializy, z wyjątkiem tych, które prowadzą bezpośrednio do filtra (niebieskie, czerwone, zielone i żółte linie). Przymocuj filtr do tablicy perforowanej z tyłu stacji roboczej, ~12" po prawej stronie pomp lub w jednej linii ze zbiornikiem.
    2. Umieść 1 dużą pompę rolkową bezpośrednio po prawej stronie filtra, aby zapewnić dopływ krwi. Umieść 2 mniejsze pompy perystaltyczne po prawej stronie pompy rolkowej do krwi.
      1. Zaopatrz się w dwie (2) rurki perystaltyczne 1/8i umieść w białej pompie clamp. Przymocuj dwie (2) żeńskie kolce Luer 1/8th na każdym końcu każdej rurki.
    3. Zawieś 5-litrowy worek dializatu po prawej stronie stanowiska pracy.
      1. Podłącz worek dializatu do dopływu filtra hemodializy, podłączając 1/8 rurki do złącza Luer worka. Podłącz męski 1/8 Luer do końca tej rurki i przymocuj go do rurki pompy perystaltycznej dopływu.
    4. Dopływ/odpływ dializatu: Uzyskaj 3 1/8rurki z każdym końcem wyposażonym w męski 1/8th Luer.
      1. Dopływ: Podłącz proksymalny koniec do dystalnego aspektu rurki pompy i dystalny koniec do żółtego przewodu dopływowego (z 1/8 żeńskim Luer) do filtra hemodializy.
      2. Odpływ: Podłącz proksymalny koniec do zielonej rurki odpływowej (z 1/8 żeńskim Luer) i dystalny koniec do rurki pompy perystaltycznej odpływu. Podłącz 1/8 rurki do dystalnego aspektu pompy perystaltycznej i spuść ją do worka na odpady za pomocą złączy Luer.
  5. Tworzenie obwodu proksymalnego
    1. Umieść zbiornik w uchwycie zbiornika z numerami zewnętrznymi i złączem z żółtą nasadką skierowanym na zewnątrz.
    2. Przeciąć ~36" rurki 5/16" i podłączyć proksymalny koniec do odpływu na dnie zbiornika. Podłącz złącze Y 5/16" do dystalnego końca tej rurki.
    3. Wytnij dwie (2) długości rurki 5/16" 4" i podłącz je do końca złącza Y. Przymocuj każdy z końców tych 4-calowych rurek do poziomego bolca każdej z głowic pompy.
    4. Wytnij dwie (2) 4-calowe rurki 1/4" i podłącz 1 z każdym z pionowych zadziorów głowic pompy. Połącz aspekt dystalny z lewym dolnym bolcem każdego dotleniacza.
    5. Wytnij dwie (2) długości rurki 1/4" o długości 2" i podłącz żeńską rurkę Luer do jednego końca. Dodaj męską nasadkę Luer i przymocuj ją do prawego dolnego bolca każdego dotleniacza.
  6. Tworzenie obwodu żylnego
    1. Wytnij jedną (1) rurkę o długości 30 cali 5/16" i przymocuj bliższy koniec do odpływu (prawego) zadzioru dotleniacza żylnego. Przetnij na pół i umieść łącznik Y 5/16" na dystalnym końcu cięcia. Ponownie przymocuj drugą połowę do górnego zadzioru łącznika Y.
    2. Boczny obwód próbkowania: Wytnij jeden (1) 2-calowy kawałek rurki 1/4" i rozciągnij proksymalny koniec za pomocą sterownika igłowego. Podłącz go do drugiego zadzioru złącza Y 5/16".
      1. Zaopatrz się w czujnik kuwetowy. Podłącz stronę kolczastą do rurki 2" podłączonej do złącza Y. Odetnij 1-2" dystalnej rurki kuwety i podłącz do męskiego 1/4" Luer. Po kalibracji przymocuj do bliższego końca czujnika bocznikowego, a po stronie dystalnej podłącz męski 1/8" Luer do rurki 1/8".
      2. Podłącz poziomy aspekt żeńskiego złącza T do rurki 1/8" i męskiego Luer. Do prostopadłego aspektu podłącz klawer do pobierania próbek. Podłącz męski Luer 1/8" do pozostałego poziomego aspektu złącza T.
      3. Przeciąć 12" rurki 1/8", przymocować bliższy koniec do klawu do pobierania próbek i przymocować męski Luer 1/8" do dystalnego końca. Podłącz to do innego żeńskiego złącza T. Po jednej stronie żeńskiego złącza T podłącz męski Luer 1/4" i podłącz do kanału dopływowego za pomocą rurki 2" lub 1/4".
    3. Wróć do dystalnego końca rurki 5/16" i podłącz kolejne złącze Y 5/16". Uzyskaj ~55" rurki 1/4" i przymocuj do górnego końca złącza Y 5/16".
    4. Tworzenie obwodu krwi w hemodializie: Podłącz męski Luer 1/4" do dystalnego końca rurki 1/4". Umieść rurkę przez dużą pompę rolkową. Podłącz do dopływu krwi w górnej części filtra hemodializy (rurka wyłożona niebieską wyściółką).
      1. Wytnij jeden (1) 24-calowy kawałek rurki 1/4" i podłącz męski 1/4" Luer do bliższego aspektu. Podłącz tę rurkę do filtra hemodializy odpływu krwi (rurka z czerwoną wyściółką). Połącz aspekt dystalny z króćcem dopływowym zbiornika.
    5. Wróć, aby zakończyć obwód dopływu żylnego prowadzący do próbki. Wytnij jeden (1) 36-calowy kawałek rurki 1/4" i rozciągnij go, aby pasował do zadzioru złącza Y 5/16".
    6. Miejsce infuzji leku: Zaopatrz się w 3 czterodrogowe kurki i podłącz liniowo. Podłącz ten element do prostopadłego ramienia żeńskiego złącza T. Do wbudowanych ramion żeńskiego złącza T podłącz dwa męskie Luery 1/4". Włóż kawałek 12" od lewej strony rurki.
    7. Przymocuj zewnętrzne czujniki przepływu do rurki 1/4" za miejscem infuzji leku. Zaopatrz się w mocowanie 1 9" i zabezpiecz na poziomie lejka bębna. Wykonaj nacięcie 2" dystalnie do końca czujników przepływu i włóż czujniki ciśnienia z zadziorami do rurki 1/4". Umieść dystalną część rurki na środku lejka bębna. Zarezerwuj jeden (1) 1/4" męski Luer do kaniulacji żylnej w próbce.
  7. Tworzenie obwodu tętniczego
    1. Wytnij kolejny ~30" kawałek rurki 5/16" i przymocuj proksymalny koniec prawego króćca odpływowego dotleniacza tętniczego. Przetnij tę rurkę mniej więcej do połowy i podłącz jedno złącze Y 1 5/16".
    2. Boczny obwód próbkowania: Utwórz zduplikowany boczny obwód próbkowania zgodnie z opisem w kroku 1.6.2 i podłącz go do dolnego elementu złącza Y, pomijając kuwetę. Po zakończeniu podłącz odpływ 1/8" Luer do złącza T.
    3. Wytnij jeden (1) 36-calowy kawałek rurki 1/4" i zamontuj go na zadziorze złącza Y 5/16".
    4. Powtórz krok 1.6.7. Zarezerwuj jeden (1) męski Luer 1/4" do kaniulacji tętniczej w próbce.
  8. Tworzenie odpływu żylnego
    1. Wytnij ~30" rurki 1/4" i przymocuj 1 męski 1/4" Luer do bliższego końca, aby przymocować do odpływu żyły głównej dolnej (IVC) próbki. Przymocuj dystalny koniec do jednego z króćców dopływowych zbiornika.
    2. Odetnij tę rurkę ~ 6" od zbiornika i przymocuj 2 1/4" męskie Luery do każdego końca. Wprowadzić żeńskie T z klawerą przymocowaną do prostopadłej części w celu pobrania próbki.
  9. Wprowadzić perfuzat do obwodu zgodnie z opisem w kroku 4. Ponownie podgrzej i podłącz próbkę zgodnie z opisem w kroku 6.1.4. lub krok 6.2.4. i rozpocząć perfuzję.

2. Kalibracja czujnika CDI

  1. Upewnij się, że butle z gazem kalibratora są pełne i zainstalowane zgodnie z instrukcją obsługi oraz że monitor jest ustawiony w trybie kalibracji. Kalibruj zgodnie z instrukcjami producenta.
  2. Po zakończeniu kalibracji odłącz aparaturę czujnik-przewód-głowica od monitora i natychmiast zintegruj ją z odpowiednimi obwodami po stronie żylnej i tętniczej. Połączenia typu luer są tworzone w krokach 1.6.2 i 1.7.2.

3. Inicjacja kodu

  1. Pobierz, zainstaluj i otwórz kod języka Python znajdujący się w repozytorium GitHub. Upewnij się, że instalacja oprogramowania Python i PyCharm jest prawidłowa.
  2. Utwórz unikatową gałąź dla każdego przebiegu perfuzji, aby uzyskać dokładne rejestrowanie danych. Po zainicjowaniu zostanie wyświetlony graficzny interfejs użytkownika z dwoma oknami. Ustaw jedno okno na wyświetlacz, aby łatwo sterować sprzętem i wyświetlać parametry perfuzji.
  3. Dostosuj parametry perfuzji ręcznie lub zautomatyzuj perfuzję za pomocą odpowiednich przycisków wyświetlanych w graficznym interfejsie użytkownika (rysunek uzupełniający 1).

4. Tworzenie perfuzjatu i gruntowanie systemu

  1. Zalej obwód około 2 godziny przed perfuzją narządów, aby umożliwić korektę zaburzeń metabolicznych/elektrolitowych, rozgrzanie do normotermii i podanie leków przeciwzakrzepowych, antybiotyków i innych farmaceutyków.
  2. Perfuzat wieprzowy
    1. Pobrać 2 litry krwi całej świni typu OO i wprowadzić ją do zbiornika, odsączając ją przez otwartą strzykawkę o pojemności 50-100 ml. Weź około 1 ml krwi pełnej i zmierz podstawowe pH, elektrolity i hematokryt na maszynie przyłóżkowej.
    2. W razie potrzeby podawać porcje 8,4% wodorowęglanu sodu, aby przeciwdziałać kwasowości spowodowanej środkami konserwującymi zimną krew. W razie potrzeby rozpocznij hemodializę, aby znormalizować hiperkaliemię i kwasicę mleczanową i dostosować do pożądanego stężenia hematokrytu. Dostosuj przepływ gazu do miareczkowania do fizjologicznych poziomów pO2 i pCO2.
    3. Leki należy podawać w sposób opisany poniżej (punkt 5).
    4. Zachowaj 1-2 l krwi pełnej typu OO do przerywanych bolusów w razie potrzeby, aby utrzymać hematokryt na poziomie ~ 30-40% przez cały eksperyment perfuzyjny.
  3. Perfuzja ludzka
    1. Uzyskanie produktów krwiopochodnych o dopasowanym typie z banku krwi (prawie przeterminowanych lub oddanych do celów badawczych).
      UWAGA: Do każdego eksperymentu perfuzyjnego wymagane jest około 4 jednostek upakowanych czerwonych krwinek (RBC) i osocza.
    2. Umyj pRBC, aby usunąć konserwanty i znormalizować zaburzenia elektrolitów z granulek RBC przed zalewaniem. Umyj krwinki czerwone dwa razy.
      1. Mycie RBC: Umieść pRBC i 0,9% NaCl w stosunku 1:1 w probówce wirówkowej. Wirować przy 1300 × g przez 15 min. Usunąć supernatant za pomocą pipety i odczytać podawanie świeżego 0,9% NaCl w stosunku 1:1 do osadu RBC. Ponownie odwirować jak powyżej i usunąć 2. supernatant do końcowego przemytego osadu RBC.
    3. Wprowadzić umyte granulki RBC do zbiornika za pomocą otwartej strzykawki o pojemności 50-100 ml. Umieść 4 jednostki osocza w zbiorniku i rozpocznij krążenie.
    4. Zainicjuj dializy, koce rozgrzewające i dopływ gazu, gdy perfuzat zacznie krążyć.
    5. Pobrać próbkę perfuzatu i w razie potrzeby zastosować interwencje farmakologiczne, aby zapewnić jak najbardziej fizjologiczne poziomy perfuzatu przed perfuzją narządów.
    6. Umyj i wprowadź dodatkowe przemyte granulki pRBC i miareczkuj stan objętości za pomocą hemodializy, jeśli to konieczne, aby utrzymać poziom hematokrytu na poziomie 30-40%.

5. Interwencja farmakologiczna i przygotowanie infuzji

  1. Podawanie antybiotyków i leków przeciwgrzybiczych
    1. Połączyć dwie fiolki po 2,5 g piperacyliny/tazobaktamu w sterylnym pojemniku na próbkę z 40 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej. Dodaj 10 ml do zbiornika jako "antybiotyk podstawowy".
      1. Rozcieńczyć pozostałą mieszaninę 60 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej i podzielić na dwie strzykawki o pojemności 50 ml. Podłączyć jedną strzykawkę do pompy strzykawkowej i zaprogramować ciągłe dostarczanie 41 μl/min do miejsca infuzji leku z żyły wrotnej (krok 1.6.6).
      2. Pozostały antybiotyk należy przechowywać w lodówce o temperaturze 4 °C.
    2. Rozpuścić jedną fiolkę 50 mg amfoterycyny w 10 ml jałowej wody.
      1. Pobrać 1 ml stężonej amfoterycyny i połączyć ją z 9 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej. Podać 10 ml mieszaniny do zbiornika, aby służyła jako "przeciwgrzybicza podstawa" na początku perfuzji.
      2. Podawać 1 ml stężonej amfoterycyny co 12 godzin do zbiornika.
  2. Leki przeciwzakrzepowe
    1. Połącz 1 ml (100 mg) enoksaparyny z 49 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej. Podawać mieszaninę 5 ml na litr perfuzatu na początku perfuzji, aby uzyskać "prymat przeciwzakrzepowy".
      1. Pozostały roztwór enoksaparyny przechowywać w lodówce o temperaturze 4 °C.
      2. Roztwór enoksaparyny (5 ml/1 l perfuzatu) należy podawać co 12 godzin do zbiornika.
  3. Steroidy
    1. Rozpuścić 1 g metyloprednizolonu w 20 ml jałowej wody.
    2. Przed rozpoczęciem perfuzji należy przygotować system zgodnie ze specyfikacją dawkowania: Wątroby świń otrzymują 10 ml (500 mg) metyloprednizolonu. Częściowe wątroby ludzkie otrzymują 2 ml (100 mg) solumedrolu.
    3. Rozcieńczyć pozostałą mieszaninę 40 ml soli fizjologicznej w strzykawce o pojemności 50 ml i umieścić w pompie strzykawkowej, aby w sposób ciągły dostarczać 33 μl/min do miejsca infuzji leku do żyły wrotnej (krok 1.6.6).
  4. Żywienie pozajelitowe i sole żółciowe
    1. Rozpuść 1,7 g kwasu taurocholowego w 50 ml 10% aminokwasu + elektrolitu skoncentrowanego składnika żywienia pozajelitowego TPN (niezmieszanego z dekstrozą) w sterylnym kubku na próbkę. Pobrać do strzykawki o pojemności 50 ml i umieścić w pompie strzykawkowej, aby w sposób ciągły dostarczać 83 μl/min do miejsca infuzji leku z żyły wrotnej (krok 1.6.6).
  5. Regulacja tonu naczyniowego
    1. Rozszerzenie naczyń krwionośnych: Rozpuścić 0,5 mg epoprostenolu w 50 ml jałowego roztworu soli fizjologicznej w sterylnym kubku i umieścić w strzykawce o pojemności 50 ml. Umieścić go w pompie strzykawkowej i podłączyć do clave proksymalnego do czujnika przepływu w tętnicy wątrobowej.
      1. Bolus lub infuzja ciągła (10 μl/min) w zależności od potrzeb, aby osiągnąć pożądane średnie ciśnienie tętnicze i/lub przeciwdziałać skurczowi naczyń krwionośnych.
    2. Zwężenie naczyń krwionośnych: Rozcieńczyć 5 ml (50 mg) fenylefryny 45 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej w sterylnym kubku i umieścić w strzykawce o pojemności 50 ml. Przechowywać mieszaninę w lodówce o temperaturze 4 °C i bolusie w zależności od potrzeb, aby utrzymać pożądane średnie ciśnienie tętnicze.
      UWAGA: Jest to rzadko wymagane, a rekonstytucję można pominąć i wdrożyć tylko w razie potrzeby.
  6. Kalibracja czujnika ciśnienia i przepływu
    1. Kalibracja ciśnienia: Kalibracja czujników ciśnienia bez przepływu perfuzatu. Ponownie wyzeruj czujniki, jeśli odczyt ciśnienia jest niezerowy wyświetlany zgodnie z instrukcjami producenta, gdy koniec rurki jest otwarty dla powietrza przy ciśnieniu 0 mmHg. Upewnij się, że pomiary ciśnienia są prawidłowe, delikatnie zasłaniając zarówno proksymalny, jak i dystalny koniec rurki, aby wytworzyć podwyższone ciśnienie.
    2. Kalibracja przepływu: Skalibruj, gdy obwód krąży perfuzatu przed perfuzją narządów, aby zapewnić dokładny pomiar. Zaciśnij rurkę dystalnie do czujników przepływu, aby odciąć przepływ. Ponownie wyzeruj czujniki przepływu, jeśli wyświetlane jest niezerowe natężenie przepływu zgodnie z instrukcjami producenta. Odblokuj rurkę, aby umożliwić przepływ i dokładny pomiar przepływu.

6. Pobieranie wątroby

  1. Skup trzody chlewnej
    UWAGA: Wątroby wieprzowe są pozyskiwane w lokalnym sklepie mięsnym zgodnie z protokołami USDA dotyczącymi humanitarnego obchodzenia się z zwierzętami gospodarskimi. Sekcja jest prowadzona przez zespół badawczy w celu uwzględnienia żyły głównej pod- i nadwątrobowej oraz przewodu żółciowego.
    1. Wysterylizuj wątrobę rozcieńczonym jodem w sterylnym roztworze soli fizjologicznej i umieść ją w sterylnej misce na lodzie. Zidentyfikuj żyłę wrotną, tętnicę wątrobową, żyłę główną górną i wspólny przewód żółciowy, kaniuluj i zabezpiecz jedwabnymi opaskami 4-0.
      UWAGA: Przewód żółciowy jest często kaniulowany za pomocą fenestrowanego cewnika naczyniochłonnego ze względu na jego małą średnicę i w celu zapobieżenia niedrożności dróg żółciowych w różnych układach żółciowych świń.
    2. Przepłukać kaniulowaną żyłę wrotną i tętnicę wątrobową 3 litrami zimnego sterylnego roztworu soli fizjologicznej (2 l PV: 1 l HA), a następnie 1 l roztworu do konserwacji zimnych narządów (750 ml PV: 250 ml HA). Zanurz wątrobę w roztworze do konserwacji zimnych narządów z lodem do transportu.
    3. Zalać system zgodnie z powyższym opisem (krok 4.1) do momentu osiągnięcia parametrów fizjologicznych.
    4. Zanurz kaniulowaną wątrobę w podgrzanej sterylnej soli fizjologicznej w celu szybkiego ponownego rozgrzania i usunięcia wszelkich zatorów powietrznych. Podłącz odpowiednią rurkę dopływową do żyły wrotnej i kaniul tętnicy wątrobowej. Miareczkowanie prędkości pompy dla fizjologicznych wartości przepływu i ciśnienia.
    5. Podłącz kaniulę żyły głównej do rurki odpływowej, aby ułatwić odpływ do zbiornika w celu zamknięcia obwodu.
    6. Opróżnij woreczek żółciowy z resztek żółci przed podłączeniem rurki strzykawki do kaniuli przewodu żółciowego i stożkowej fiolki do pobrania.
  2. Zaopatrzenie ludzkie
    1. Zalać system zgodnie z powyższym opisem (krok 4.1).
    2. Pobrać próbki ludzkie po wskazanym standardzie opieki onkologicznej resekcjach. Pomiar natężenia przepływu in vivo za pomocą śródoperacyjnego ultrasonografu w celu kalibracji w systemie ex vivo . Zidentyfikuj odcinkową żyłę wrotną, tętnicę wątrobową i przewód żółciowy podczas sekcji chirurgicznej. Przeciąć triadę zgodnie ze standardową techniką chirurgiczną i przekazać próbkę pola operacyjnego na sterylny tylny stół.
    3. Zidentyfikuj i kaniuluj odcinkową żyłę wrotną, tętnicę wątrobową, żyłę wątrobową i przewód żółciowy, zabezpiecz jedwabnymi opaskami 4-0 lub szwem prolenowym.
      UWAGA: Pomiń kaniulację odpływową, jeśli segment nie ma dominującej żyły odpływowej, aby uniknąć zastoinowej hepatopatii. Odpływ z basenu pełni wtedy funkcję rurki odpływowej żyły wątrobowej/IVC.
    4. Wróć do laboratorium ex vivo i zważ próbkę. Zanurz próbkę w podgrzanej sterylnej soli fizjologicznej i podłącz odpowiednie rurki doprowadzające/odpływowe. Podłączyć kaniulę przewodu żółciowego do rurki strzykawki w celu drenażu do stożkowej fiolki.
    5. Rozpocznij przepływ pompy perfuzyjnej i miareczkowej dla żądanych parametrów perfuzji przepływu i ciśnienia.

7. Miareczkowanie parametrów perfuzji

  1. Perfuzat próbki z przedwątrobowych (obwody boczne HA i PV) i zawątrobowych (IVC lub odpływ z basenu) w wielu punktach czasowych w celu miareczkowania parametrów perfuzji w oparciu o gazometrię w miejscu opieki nad pacjentem, elektrolit oraz wartości hematokrytu i hemoglobiny.
  2. Kalibruj czujniki CDI podczas perfuzji, korzystając z ręcznych analiz próbek.
  3. Dostosuj odpowiednio dopływ i odpływ hemodializy, aby utrzymać stan objętości i stężenie hematokrytu na poziomie 30-40% oraz skorygować wszelkie zaburzenia metaboliczne i elektrolitowe.
  4. Ręcznie dozuj porcje 5% dekstrozy, wolnej wody, 8,4% wodorowęglanu sodu i 0,9% NaCl w razie potrzeby, aby skorygować nieprawidłowości elektrolitowe.

8. Warianty obwodu perfuzyjnego

  1. Adaptacja transportowa
    1. Podłącz pompy do mobilnego źródła zasilania na czas pracy, aby ułatwić ciągłą perfuzję w drodze do urządzenia do obrazowania. Podłącz mobilne źródło zasilania do gniazdka sieciowego, aby naładować zewnętrzną baterię podczas perfuzji.
    2. Odłącz mobilne źródło zasilania od ściennego gniazdka sieciowego po zakończeniu eksperymentu perfuzyjnego.
    3. Odłączyć dopływ gazu do natleniaczy. Odłącz obwód boczny hemodializy i odłącz dopływ krwi do filtra. Odstaw pompy dializatowe.
    4. Wyjmij czujniki przepływu z rurki dopływowej. Odłącz wlewy leków i wyłącz kurki. Odłącz czujniki ciśnienia od wtyczki wejściowej/wyjściowej.
    5. Ostrożnie przenieś lejek bębna i rurki do mobilnego wózka, który teraz jest niezależną jednostką i może być transportowany do zestawu obrazowania.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reprezentatywne wybiegi dla świń
Całe wątroby świń zostały pozyskane od lokalnego rzeźnika w celu zapewnienia efektywności kosztowej i poddane perfuzji w różnych fazach optymalizacji i testowania rozwoju maszyn (Tabela uzupełniająca 1). Oceniane są tutaj pierwsze 24 godziny z trzech reprezentatywnych przebiegów wątrobowych (ryc. 2). Średnie ciśnienie w tętnicy wątrobowej wynosiło odpowiednio 80 mmHg ± 11 mmHg, a średnie ciśnienie w żyle wrotnej 7,1 mmHg ± 3,3 mmHg przy przepływach odpowiednio 107 ml/min ± 102 ml/min i 501 mL/min ± 329 ml/min. Duże odchylenia standardowe ciśnienia i przepływów korelują z dużą różnicą w wielkości wątroby, u świń o wadze od 50 funtów do 350 funtów. Podwójne obwody dopływu pozwalają na fizjologiczne różnicowanie tlenu ze średnim nasyceniem tętnic (SO2) 95 ± 7,4% w porównaniu ze średnim SO2 żyły wrotnej wynoszącym 85 ± 13% (p < 0,001). OdpływSO2 z żył wątrobowych wynosił 74 ± 18%, co świadczy o zużyciu tlenu (p < 0,01), a pomiary pH obwodowego mieściły się w zakresach fizjologicznych i wynosiły 7,2 ± 0,09. Dodatkowe parametry fizjologiczne, takie jak całkowita hemoglobina (9 ± 2,5 g/dl), poziomy hematokrytu (28,3 ± 6,4%), poziom glukozy (477 ± 15 mg/dl) oraz zmiany mleczanu (3,0 ± 2,5 mmol) i potasu (-0,77 ± 2,3 mmol) były monitorowane przez cały czas perfuzji poprzez pobieranie próbek w regularnych odstępach czasu. W przypadku perfuzji świń produkcja żółci wskazywała na żywotność narządów. Pęcherzyk żółciowy został ręcznie opróżniony, gdy narząd stał się normotermiczny, a wspólny przewód żółciowy został podłączony do małej rurki w celu pobrania. Całkowita produkcja żółci podczas perfuzji wynosiła 41 ± łącznie 6,9 ml, z szybkością 6,9 ± 4,0 ml / h.

figure-results-1
Rycina 2: Wskaźniki perfuzjatu podczas perfuzji wątroby świni (n = 3). (A) Średnie szybkości przepływu krwi (ml/min) przez tętnicę wątrobową i żyłę wrotną w czasie. (B) Średnie ciśnienie dopływu krwi (mmHg) do tętnicy wątrobowej i żyły wrotnej w czasie. (C) Porównanie procentowego wysycenia RBC O2 między tętnicą wątrobową, żyłą wrotną i żyłą główną dolną, wykazujące różnicę tlenu między podwójnymi dopływami a zużyciem tlenu w odpływie. Stwierdzono istotne statystycznie różnice pomiędzy wysyceniem żyły wrotnej i tętniczej (p < 0,0001), wysyceniem żyły wrotnej i IVC (p < 0,01) oraz wysyceniem tętniczym i IVC (p < 0,0001). (D) Ocena pH krwi między tętnicą wątrobową, żyłą wrotną i żyłą główną dolną. (E) Poziomy hematokrytu (%) i hemoglobiny (g / dl) (u góry) podczas perfuzji, oprócz zmiany PV potasu (mmol) (na dole) jako markera hemolizy. (F) Poziomy glukozy w zbiorniku odzwierciedlające średni obwód glukozy (mg/dl) podczas perfuzji. (G) Zmiana poziomu mleczanu (mg / dl) podczas perfuzji w porównaniu z wartościami mleczanu w czasie 0 w dopływie do tętnicy wątrobowej, odpływie IVC i perfuzacie systemowym. (H) Produkcja żółci (ml) w czasie podczas perfuzji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Reprezentatywne przebiegi ludzkie
Trzy segmenty wątroby ludzkiej zawierające guz poddano perfuzji, a czas trwania perfuzji wynosił od 48 do 72 godzin, w zależności od wymagań eksperymentu (ryc. 3). Aby porównać dane między reprezentatywnymi seriami aplikacji, oceniliśmy pierwsze 48 godzin wartości biochemicznych. Perfuzja przybliżona in vivo z ciągłym niskociśnieniowym, wysokoobjętościowym napływem żylnym wrotnym i pulsacyjnym wysokociśnieniowym napływem tętniczym o małej objętości, które są wyświetlane w czasie rzeczywistym, aby umożliwić łatwe miareczkowanie. Jeśli wątroba nie osiągnęła fizjologicznych wartości biochemicznych w ciągu dwóch godzin od perfuzji, eksperyment przerywano. W przypadku udanych perfuzji wątrobowych średnie ciśnienie w tętnicy wątrobowej wynosiło 84 mmHg ± 11 mmHg, a średnie ciśnienie w żyle wrotnej wynosiło 9 mmHg ± 4 mmHg przy przepływach odpowiednio 113 ml/min ± 66 ml/min i 317 ml/min ± 302 ml/min. Podwójne obwody dopływu pozwalają na fizjologiczne różnicowanie tlenu ze średnim nasyceniem tętnic (SO2) 98% ± 3% w porównaniu ze średnim SO2 żyły wrotnej wynoszącym 92% ± 7% (p < 0,0001). SO2 odpływu z żył wątrobowych wynosił 86% ± 9%, co wskazuje na zużycie tlenu (p < 0,0001), a pomiary pH w całym systemie mieściły się w zakresach fizjologicznych na poziomie 7,3 ± 0,09. Dodatkowe parametry fizjologiczne, takie jak całkowita hemoglobina (10,2 g/dl ± 1,6 g/dl), poziomy hematokrytu (30,2% ± 5,5%), poziom glukozy (170 mg/dl ± 68 mg/dl) oraz zmiany mleczanu (3,6 mmol/l ± 2,2 mmol/l) monitorowano przez cały czas perfuzji poprzez pobieranie próbek w regularnych odstępach czasu. W reprezentatywnej serii wyprodukowano średnio 1,4 ml/h żółci. Przed i po zakończeniu eksperymentów perfuzyjnych pobierano biopsje do analizy tkanek. Reprezentatywne skrawki tkanek wykazują miąższ wątroby, przerzutowy guz neuroendokrynny i gruczolakorak jelita grubego z przerzutami po perfuzji.

figure-results-2
Rycina 3: Wskaźniki perfuzatu i tkanek podczas perfuzji segmentów wątroby u ludzi (n = 3). (A) Średnia szybkość napływu perfuzatu (ml/min) dla tętnicy wątrobowej i żyły wrotnej. (B) Średnie ciśnienie dopływu perfuzatu (mmHg) dla tętnicy wątrobowej i żyły wrotnej w czasie. (C) Wysycenie tlenem krwinek czerwonych (%) dla tętnicy wątrobowej dopływu, żyły wrotnej dopływu i żyły wątrobowej odpływu. Stwierdzono istotne statystycznie różnice pomiędzy wysyceniem żyły wrotnej i tętniczej (p < 0,0001), wysyceniem żyły wrotnej i IVC (p < 0,0001) oraz wysyceniem tętniczym i IVC (p < 0,0001). (D) Perfuzyjne pH tętnicy wątrobowej dopływującej, żyły wrotnej dopływu i żyły wątrobowej odpływu. (E) Wskaźniki krwinek czerwonych podczas perfuzji, w tym średni poziom hematokrytu (%) i hemoglobiny (g / dl) (u góry) ze zmianą perfuzatu potasu (mmol) w stosunku do wartości wyjściowej w czasie (u dołu). (F) Średnie stężenie glukozy (mg/dl) w tętnicy wątrobowej dopływującej, żyle wrotnej dopływu i żyle wątrobowej odpływu w czasie. (G) Zmiana stężenia mleczanu perfuzatu (mg/dl) w stosunku do wartości wyjściowej w czasie dla tętnicy wątrobowej dopływującej, żyły wątrobowej odpływu i perfuzatu układowego. (H) Produkcja żółci (ml) w czasie. (I) Segmenty wątroby człowieka (Couinaud II-IV) podczas (po lewej) i po perfuzji (po prawej) wykazujące brak martwicy ciśnienia po optymalizacji systemu. Powierzchowny obszar kauteryzacji obecny w górnej części lewego obrazu z powodu śródoperacyjnej hemostazy. (J) Wycinek tkanki po perfuzji wykazujący miąższ wątroby (barwienie hematoksyliną i eozyną, 10x, wstawka 40x; podziałka 50 μM). (K) Wycinek tkanki po perfuzji wykazujący przerzutowy guz neuroendokrynny (barwienie hematoksyliną i eozyną, 10x, wstawka 40x; podziałka 250 μM). (L) Wycinek tkanki po perfuzji wykazujący gruczolakoraka jelita grubego z przerzutami (barwienie hematoksyliną i eozyną, 10x, wstawka 40x; podziałka 50 μM). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Reprezentatywne zastosowanie: obrazowanie CT perfundowanej próbki
Możliwość integracji źródeł danych klinicznych, takich jak tomografia komputerowa (CT) lub rezonans magnetyczny (MR) z patologią, może przyczynić się do rozwoju spersonalizowanej diagnostyki i medycyny. Jednak raporty patologiczne są wynikami podsumowującymi, a niejednorodność nieodłącznie związana z guzami litymi znacznie przekracza ludzkie możliwości nakreślenia. Potencjalnym rozwiązaniem jest wykonanie obrazowania ex vivo , a następnie natychmiastowe przygotowanie skrawków tkanek w makroskali, aby umożliwić radiomiczną integrację przestrzennie zachowujących danych komórkowych (np. transkryptomika przestrzenna, immunofluorescencja o wysokiej multipleksowości). Aby dostosować się do konwencjonalnego obrazowania w systemie, skonstruowano mobilną konfigurację, w tym pompy przełączające na zewnętrzne źródło baterii, aby zapewnić nieprzerwane zasilanie podczas transportu i obrazowania (ilustracja 4A). Gdy wątroba znajdowała się na stole tomografii komputerowej, podano jodowany kontrast i uzyskano obrazy, które wykazują spójne cechy radiologiczne z tymi uzyskanymi in vivo (ryc. 4B).

Reprezentatywne zastosowanie: Perfuzja nerek i trzustki
Ze względu na swoją konstrukcję, system jest przystosowany do perfuzji dodatkowych narządów (ryc. 4C-F), co eliminuje potrzebę podwójnego dopływu, a tym samym zmniejsza koszty użycia. Aby to zademonstrować, usunęliśmy obwód żyły wrotnej dla pojedynczego dopływu tętniczego (rysunek uzupełniający 2) i perfuzję ludzkiej nerki (ryc. 4C) i ludzkiej częściowej trzustki (ryc. 4E). Reprezentatywne skrawki tkanek po perfuzji pokazują kłębuszki nerkowe (ryc. 4D) i wysepki Langerhansa (ryc. 4F).

figure-results-3
Rysunek 4: Reprezentatywne zastosowanie aparatów perfuzyjnych: obrazowanie TK i modularność narządów. (A) Mobilne dostosowanie systemu do transportu. (B) Reprezentatywne obrazy CT wątroby z guzem po podaniu jodowego kontrastu in vivo (na górze) i ex vivo po perfuzji (na dole). (C) Perfuzja ludzkiej nerki na przekonfigurowanej maszynie do pojedynczego dopływu. (D) Wycinek tkanki po perfuzji pokazuje kłębuszki nerkowe i przewody zbiorcze (barwienie hematoksyliną i eozyną, 8x; podziałka 250 μm). (E) Perfuzja dystalnej trzustki człowieka na przekonfigurowanej maszynie do pojedynczego dopływu. (F) Wycinek tkanki po perfuzji wykazuje wyspy trzustkowe (barwienie hematoksyliną i eozyną, 8x; podziałka 250 μm). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek uzupełniający 1: Ustawienia kodu Pythona ułatwiające półautomatyczną perfuzję. Schemat przedstawiający parametry wejściowe i wyjściowe wykorzystywane przez kod, umożliwiający półautomatyzację z dodatkiem powszechnie stosowanych korekt ręcznych (tabela). Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Rysunek uzupełniający 2: Schemat pojedynczego dopływu stosowany do perfuzji nerek i trzustki. Czujnik P/F: Czujniki ciśnienia i przepływu. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Rysunek uzupełniający 3: Optymalizacja czerwonych krwinek. (A) Eksperyment z perfuzją krwi wykazał znacznie mniejszą hemolizę w warunkach niskiej prędkości obrotowej w porównaniu z warunkami wysokiej prędkości obrotowej (p < 0,01) przy użyciu hemoglobiny wolnej od osocza jako substytutu lizy komórek. (B) Jakościowe porównanie hemolizy osocza w czasie wizualnie pokazuje mniejszą hemolizę w stanach niskiej prędkości obrotowej w porównaniu ze stanami wysokiej prędkości obrotowej. (C-F) Ocena hemolizy w systemach o różnych poziomach oporności i integracji basenu z substytutami osocza: (C) Stwierdzono istotną różnicę w poziomach mleczanu między konfiguracją obwodu równoległego a konfiguracją zamkniętą i basenową (odpowiednio p < 0,0001 i p < 0,0001). (D) Stwierdzono istotną różnicę w poziomach potasu między układem obwodu równoległego a układem szeregowym zamkniętym i szeregowym z układem basenowym (odpowiednio p < 0,0001 i p < 0,0001). (E) Stwierdzono istotną różnicę w poziomach hematokrytu między układem obwodu równoległego a zarówno układem szeregowym zamkniętym, jak i szeregowym z ustawieniem basenowym (odpowiednio p < 0,0001 i p < 0,0001). (F) Stwierdzono istotną różnicę w poziomach hemoglobiny między układem obwodu równoległego a szeregowym zamkniętym i szeregowym z ustawieniem basenowym (odpowiednio p < 0,0001 i p < 0,0001). Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Tabela uzupełniająca 1: Optymalizacja perfuzji narządów świń. Trzydzieści pięć eksperymentów perfuzji świń przeprowadzonych podczas faz optymalizacji, w tym 25 częściowych wątrob, 2 nerki i 8 całych wątrób. Uwzględniono czas trwania perfuzji i przyczynę zakończenia. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Tabela uzupełniająca 2: Walidacja wątroby człowieka i perfuzje aplikacyjne. Czternaście częściowych perfuzji wątroby u ludzi, w tym formalna lewa i prawa hepatektomia obejmująca eksperymenty z perfuzją jednosegmentową. Obejmuje patologię, cel eksperymentalny, czas trwania perfuzji i uzasadnienie zakończenia. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Tabela uzupełniająca 3: Optymalizacja tylko perfuzyjnej. Dwadzieścia dwa przebiegi optymalizacji tylko dla perfuzacji, w tym typ gatunku, cel eksperymentu, czas trwania eksperymentu i powód zakończenia. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aparaty do perfuzji normacyjnej, powszechnie stosowane przed przeszczepem narządów litych, umożliwiły znaczne postępy w perfuzji ex vivo. Chociaż ich zastosowanie z częściowymi narządami jest w niektórych przypadkach technicznie wykonalne 7,8,9, pozostają one niedostępne dla naukowców ze względu na wysokie koszty i ograniczoną dostępność. W tej pracy staraliśmy się zapewnić porównywalną alternatywę typu open source dla większej społeczności badawczej poprzez wykorzystanie łatwo dostępnych komponentów i swobodnie dostępnego kodu do uruchomienia systemu dla szerokiego zakresu punktów końcowych badań.

Kilka kroków w ramach protokołu jest niezbędnych do osiągnięcia stabilnej perfuzji narządów. Jednym z najważniejszych kroków jest skuteczne odciążenie ciśnienia, aby zapobiec zapadaniu się miąższu i poszerzeniu sinusoidy. Udało się to osiągnąć dzięki zastosowaniu pianki z pamięcią kształtu wspieranej przez oscylującą membranę, aby równomiernie rozłożyć ciężar narządu i utrzymać ciśnienie wrotne w pobliżu atmosfery w celu zapewnienia odpowiedniego drenażu. Początkowe zastosowanie metalowej kratki do podparcia wątroby spowodowało zapadnięcie się miąższu i przekrwienie sinusoidalne, co obserwowano w analizie histologicznej i obrazowaniu ultrasonograficznym podczas perfuzji. Problem ten został częściowo rozwiązany przez przejście na hamak z perforowanego silikonu. Chociaż martwica ciśnienia grubego została usunięta, nadal istniały znaczące dowody na zapadnięcie się miąższu, o czym świadczyło wysokie ciśnienie w żyle wrotnej i znacznie zatłoczone próbki po 48 godzinach perfuzji. Próbowano również zanurzyć wątrobę w soli fizjologicznej lub krwi, która zakończyła się sukcesem w łagodzeniu przekrwienia i nadciśnienia wrotnego; Nie było to jednak możliwe ze względu na wymaganą dużą ilość perfuzatu, trudności w utrzymaniu sterylności i brak skutecznego odprowadzania do zbiornika. W porównaniu z techniką pływającą, zaobserwowaliśmy to samo ciśnienie wrotne w pobliżu atmosfery, gdy wątroba została umieszczona na poduszce z pianki z pamięcią kształtu z oscylującą membraną, aby bardziej równomiernie rozłożyć ciężar (Rysunek 1B i Rysunek 3I). Taka konstrukcja zapewnia bardziej miękkie, lepiej perfundowane segmenty, a jednocześnie umożliwia łatwy i wydajny odpływ krwi z próbki.

Drugim krytycznym krokiem jest zminimalizowanie rezystancji obwodu, który wywiera naprężenie ścinające na czerwone krwinki, aby zapobiec hemolizie. Osiągnięto to poprzez wprowadzenie obwodów bocznych z elementami ograniczającymi, aby ułatwić przepływ fizjologiczny bez poddawania perfuzatu niepotrzebnemu ciśnieniu. Hemoliza jest nieuniknionym i ciągłym procesem podczas perfuzji maszynowej. We wczesnych iteracjach systemu rozległa hemoliza była znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do wczesnego zakończenia. Naprężenie ścinające, które system wywiera na czerwone krwinki, wynika głównie z pomp z powodu zastoju perfuzatu i recyrkulacji, a także wąskich średnic rurek i membran. Obecnie stosowane pompy powodują pewien stopień hemolizy, który z czasem się nasila. Wydajność pompy jest ważnym czynnikiem w hemolizie, ponieważ wyższe przepływy mogą być korzystne ze względu na niższe wskaźniki recyklingu krwi i przepływu wtórnego, łagodzone przez większą objętość perfuzatu i/lub niższe prędkości pompy. Ponieważ duże ilości pRBC są często trudne do pozyskania, skupiliśmy wysiłki na przeprojektowaniu systemu, aby zapewnić fizjologiczne natężenia przepływu przy niższych prędkościach pompy, nadając niższą rezystancję w całym obwodzie31. Aby jeszcze bardziej zmniejszyć wewnętrzną rezystancję obwodu, zintegrowaliśmy obwody boczne równolegle, co spowodowało obniżenie poziomu mleczanu i potasu oraz wyższe poziomy hematokrytu i hemoglobiny w czasie (rysunek uzupełniający 3). Wreszcie, obecny hemofiltr jest zintegrowany z obwodem bocznym żyły wrotnej, a krew jest napędzana przez pompę perystaltyczną, która zapewnia znaczną ilość hemolizy ze względu na zauważalny opór i naprężenie ścinające wywierane zarówno przez filtr, jak i jego pompę. Jedna z naszych obecnych prac optymalizacyjnych koncentruje się na usunięciu tego obwodu bocznego poprzez zbadanie potencjalnej implementacji rurki do hemodializy w zbiorniku. Usunięcie hemofiltrów klasy klinicznej pozwoliłoby na późniejsze usunięcie pompy perystaltycznej, jeszcze bardziej zminimalizowałoby hemolizę i zmniejszyłoby całkowity koszt systemu.

Pomimo użyteczności i możliwości adaptacyjnych opisanego tutaj systemu, należy zwrócić uwagę na ograniczenia. Warto zauważyć, że czas żywotnej perfuzji jest odtwarzalny 3-4 dni. Hemoliza pozostaje głównym czynnikiem ograniczającym długowieczność perfuzji, jak omówiono powyżej. Odkryliśmy jednak, że znaczne zwiększenie całkowitej objętości perfuzatu może znacznie wydłużyć czas trwania perfuzji, jeśli wymagane są dłuższe czasy perfuzji, ale zwiększa to wykorzystanie zasobów poza to, co opisujemy tutaj. Optymalny czas trwania perfuzji będzie ostatecznie zależał od konkretnego pytania eksperymentalnego zadanego systemowi. Na przykład badania dotyczące kinetyki dostarczania leków lub hamowania szlaku mogą być skutecznie prowadzone w ciągu 2-12 godzin, podczas gdy pytania dotyczące rekrutacji komórek do mikrośrodowiska guza mogą wymagać 48 godzin32. Wydłużenie żywotności poza obecne okno może być ważne w przypadku zastosowań takich jak przebudowa macierzy zewnątrzkomórkowej (tj. zwłóknienie), ale uważamy, że większość zastosowań związanych z rakiem nie będzie wymagała dodatkowych wydatków na zasoby. Główny nacisk położono na zastosowania translacyjne zorientowane na onkologię, mające na celu utrzymanie ludzkich nowotworów w kontrolowanym środowisku ex vivo, w którym terapia może być dostarczana przez nienaruszony miąższ i unaczynienie guza, czyli warunki, które bardziej odwzorowują złożoność scenariuszy in vivo25. W tym scenariuszu system rozwiązuje długotrwałe problemy w obecnych przedklinicznych modelach onkologicznych związane z dostarczaniem leków, heterogenicznością guza i metabolizmem leków, co może wyjaśniać częste niepowodzenia w przekształcaniu sukcesu przedklinicznego w skuteczność kliniczną33,34.

W porównaniu z istniejącymi maszynami komercyjnymi system oferuje znaczne korzyści kosztowe, modułową skalowalność i elastyczność eksperymentalną. Urządzenia komercyjne są często zastrzeżone, kosztowne i zoptymalizowane pod kątem perfuzji całego narządu w warunkach przeszczepu. System jest skalowalny w sposób, w jaki nie są skalowalne maszyny komercyjne, dzięki czemu możemy wyobrazić sobie jego zastosowanie w szerokim zakresie. Przedstawiony w niniejszym dokumencie system nie jest produktem końcowym, ale raczej planem, który może być modyfikowany, dostosowywany i ponownie wykorzystywany, aby pasował do szerokiej gamy zainteresowań badawczych i pytań eksperymentalnych, wypełniając pustkę dla naukowców z wielu dyscyplin.

Przyszłe kierunki rozwoju tej platformy obejmują skalowanie w dół do subsegmentowych segmentów wątroby i objętości perfuzacji, aby umożliwić wykorzystanie autologicznych produktów krwiopochodnych do wspierania zastosowań immunoonkologicznych. Pracujemy również nad integracją platform multiomicznych i obrazowania w czasie rzeczywistym, aby zapewnić dynamiczne monitorowanie odpowiedzi na leczenie, torując drogę do szczegółowych badań farmakologicznych. Mamy nadzieję, że system będzie zachęcał do współpracy i innowacji w celu tworzenia nowych głębi wiedzy w wielu dziedzinach nauk translacyjnych.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie zgłaszają żadnych konfliktów interesów w tym badaniu i jego wynikach. Badania przedstawione w tej publikacji były wspierane przez wewnętrzny program badawczy National Institutes of Health. Źródło finansowania obrazowania próbek i wstępnej radiomiki wspierane przez Research Award for Staff Clinicians Proposal ID 231145 Elliotowi Levy'emu.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną wyrazić uznanie i uznanie dla wsparcia tego projektu dla następujących grup: Zakład Medycyny Transfuzjologicznej NIH, Zakład Medycyny Okołooperacyjnej NIH, Zakład Patologii NIH, Mięso Wagnera.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1/4" ID x 3/8" OD x 1/16" Wall Versilon  C-219-A Elastyczne rurki PVCAmerykańska korporacja tworzyw sztucznych57682
Strzykawki 10 cc z końcówką BD Luer-LockBD302995
Strzykawki o pojemności 1 cm3 z końcówką BD Luer-LockBD309628
25 Fr Kaniula wrotnaXVIVO11.01.520
Uchwyt czujnika przepływu wydrukowany w 3DN/aN/azobacz GitHub, aby uzyskać pliki SDL
Uchwyt magnetyczny wydrukowany w 3DN/aN/azobacz GitHub, aby uzyskać pliki SDL
48 w. H x 24 cale. W Biała tablica perforowanaMagazyn domowy109099
Kran 4-kierunkowy, żółty, 2 żeńskie zamki typu Luer, męskie Luer z blokadą wirowaniaŚwiatowe instrumenty precyzyjne14057-10
Strzykawki o pojemności 50 ml z końcówką BD Luer-LockBD309653
ACF00023 Tygon S3  utworzone przez Saint Gobain | Średnica wewnętrzna 5/16" x średnica zewnętrzna 1/2" x ściana 3/32" | E-3603 Bez DEHP | Rurki laboratoryjne bez ftalanów | Długość paczki 50'Magazyn wężyACF00023
AmfoterycynaApteka weterynaryjnaN/ahttps://mms.mckesson.com/product/505635/Xgen-Pharmaceuticals-39822105505
Łącznik kolczasty, Łącznik Y, 3/8" Średnica wewnętrzna rury, PP, 5/PKFirma VWRMFLX06368-24Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Kalibrator CDI 540Terumo (Ziemia)540CL
Wspornik głowicy kabla CDITerumo (Ziemia)CDI519CL
CDI MonitorTerumo (Ziemia)500AVHCTCL powiedział:
Zacisk słupa CDITerumo (Ziemia)CDI517CL
Clave IV Łącznik do węży bezigłowy 100/caHenry Schein Stomatologia1097422
Clinimix z elektrolitamiBaxterNumer katalogowy: 2B7721 powiedział:Używaj tylko strony aminokwasowej, nie mieszaj ze stroną dekstrozy
CO2 klasa USP 50 LBTlen RobertaCzynnik R25
Monitory komputerowe do GUI N/aN/adowolny typ ekranu do przeglądania GUI
Urządzenie do akwizycji danychObliczenia pomiaroweZłącze USB-202Potrzeba 2 lub 3, w zależności od sposobu podłączenia maszyn
Zasilacz biurkowy do pompyLevitronix (Księga Levitronix)100-40015potrzebujesz 2, jeden dla HA, jeden dla PV
Eagle 1662 Lejek bębnowy z mosiężnym sitkiem, średnica 18" x wysokość 7", żółtyGlobalny przemysłWB440139
EpoprostenolApteka weterynaryjnaN/ahttps://mms.mckesson.com/product/1239813/Sun-Pharmaceuticals-62756005940
Samica Luer ¼ " Wyprodukowano zadzior w pomieszczeniu czystym z naturalnego nylonu; Opakowanie 10 szt.Firma VWRMFLX40314-26Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Złączka, Polipropylen, Prosta, żeńska Luer do króćca węża, 1/8" ID; 25/PKFirma VWRMFLX30800-08Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Złączka, Polipropylen, Prosta, męska Luer Lock do adaptera króćca, 1/8" ID; 25/PKFirma VWRMFLX30800-18Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Złączka, PVDF, Proste, Reduktor króćców węża, 5/16" ID x ¼ " ID; 10/PKFirma VWRMFLX40614-62Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Mocowania przepływowe N/aN/azobacz GitHub, aby uzyskać pliki SDL
Zacisk czujnika przepływuKluczFD-XC20R1
Sterownik czujnika przepływuKluczFD-XA1
Głowica czujnika przepływuKluczFD-XS20
Zasilanie czujnika przepływuKluczZobacz materiał MS2-H50
Blender gazowy Wielokrotne zarządzanieGB100+2potrzebujesz 2, jeden dla HA, jeden dla PV
Butla gazowa A, CDI 500Terumo (Ziemia)CDI506 powiedział:
Butla gazowa B, CDI 500Terumo (Ziemia)CDI507 powiedział:
Zestaw glukagonu, glukagon 1 mg, sterylna woda 1 mL, fiolkaFresenius powiedział:0593-03
H/S KUWETA 1/4x1/4 W/6" EXT 1CA=10EA 70-2006-4298-4Terumo (Ziemia)6934
Zbiornik Hardshell z 150 µ M FiltrKorporacja Haemonetics00205-00
Podkładka ciepła na zimno, Mul-T-Pad, podkładka TP12E Rozmiar podkładki 13 "x 18" do pompy Gaymar TP700Mul-T-Pad8002-062-012https://www.amazon.com/Heat-Cold-Mul-T-Pad-Gaymar-TP700/dp/B00HFF7876. Z  Należy pamiętać, że firma Stryker dostarcza również podobne podgrzewane płaszcze wodne do "Mul-T-Pad C2Dx 8002-062-012"
InsulinaApteka weterynaryjnahttps://mms.mckesson.com/product/294668/Novo-Nordisk-Pharmaceutical-00169183311
Pompa Ismatec Model Ecoline VC-280 IIIsmatec powiedział:ISM1078B-115
Respirator pediatryczny LTV 1200Zabieg Carefusionhttps://coastbiomed.com/product/carefusion-ltv-1200-ventilator/?srsltid=AfmBOopSCKwTLmKhZXcI
CgGQHfiKwj__78jNWxVaznJCS
aq3RjXw2E-H.
Ten model respiratora pediatrycznego został ponownie wykorzystany z nadwyżek szpitalnych i nie został zakupiony. Każda komercyjna pompa przerywana lub maszyna napowietrzająca jest odpowiednim zamiennikiem.
Główny kabel pompyLevitronix (Księga Levitronix)190-10331potrzebujesz 2, jeden dla HA, jeden dla PV
MaPerSol Roztwór do konserwacji narządów, worek 1LRozwiązania w zakresie konserwacjiKonsola PS005
Masterflex  Złączki adaptera, Luer to Luer, trójnik, Avantor Firma VWRMFLX45508-56Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Masterflex  Żeński Luer 3/16 "ID Barb w naturalnym pomieszczeniu czystym PVDF wyprodukowanyFirma VWRMFLX40314-22Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Pompa cyfrowa Masterflex Ismatec Reglo z MasterflexLive, 4-kanałowa, 8-rolkowa; Prąd zmienny 115/230 VACTechnologia MasterflexMFLX78018-22https://www.avantorsciences.com/us/en/product/NA5139147/masterflex-ismatec-reglo-digital-multichannel-pumps-avantor
Masterflex męski Luer 1/4" ID Barb w naturalnym pomieszczeniu czystym PVDF wyprodukowany, 10/PKFirma VWRMFLX40318-27Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Masterflex Male Luer 3/16" ID Barb w naturalnym pomieszczeniu czystym PVDF wyprodukowanyFirma VWRMFLX40318-22Rodzaj materiału nie jest krytyczny
Standardowe tace Medline Placenta BasinLinia medycznaDYNJSPLACENTA
KANIULA NACZYNIOWA MEDTRONIC DLP 2", KOŃCÓWKA SKOŚNA 3 MMZ drugiej strony, w Nowym JorkuMDT30007
Pianka z pamięcią kształtu Materac w najlepszej ceniehttps://www.amazon.com/Best-Price-Mattress-Twin-Topper/dp/B07999TQWB/ref=sr_1_2_sspa?crid=17LQXX80WX5FK&dib=eyJ2Ijo
iMSJ9.oRyEE5KwmKy1pb-VvY9MOJg
_MF3wr0PmXqKcOrSEbeJWS2X
5BkFs_WSfuE1OU8GS0u_T1qM
IJbsoy3omRv1wfBCy2sw2fOUIX
JMqAO6BSb7t_D3j745MoXjedLbo
BYypyi6_Qgoc32N8bpVcmoT_k9b
LECWdi_KpEmxQx2PEok1fjlK3ywO
yBXwqPnXefMt5JeW5H1R7RO3fD
g4tidmRoEJ-YxfU3d_iprpFpm7A3zi
7CG_BMUAaGpBcRitwqb9Q4TB5bM
1i-GcMhSFKbzaGNd76CoVVVkZRjib
c9Ix-CvY.t7xCkzB81vNhO9gYLxoNen
WHEwC6JJpw9T4G6iIa5N4& dib_tag
=se& słowa kluczowe=memory%2Bfoam& qid
=1748632609& sprefix=pamięć%2Bpianka
%2Caps%2C133& sr=8-2-spons& sp_csd
=d2lkZ2V0TmFtZT1zcF9hdGY& th=1
Magnes neodymowy z prostym niegwintowanym otworemMcMaster Carr336K834 powiedział:
Azot, 125 CU FTGrade 4.5 o wysokiej czystościTlen RobertaCzynnik R32
Tlen, 255 CU FTGrade 4.5 o wysokiej czystościTlen RobertaCzynnik R5
PDMSXA-2500: Wybór uprawnień  Moduł membranowy o powierzchni 2500 centymetrów kwadratowych - złączka kolczasta bez MCCUprawnieniaPDMSXA-2500może uzyskać dopasowanie luer lub kolczaste, ale podłączenie się zmieni
Fenylefryna HCI do wstrzykiwań, USP 10 mg / ml 1 ml fiolkaZdrowie przede wszystkim1000520
Poliuretanowa zasłona ocieplająca do systemów podgrzewania płynów ORS, sterylna, 44" x 66"Linia medycznaORS-300H
Krew świni wieprzowejLampire powiedział:7204911
Monitor czujnika ciśnieniaPendoTECHPMAT2HR
ZESTAW PRISMAFLEX M60Baxter Healthcare Corp106696
PrismaSol BGK0/2.5 Roztwór zastępczy do ciągłej terapii nerkozastępczej, NON PVCBaxterNumer katalogowy: 110240S
Płyta montażowa pompyLevitronix (Księga Levitronix)190-10313potrzebujesz 2, jeden dla HA, jeden dla PV
Adapter USB pompyLevitronix (Księga Levitronix)100-30391potrzebujesz 2, jeden dla HA, jeden dla PV
System sterownika PuraLevLevitronix (Księga Levitronix)100-91025potrzebujesz 2, jeden dla HA, jeden dla PV
Kabel adaptera IP PuraLev Levitronix (Księga Levitronix)190-10475potrzebujesz 2, jeden dla HA, jeden dla PV
CZUJNIK BOCZNIKOWY SYS500 - CA = 20EA 98-0702-1541-7Terumo (Ziemia)CDI510HMożna kupić przeterminowane od esutures - działają tak samo, czasami mają trochę dryfu pH
Jednorazowy czujnik ciśnienia, niesterylny, polisulfonowy 1/4 cala z króćcem do wężaPendoTECHPRZYGOTOWANIA-N-025
Jednorazowe czujniki ciśnieniaPendoTECHPRZYGOTOWANIA-N-025Może być ponownie użyty ze sterylizacją, ale przetestuj czujnik przed każdym użyciem
Wodorowęglan sodu 8,4% roztwór klasy laboratoryjnejAleja laboratoryjna144-55-8
Hydrat taurocholanu soduMillipore SigmaNumer katalogowy 86339-25G
Solumedrol powiedział:Apteka weterynaryjnaN/ahttps://mms.mckesson.com/product/1212228/Dr-Reddys-Laboratories-43598013074
Poduszka grzewcza Stryker AmazonkaB01M74Y8DI
SU Głowica pompy, PP, Barb 3/8", Gamma >25kGy, DCP-30.2-G25, PuraLev Levitronix (Księga Levitronix)100-91071Może być ponownie użyty po sterylizacji 
Pompa strzykawkowa (Pump 11 Elite)Aparatura Harvarda70-4504Potrzebujesz jednego na każdy wstrzykiwany lek
Rurka strzykawkiPodatek GSSME2020
Podgrzewacz wody i cyrkulatorGrant NaukowyZobacz materiał TC120
ZosynApteka weterynaryjnaN/ahttps://mms.mckesson.com/product/1009456/Auromedics-Pharmaceuticals-55150011930

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Akateh, C., Beal, E. W., Whitson, B. A., Black, S. M. Normothermic ex-vivo liver perfusion and the clinical implications for liver transplantation. J Clin Transl Hepatol. 6 (3), 276-282 (2018).
  2. Eymard, C., Markmann, J. Normothermic ex vivo liver perfusion: Platform for liver graft assessment and therapeutic modification. Organogenesis. 14 (4), 169-171 (2018).
  3. Weissenbacher, A., Vrakas, G., Nasralla, D., Ceresa, C. D. L. The future of organ perfusion and re-conditioning. Transpl Int. 32 (6), 586-597 (2019).
  4. Rijkse, E., Jn, I. J., Minnee, R. C. Machine perfusion in abdominal organ transplantation: Current use in the netherlands. World J Transplant. 10 (1), 15-28 (2020).
  5. Hameed, A. M., Pleass, H. C., Wong, G., Hawthorne, W. J. Maximizing kidneys for transplantation using machine perfusion: From the past to the future: A comprehensive systematic review and meta-analysis. Medicine (Baltimore). 95 (40), e5083(2016).
  6. Eshmuminov, D., et al. An integrated perfusion machine preserves injured human livers for 1 week. Nat Biotechnol. 38 (2), 189-198 (2020).
  7. Mueller, M., et al. Long-term normothermic machine preservation of partial livers: First experience with 21 human hemi-livers. Ann Surg. 274 (5), 836-842 (2021).
  8. Lau, N. S., et al. Prolonged ex vivo normothermic perfusion of a split liver: An innovative approach to increase the number of available grafts. Transplant Direct. 7 (10), e763(2021).
  9. Hoffman, J., et al. innovative models to study ischemia/reperfusion-related redox damage in organ transplantation. Antioxidants. 12 (1), 31(2023).
  10. Kanani, T., et al. Development of a novel ex vivo porcine hepatic segmental perfusion proof-of-concept model towards more ethical translational research. Cureus. 15 (2), e35143(2023).
  11. Kanani, T., et al. A narrative review of the applications of ex-vivo human liver perfusion. Cureus. 15 (2), e34804(2023).
  12. Magbagbeola, M., et al. An adaptable research platform for ex vivo normothermic machine perfusion of the liver. Int J Comput Assist Radiol Surg. 18, 1101-1108 (2023).
  13. Riveros, S., et al. Implementation and design of customized ex vivo machine perfusion. Analysis of its first results. Artif Organs. 46 (2), 210-218 (2021).
  14. Raigani, S., et al. Viability testing of discarded livers with normothermic machine perfusion: Alleviating the organ shortage outweighs the cost. Clin Transplant. 34 (11), e1469(2020).
  15. Martins, P. N., et al. analysis, and pitfalls of clinical trials using ex situ liver machine perfusion: The international liver transplantation society consensus guidelines. Transplantation. 105 (4), 796-815 (2021).
  16. Yeh, H., Uygun, K. Increasing donor liver utilization through machine perfusion. Hepatology. 70 (1), 431-433 (2019).
  17. Wehrle, C., et al. Impact of back-to-base normothermic machine perfusion on complications and costs: A multi-center, real-world risk-matched analysis. Ann Surg. 280 (2), 300-310 (2024).
  18. Handley, T. J., Arnow, K. D., Melcher, M. L. Despite increasing costs, perfusion machines expand the donor pool of livers and could save lives. J Surg Res. 283, 42-51 (2023).
  19. Pettit, S. J., Petrie, M. C. Transplantation of hearts donated after circulatory-determined death a song of fire and ice. Circ Heart Fail. 12 (4), e005991(2019).
  20. Zimmerman, J., Carter, A. W. Cost-utility analysis of normothermic and hypothermic ex-situ machine perfusion in liver transplantation. Br J Surg. 109, e31-e32 (2022).
  21. Javanbakht, M., Mashayekhi, A., Trevor, M., Branagan-Harris, M., Atkinson, J. Cost-utility analysis of normothermic liver perfusion with the organox metra compared to static cold storage in the United Kingdom. J Med Econ. 23 (11), 1284-1292 (2020).
  22. Webb, A. N., Izquierdo, D. L., Eurich, D. T., Shapiro, A. M. J., Bigam, D. L. The actual operative costs of liver transplantation and normothermic machine perfusion in a Canadian setting. Pharmacoecon Open. 5, 311-318 (2021).
  23. Webb, A. N., Lester, E. L. W., Shapiro, A. M. J., Eurich, D. T., Bigam, D. L. Cost-utility analysis of normothermic machine perfusion compared to static cold storage in liver transplantation in the canadian setting. Am J Transplant. 22 (2), 541-551 (2022).
  24. Marshall, L. J., Bailey, J., Cassotta, M., Herrmann, K., Pistollato, F. Poor translatability of biomedical research using animals - a narrative review. Altern Lab Anim. 51 (2), 102-135 (2023).
  25. Loewa, A., Feng, J. J., Hedtrich, S. Human disease models in drug development. Nat Rev Bioeng. , (2023).
  26. S.5002 - FDA Modernization Act 2.0. , Food and Drug Administration. At https://www.congress.gov/bill/117th-congress/senate-bill/5002 (2022).
  27. Eshmuminov, D., Clavien, P. A. Long-term dynamic ex vivo organ preservation. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 20 (5), 267-268 (2023).
  28. Lascaris, B., Hoffmann, R. F., Nijsten, M. W. N., Porte, R. J., De Meijer, V. E. Continuous renal replacement therapy during long-term normothermic machine perfusion of human donor livers for up to 7 D. Transplant Direct. 10 (2), e1568(2024).
  29. Huang, J., et al. Incorporating a hemodialysis filter into a commercial normothermic perfusion system to facilitate long-term preservation of human split-livers. Artif Organs. 48 (9), 1008-1017 (2024).
  30. Clarke, G., et al. A reproducible extended ex-vivo normothermic machine liver perfusion protocol utilising improved nutrition and targeted vascular flows. Commun Med (Lond). 4 (1), 214(2024).
  31. Gross-Hardt, S., et al. Low-flow assessment of current ECMO/ECCO2R rotary blood pumps and the potential effect on hemocompatibility. Crit Care. 23 (1), 348(2019).
  32. Nakasone, E. S., Askautrud, H. A., Egeblad, M. Live imaging of drug responses in the tumor microenvironment in mouse models of breast cancer. J Vis Exp. (73), e50088(2013).
  33. Gutmann, D. H., et al. Precision pre-clinical modeling to advance cancer treatment. J Natl Cancer Inst. 117 (4), 586-594 (2025).
  34. Wong, C. H., Siah, K. W., Lo, A. W. Estimation of clinical trial success rates and related parameters. Biostatistics. 20 (2), 273-286 (2019).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Perfuzja ex vivoperfuzja narz d wbadania nad ludzkimi narz damimikro rodowisko guzakonfiguracja maszyny do perfuzjiperfuzja w troby winiobw d hemodializyobrazowanie TK

Powiązane artykuły