Name: Przeszczep i stentowanie ludzkiej tętnicy sutkowej wewnętrznej (IMA): model ludzki do badania rozwoju restenozy w stentach (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-05-09T12:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 37 s
Description: Poznaj model przeszczepu stentowanej tętnicy sutkowej wewnętrznej do aorty szczura do badania rozwoju hiperplazii intymnej i proliferacji ludzkich komórek mięśniowych gładkich.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Christiane Pahrmann za jej wkład. Szczególne podziękowania kierujemy do firmy Ethicon, Norderstedt, Hamburg (Niemcy) za dostarczenie materiałów do szycia.
Finansowanie
Sonja Schrepfer otrzymała grant badawczy od Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) (SCHR992/3 1 oraz SCHR992/4-1). Prace były wspierane przez ISHLT Shumway Career Development Grant 2010 oraz fundusze Falk Research Funding (Stanford University).

1. Przygotowanie tętnicy piersiowej wewnętrznej (IMA)
<ol>
	<li>Śródbłonek tętnicy zostaje usunięty poprzez wprowadzenie cewnika do embolektomii tętniczej Fogarty o rozmiarze 2-french (Baxter Healthcare, Deerfield, IL, USA). Cewnik jest przeciągany przez całą długość naczynia dwukrotnie, aby zapewnić uszkodzenie śródbłonka.</li>
	<li>Należy użyć dowolnego ludzkiego stentu o długości 8 mm i średnicy od 2,5 mm do 3 mm (np. Translumina, Yukon stent). UWAGA: Średnica stentu nie powinna przekraczać średnicy naczynia o więcej niż 10%, aby uniknąć zwężenia przed i za stentem. UWAGA: Nie należy zmieniać długości stentu w obrębie tego samego badania.</li>
	<li>Stent należy wprowadzić, stosując odpowiednie ciśnienie balonu (podane na opakowaniu stentu), aby osiągnąć pożądaną średnicę.</li>
	<li>Stentowaną tętnicę IMA należy przechowywać w temperaturze 4 °C w pożywce RPMI + heparyna (500 IE/10 ml) na lodzie do momentu transplantacji.</li>
</ol>
2. Przygotowanie zwierząt
Szczury RNU Nude (Crl:NIH-Foxn1rnu) (300-350 g) są utrzymywane w warunkach konwencjonalnych w wentylowanych klatkach typu scantainer, z dostępem ad libitum do standardowej karmy dla szczurów i wody autoklawowanej.
<ol>
	<li>Uśpij szczura izofluranem (2,5-3%) przy użyciu komory indukcyjnej.</li>
	<li>Wygol owłosienie brzucha, połóż szczura na plecach i załóż maskę na nos i pysk, aby utrzymać znieczulenie.</li>
	<li>Szeroko zdezynfekuj obszar brzucha preparatem Provo-Iodine, a następnie 80% etanolem – powtórz ten krok dwukrotnie. Sprawdź odruchy, uciskając tylne łapy, aby upewnić się, że szczur jest dostatecznie znieczulony.</li>
	<li>Pod kontrolą mikroskopu wykonaj górną medianową laparotomię, aby odsłonić podnerkową aortę brzuszną.</li>
	<li>Umieść jelita w rękawiczce zwilżonej solą fizjologiczną. Zawiń rękawiczkę wokół jelit, aby zapobiec utracie wilgoci.</li>
	<li>Wypreparuj aortę od regionu podnerkowego do rozwidlenia, uważając, aby nie uszkodzić odgałęzień naczyń.</li>
	<li>Użyj mikro clampów, aby zatrzymać przepływ krwi w aorcie. Najpierw załóż clamp proksymalny, a następnie distalny.</li>
	<li>Usuń segment aorty o długości ok. 0,5-0,7 mm i przepłucz pozostałą część aorty heparyną (200 jednostek).</li>
	<li>Weź stentowaną IMA, skróć ją do odpowiedniej długości i umieść w luce.</li>
	<li>Połącz IMA z aortą biorcy, wykonując szwy ciągłe nicią prolene 8-0 (Ethicon, Norderstedt, Niemcy).</li>
	<li>Ostrożnie otwórz pierwszy clamp kranialny, a następnie clamp kaudalny.</li>
	<li>W przeszczepionej IMA oraz na dystalnym końcu aorty powinno być widoczne tętno.</li>
	<li>Umieść jelita z powrotem w jamie brzusznej.</li>
	<li>Przepłucz jamę brzuszną podgrzaną sterylną solą fizjologiczną.</li>
	<li>Zamknij warstwę mięśniową ściany brzucha, stosując szwy ciągłe prolene 6-0 (Ethicon, Norderstedt, Niemcy).</li>
	<li>Gdy szczur wciąż znajduje się pod wpływem znieczulenia, wstrzyknij podskórnie 4-5 mg/kg Karprofenu.</li>
	<li>Stosuj odpowiednią analgezję pooperacyjną (np. Karprofen lub Meloksykam) przez 3 dni po zabiegu.</li>
</ol>
3. Reprezentatywne wyniki
Do badań histologicznych preparaty utrwalono w 4% formalinie, odwodniono w szeregu alkoholi o rosnącym stężeniu, a następnie infiltrowano w mieszaninie (MMA I) składającej się z 80% metakrylanu metylu i 20% ftalanu dibutylu przez 1 dzień, w MMA I z dodatkiem 1% suchego nadtlenku benzoilu przez 1 dzień oraz w MMA I z dodatkiem 3% suchego nadtlenku benzoilu (MMA III) przez 1-2 dni w temperaturze 4 °C. Następnie preparaty poddano polimeryzacji w świeżym MMA III w szklanych fiolkach w łaźni wodnej na uprzednio spolimeryzowanej podstawie. Powolną polimeryzację uzyskano poprzez utrzymywanie fiolek w temperaturze 26 °C przez noc, zwiększenie temperatury do 28 °C następnego ranka, a następnie stopniowe podnoszenie temperatury o 0,5 °C w ciągu 12 h aż do momentu zajścia polimeryzacji. Spolimeryzowane bloki pocięto na skrawki o grubości 5 μm przy użyciu mikrotomu MICROM HM 360 wyposażonego w nóż z węglika wolframu.
Aby zidentyfikować pochodzenie proliferujących komórek (Rysunek 1), preparaty barwiono przeciwciałami rozpoznającymi białko fluorescencyjne GFP, MHC-I szczura oraz ludzkie komórki mięśni gładkich. Na potrzeby tych badań ludzką IMA inkubowano przez noc z genem reporterowym GFP przy użyciu cząsteczek lentiwirusowych w celu stabilnej transdukcji komórek IMA. Komórki potomne pochodzenia ludzkiego można było zidentyfikować dzięki ekspresji GFP. Po deparafinizacji przeprowadzono obróbkę termiczną w celu odmaskowania epitopów, podgrzewając preparaty w roztworze do odmaskowywania antygenów za pomocą parowaru. Do etapu blokowania można wykorzystać wzmacniacz sygnału Image-iT FX. Komórki pochodzenia ludzkiego zidentyfikowano za pomocą mysich przeciwciał monoklonalnych przeciwko GFP (rozcieńczonych 1:100 w rozcieńczalniku do przeciwciał pierwszorzędowych (Dako)), a następnie znakowano kozią IgG przeciwko mysim, Alexa Fluor 488 (rozcieńczoną 1:1000 w rozcieńczalniku do przeciwciał wtórnych). Komórki mięśni gładkich znakowano króliczymi poliklonalnymi przeciwciałami przeciwko α-aktynie mięśni gładkich (rozcieńczonymi 1:100 w rozcieńczalniku do przeciwciał pierwszorzędowych), a następnie kozią IgG przeciwko króliczym, Alexa Fluor 555 (rozcieńczoną 1:1000 w rozcieńczalnikach do przeciwciał wtórnych). Każdy etap inkubacji z przeciwciałami przeprowadzano w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę, z trzykrotnym płukaniem w PBS pomiędzy etapami. Jądra komórkowe barwiono DAPI przez 10 minut. Po zamontowaniu preparatów z użyciem odczynnika zapobiegającego blaknięciu Prolong Gold, próbki analizowano za pomocą mikroskopii konfokalnej.
<img alt="Mikroskopia fluorescencyjna, GFP/DAPI, SMA/DAPI, szczurzy MHC-I, barwienie tkanek, porównanie obrazowania komórek." src="/files/ftp_upload/3663/3663fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Komórki neointimy jako ludzkie komórki mięśni gładkich. A: Zielony= przeciwciało anty-GFP, znakujące komórki pochodzenia ludzkiego; czerwony= przeciwciało anty-aktyna komórek mięśni gładkich człowieka; niebieski= DAPI, identyfikujący jądra komórkowe. B: Zielony= przeciwciało anty-szczurzy MHC-I, znakujące komórki pochodzenia szczurzego; czerwony= przeciwciało anty-aktyna komórek mięśni gładkich człowieka; niebieski= DAPI, identyfikujący jądra komórkowe. Proliferujące komórki zostały zidentyfikowane jako komórki mięśni gładkich i są dodatnie w kierunku GFP, ale ujemne w kierunku cząsteczki szczurzego MHC-I. Zatem proliferujące komórki są pochodzenia ludzkiego.

<ol><li>Deuse, T., Ikeno, F., Robbins, R. C., Schrepfer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+In-Stent+Restenosis%3A+An+Inexpensive%2C+Reliable%2C+and+Rapid+Preclinical+Model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Imaging In-Stent Restenosis: An Inexpensive, Reliable, and Rapid Preclinical Model.</a> J. Vis. Exp. (31), e1346(2009).</li>
<li>Oyamada, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trans-iliac+rat+aorta+stenting%3A+a+novel+high+throughput+preclinical+stent+model+for+restenosis+and+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis.</a> J. Surg. Res. 166, e91-e95 (2011).</li>
<li>Chamberlain, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+of+in+situ+stenting%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+research%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model of in situ stenting.</a> Cardiovascular research. 85, 38-44 (2010).</li>
<li>Deuse, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introducing+the+first+polymer-free+leflunomide+eluting+stent%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Introducing the first polymer-free leflunomide eluting stent.</a> Atherosclerosis. 200, 126-134 (2008).</li>
<li>Finn, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+healing+after+sirolimus%2C+paclitaxel%2C+and+bare+metal+stent+placement+in+combination+with+peroxisome+proliferator-activator+receptor+gamma+agonists%3A+requirement+for+mTOR%2FAkt2+in+PPARgamma+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+research%22%5BJournal%5D)">Differential healing after sirolimus, paclitaxel, and bare metal stent placement in combination with peroxisome proliferator-activator receptor gamma agonists: requirement for mTOR/Akt2 in PPARgamma activation.</a> Circulation research. 105, 1003-1012 (2009).</li>
<li>Tellez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+bare+metal+stent+implantation+in+homozygous+LDL+receptor+deficient+swine+induces+a+neointimal+formation+pattern+similar+to+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Coronary bare metal stent implantation in homozygous LDL receptor deficient swine induces a neointimal formation pattern similar to humans.</a> Atherosclerosis. 213, 518-524 (2010).</li>
<li>Suzuki, Y., Yeung, A. C., Ikeno, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pre-clinical+animal+model+in+the+translational+research+of+interventional+cardiology%5BTitle%5D)+AND+%22JACC+Cardiovasc.+Interv%22%5BJournal%5D)">The pre-clinical animal model in the translational research of interventional cardiology.</a> JACC Cardiovasc. Interv. 2, 373-383 (2009).</li>
<li>Holt, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intimal+proliferation+in+an+organ+culture+of+human+internal+mammary+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+research%22%5BJournal%5D)">Intimal proliferation in an organ culture of human internal mammary artery.</a> Cardiovascular research. 26, 1189-1194 (1992).</li>
<li>Swanson, N., Javed, Q., Hogrefe, K., Gershlick, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+internal+mammary+artery+organ+culture+model+of+coronary+stenting%3A+a+novel+investigation+of+smooth+muscle+cell+response+to+drug-eluting+stents%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Sci.+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Human internal mammary artery organ culture model of coronary stenting: a novel investigation of smooth muscle cell response to drug-eluting stents.</a> Clin. Sci. (Lond). 103, 347-353 (2002).</li>
</ol>

Nie zadeklarowano żadnych konfliktów interesów.

Chociaż istnieją różne modele badawcze in vivo służące do badania rozwoju hiperplazji miażdżówki po implantacji stentów, modele te wciąż napotykają bariery translacyjne, które należy pokonać. Ponadto modele na dużych zwierzętach są kosztowne, a specjalne warunki utrzymania zwierząt oraz sprzęt chirurgiczny nie są dostępne dla wszystkich laboratoriów.
Wykorzystanie ludzkiej tętnicy piersiowej wewnętrznej (IMA) do badania rozwoju proliferacji intimy i restenozy wewnątrzstentowej było wc...

<table><tbody><tr><td>Cewnik Fogarty 2 French</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>120602F</td><td></td></tr><tr><td>Stent Yukon</td><td>Translumina GmbH, Hechingen, Niemcy</td><td></td><td>Użyć stentu wybranego zgodnie z protokołem badania</td></tr><tr><td>Pożywka RPMI</td><td>Biochrom AG</td><td>Nr.F1275</td><td></td></tr><tr><td>heparyna</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>2B0953</td><td></td></tr><tr><td>izofluran</td><td>Abbott Laboratories</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Provo-Iodine</td><td>Betadine Puredue Pharma</td><td>EAN:5995327165830</td><td></td></tr><tr><td>80% etanol</td><td>Geyer</td><td>ETV 80/0500</td><td></td></tr><tr><td>Mikrozacisk</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PY2-61-0186</td><td></td></tr><tr><td>Szycie 8-0</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson</td><td>2808G</td><td></td></tr><tr><td>Szycie 6-0</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson</td><td>1698 H</td><td></td></tr><tr><td>Karprofen</td><td>Feizer Vet</td><td>PZN:0110208</td><td></td></tr><tr><td>Metamizol</td><td>Ratiopharm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Roztwór do odzyskiwania celu, pH9</td><td>Dako</td><td>S2368</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz sygnału Image-iT FX</td><td>Invitrogen</td><td>I36933</td><td></td></tr><tr><td>mysi monoklonalny przeciwciało anty-GFP</td><td>BD Biosciences</td><td>632381</td><td></td></tr><tr><td>rozcieńczalnik do przeciwciał pierwotnych</td><td>Dako</td><td>S3022</td><td></td></tr><tr><td>kozia anty-mysia IgG, Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>A11017</td><td></td></tr><tr><td>rozcieńczalnik do przeciwciał wtórnych</td><td>Dako</td><td>S0809</td><td></td></tr><tr><td>królicze poliklonalne przeciwciało anty- &amp;alpha;-aktyna mięśni gładkich</td><td>Abcam</td><td>ab5694</td><td></td></tr><tr><td>kozia anty-królicza IgG, Alexa Fluor 555</td><td>Invitrogen</td><td>A21430</td><td></td></tr><tr><td>Odczyn antywyblakający Prolong Gold</td><td>Invitrogen</td><td>P36930</td><td></td></tr></tbody></table>

przeszczepianie i stentowanie ludzkiej tętnicy piersiowej wewnętrznej (ima): model ludzki do badania rozwoju restenozy wewnątrzstentowej

Human Internal Mammary Artery (IMA) Transplantation and Stenting: A Human Model to Study the Development of In-Stent Restenosis

Przedkliniczne modele badawcze in vivo służące do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych w rozwoju hiperplazji intimy po stentowaniu naczyń są kluczowe dla podejść translacyjnych1,2.
Powszechnie stosowane modele zwierzęce obejmują myszy, szczury, króliki i świnie3-5. Jednakże przekładanie tych modeli na warunki kliniczne pozostaje trudne, ponieważ procesy biologiczne te są już badane w naczyniach zwierząt, ale nigdy wcześniej nie były realizowane w modelach badawczych na ludziach6,7. W tym filmie prezentujemy nowy model zhumanizowany, który pozwala pokonać tę lukę translacyjną. Przedstawiona procedura jest powtarzalna, łatwa i szybka w wykonaniu oraz odpowiednia do badania rozwoju hiperplazji intimy i przydatności różnych stentów.
W niniejszym materiale wideo pokazano sposób wykonania techniki stentowej w naczyniach ludzkich, a następnie ich transplantacji do szczurów z niedoborem odporności, oraz zidentyfikowano ludzkie pochodzenie proliferujących komórek.

Niniejszy film przedstawia model służący do badania rozwoju hiperplazji intimy po implantacji stentu z wykorzystaniem ludzkiego naczynia (IMA) w modelu szczura z niedoborem odporności.

Przeszczepianie i stentowanie ludzkiej tętnicy piersiowej wewnętrznej (IMA): model ludzki do badania rozwoju restenozy wewnątrzstentowej

Przedkliniczne modele badawcze in vivo do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych w rozwoju hiperplazji intimy po ... naczyniowym

Ogólnym celem niniejszej procedury jest badanie rozwoju hiperplazji intimy w modeluzhumanizowanym. Jest to realizowane poprzez uprzednie denudowanie odcinka ludzkiej tętnicy piersiowej lub IMA za pomocą cewnika Fogerty’ego o rozmiarze 2 French. Następnie do IMA wprowadza się stent.Następnie odcinek aorty brzusznej szczura zostaje zastąpiony stentowanym IMA. Na koniec ranę zszywa się, a zwierzę pozostawia do rekonwalescencji; uszkodzenie śródbłonka wynikające z inwazyjnej procedury dylatacji balonowej i stentowania prowadzi do stanu zapalnego oraz produkcji cytokin prozapalnych. Powoduje to proliferację komórek mięśni gładkich, które stopniowo zamykają światło naczynia, prowadząc do zwężenia.Ostatecznie można uzyskać wyniki wykazujące proliferację ludzkich komórek mięśni gładkich za pomocą konfokalnej mikroskopii immunofluorescencyjnej. Dzisiaj zaprezentujemy model oceny stenozy nadgarstka w ludzkich tętnicach u biorcy czerwonego. Przewagą tego modelu nad istniejącymi technikami, takimi jak brzuszne mokre stentowanie aorty, jest możliwość oceny ludzkich stentów w ludzkiej tkance.Pomysł na tę metodę pojawił się, gdy dążyliśmy do znalezienia translacyjnego modelu in vivo przebudowy naczyniowej. Aby przygotować IMA, należy najpierw użyć cewnika do embolektomii tętniczej Fogarty o rozmiarze 2 French, aby usunąć endotelium tętnicze poprzez wprowadzenie cewnika do naczynia w celu zapewnienia uszkodzenia śródbłonka. Następnie do naczynia należy wprowadzić ludzki stent o długości 8 mm i średnicy od 2,5 do 3 mm.Przy użyciu odpowiedniego ciśnienia balonika rozszerz stent, aby uzyskać pożądany średnicę. Stentowaną tętnicę piersiową wewnętrzną (IMA) przechowuj w lodzie w temperaturze 4 °C w pożywce RPMI z heparyną do czasu transplantacji. Po znieczuleniu szczura izofluranem zgoli włosy z brzucha, nałóż maskę na nos i pysk zwierzęcia w celu utrzymania 2% znieczulenia, a następnie obszernie zdezynfekuj okolicę brzucha jodynem prowidonylowym i przemyj 80% etanolem.Powtórz te kroki dwukrotnie. Uciśnij tylne łapy, aby upewnić się, że szczur jest odpowiednio zsedowany. Następnie wykonaj laparotomię pośrodkową górną, aby odsłonić brzuszną aortę poniżej nerek.Następnie umieść jelita w rękawiczce zwilżonej roztworem soli fizjologicznej i owiń jelita rękawiczką, aby zapobiec utracie wilgoci. Pod mikroskopem chirurgicznym wypreparuj aortę od obszaru podnerkowego do miejsca jej rozdziału, uważając, aby nie uszkodzić odgałęzień naczyń. Aby zatrzymać przepływ krwi w aorcie, użyj mikroklem, aby najpierw zacisnąć koniec proksymalny, a następnie koniec dystalny. Wyciśnij segment aorty o długości około 0,5 do 0,7 mm i przepłucz pozostałą część aorty 200 jednostkami heparyny.Następnie skróć stento-tętnicę IMA do odpowiedniej długości i umieść ją w przerwie aorty. Potem, używając szwów ciągłych, połącz IMA z aortą biorcy. Ostrożnie otwórz najpierw zacisk na kikut (coddle), a następnie zacisk kranialny.W przeszczepionej IMA oraz na dystalnym końcu aorty powinno być widoczne tętno. Umieść jelita z powrotem w jamie brzusznej i przepłucz ją uprzednio ogrzaną sterylną solą fizjologiczną. Użyj sześciu szwów ciągłych z nici Prolene do zamknięcia warstwy mięśniowej ściany brzusznej, a następnie warstwy skóry.Podczas gdy szczur wciąż znajduje się pod wpływem znieczulenia, należy podać podskórnie od czterech do pięciu miligramów na kilogram karprofenu. Zwierzę należy monitorować codziennie aż do usunięcia IMA, aby zidentyfikować źródło proliferacji.Ludzkie IMA zostało stabilnie przetransdukowane w celu nadekspresji GFP w naczyniu. Przekroje histologiczne zabarwiono przeciwciałami przeciwko GFP, przedstawionym tutaj na zielono, oraz ludzkiej aktynie mięśni gładkich lub SMA, widocznej na czerwono. Jądra komórkowe są zaznaczone na niebiesko.Przedstawiony obraz konfokalny ukazuje pochodzenie proliferujących komórek. To wideo 3D pokazuje kolokalizację SMA w kolorze czerwonym i GFP w kolorze zielonym po zabiegu chirurgicznym. W celu odpowiedzi na pytania dotyczące obliteracji światła, morfologii oraz komórkowości można zastosować inne metody, takie jak histopatologia i konfokalna mikroskopia immunofluorescencyjna.Metoda ta stanowi obiecujący model dla badań translacyjnych. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w przeprowadzaniu eksperymentów.I.

human-internal-mammary-artery-ima-transplantation-stenting-human

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przeszczepienie i stentowanie ludzkiej tętnicy sutkowo-wewnętrznej (IMA): Ludzki model do badania rozwoju reestenozy w stentach

W niniejszym materiale wideo przedstawiono sposób wykorzystania niedrogiego i niezawodnego modelu przedklinicznego do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych rozwoju restenozy wewnątrzstentowej. Zaprezentowano również podłużny monitoring in vivo z wykorzystaniem OCT (optycznej koherentnej tomografii) oraz analizę obrazów OCT.

Obrazowanie restenozy wewnątrzstentowej: niedrogi, niezawodny i szybki model przedkliniczny

Opisano model implantacji stentu w tętnicy szyjnej myszy. W porównaniu z innymi podobnymi metodami, procedura ta jest bardzo szybka, prosta i dostępna, oferując możliwość zbadania w wygodny sposób reakcji ściany naczyniowej na różne stenty uwalniające leki oraz molekularnych mechanizmów restenozy.

Mysi model implantacji stentu w tętnicy szyjnej do badania restenozy

Restenoza po zabiegach sercowo-naczyniowych (operacja pomostowania, angioplastyka lub stentowanie) jest poważnym problemem zmniejszającym trwałość tych procedur. Idealna terapia hamowałaby proliferację komórek mięśni gładkich (VSMC), jednocześnie promując regenerację śródbłonka. Opisano model jednoczesnej oceny proliferacji VSMC i funkcji śródbłonka in vivo.

Mysi uraz zmiażdżenia aorty: skuteczny model in vivo proliferacji komórek mięśni gładkich i funkcji śródbłonka

Ta praca demonstruje nowatorskie podejście do oceny proliferacji, różnicowania i potencjału tworzenia naczyń krwionośnych komórek macierzystych śródbłonka (VESCs) poprzez przeszczep poduszeczki tłuszczowej sutka, a następnie przygotowanie całej tkanki do obserwacji mikroskopowej. Przedstawiono również strategię śledzenia linii w celu zbadania zachowania VESC in vivo.

Nowatorska technika przeszczepu poduszeczki tłuszczowej sutka w celu wizualizacji wytwarzania naczyń krwionośnych śródbłonka

Ten artykuł demonstruje model mysi do badania rozwoju przerostu mięśniowo-intimalnego (MH) po uszkodzeniu balonu aorty.

Uraz balonowy w celu wywołania przerostu mięśniowo-wewnętrznej w aorcie brzusznej myszy

Obecny protokół ma na celu eksperymentalne stworzenie przerostu żył wewnętrznych poprzez poddanie żył działaniu ciśnienia krwi tętniczej w celu opracowania strategii osłabienia przerostu żył wewnętrznych po operacji rewaskularyzacji za pomocą przeszczepów żyłowych.

Model wstawiania żył królika naśladujący operację rewaskularyzacji przy użyciu przeszczepów żył do oceny przerostu błony wewnętrznej pod ciśnieniem tętniczym krwi

Ten protokół opisuje wszczepianie ludzkich stentów wieńcowych do aorty brzusznej szczurów z tłem apoE-/- przy użyciu dostępu przezudowego. W porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi, modele mysie mają zalety wysokiej przepustowości, odtwarzalności, łatwości obsługi i utrzymania oraz szerokiej dostępności markerów molekularnych.

Implantacja stentów wieńcowych wielkości człowieka do aorty brzusznej szczura przy użyciu dostępu przezudowego

W tym protokole, nowatorskie obejście żył świni zostało przeprowadzone przez małe nacięcie w lewej ścianie klatki piersiowej bez krążenia pozaustrojowego. Wykonano pooperacyjne badanie patomorfologiczne, które wykazało pogrubienie błony wewnętrznej.

Opracowanie i ocena modelu choroby przeszczepu żyły świni

Tutaj prezentujemy mysi model zespolenia tętnicy udowej, oferując badaczom cenny model zwierzęcy do badania i symulacji zwężenia zespolenia naczyniowego. Odkrycie to ma kluczowe znaczenie dla pogłębienia naszej wiedzy na temat patofizjologii leżącej u podstaw tego schorzenia oraz ułatwienia dokładniejszych i skuteczniejszych badań nad chorobami naczyniowymi.

Opracowanie mysiego modelu zwężenia zespolenia tętnicy udowej

W niniejszym filmie zaprezentowano model ortotopowego przeszczepu aorty jako prosty model do badania rozwoju waskulopatii przeszczepu (TVP) u szczurów. <br...

Ortotopowy przeszczep aorty: model szczurzy do badania rozwoju przewlekłej waskulopatii

Poznaj model przeszczepu stentowanej tętnicy sutkowej wewnętrznej do aorty szczura do badania rozwoju hiperplazii intymnej i proliferacji ludzkich komórek mięśniowych gładkich.

Przeszczepianie i stentowanie ludzkiej tętnicy piersiowej wewnętrznej (IMA): model ludzki do badania rozwoju restenozy wewnątrzstentowej

Przeglądaj więcej filmów