Name: Szczurzy model przerwania bariery krew-mózg w celu umożliwienia ukierunkowanych terapii nerwowo-naczyniowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-11-30T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 43 s
Description: Poznaj metodę przerwania bariery krew-mózg u szczura za pomocą mannitolu podawanego tętniczo, aby umożliwić dostarczanie leków do mózgu. Technika ta wykorzystuje barwnik Evans Blue do potwierdzenia skuteczności zabiegu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Fundację J.B. Marshalla.

1. Przygotuj zwierzę i sprzęt do zabiegu
<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem operacji należy przygotować obszar operacyjny i zwierzę. Wykonaj cewnik do tętnicy szyjnej, wkładając igłę o rozmiarze 23 w jeden koniec 12-calowej rurki PE50. Wyciąć skos pod kątem około 45° na przeciwległym końcu cewnika. Wysterylizuj sprzęt przed zabiegiem. Noś czepek do włosów, maskę chirurgiczną i sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Umieść poduszkę grzewczą na powierzchni, na której zostanie wykonany zabieg. Aktywuj go i pozwól mu się ogrzać. Przykryj obszar chłonną podkładką na ławkę.</li>
	<li>Sprawdź, czy masz 25% mannitolu w roztworze bez kryształów. Jeśli obecne są kryształy, należy je rozpuścić, umieszczając fiolkę w gorącej łaźni wodnej o temperaturze 80 °C i okresowo mieszając.</li>
	<li>Zapisać masę zwierzęcia.</li>
	<li>Przygotować rozcieńczenie propofolu do podania w dawce 0,8 mg/kg/min z szybkością 0,1 ml/min.</li>
	<li>Umieść szczura w pudełku indukcyjnym na 3 minuty. Ustawienia: 5% izofluranu, natężenie przepływu 2 l/min na respiratorze.</li>
	<li>Na wierzchu jednorazowego ręcznika ogol szyję i obie wewnętrzne strony ud.</li>
</ol>
2. Zaintubuj szczura
<ol>
	<li>Umieść zwierzę z powrotem w pudełku indukcyjnym na 3 minuty.</li>
	<li>Przygotuj rurkę dotchawiczą z cewnikiem dożylnym. W przypadku tej wielkości i szczepu szczura używamy cewnika o pojemności 18 ga. Rurka musi być wystarczająco duża, aby umożliwić odpowiedni przepływ powietrza, ale wystarczająco mała, aby zmieściła się w tchawicy bez powodowania uszkodzeń. Wyciągnąć igłę z plastikowego cewnika i ostrożnie odłamać igłę w odległości ok. 1 cm od jej ostrej końcówki. Igła z buntem będzie twoim rysikiem. Włóż igłę z powrotem do cewnika.</li>
	<li>Zawieś szczura za zęby na ukośnej powierzchni.</li>
	<li>Skieruj światło bezpośrednio na szyję zwierzęcia i ustaw je między jego uszami.</li>
	<li>Włóż małą szpatułkę na ok. 3 cm do części ustnej gardła. Podnieś do góry, delikatnie wyciągając język z ust.</li>
	<li>Wizualizuj otwór tchawicy. Zobaczysz małą dziurę, która otwiera się i zamyka z każdym oddechem.</li>
	<li>Delikatnie włóż cewnik do otworu. Czasami można poczuć, jak plastik dostaje się do chrząstki tchawicy. Tchawica jest wrażliwa. Nie należy zakładać cewnika na siłę.</li>
	<li>Ustawić wentylator na 1 l/min i 60 uderzeń na minutę, a izofluran na 2%.</li>
	<li>Podłącz cewnik do respiratora i przyklej rurkę do powierzchni operacyjnej.</li>
	<li>Sprawdź, czy zwierzę jest znieczulone, wykonując szczypanie palca u nogi.</li>
</ol>
3. Ustal znieczulenie Propofol IV
<ol>
	<li>Zabezpiecz szczura, przyklejając wszystkie cztery kończyny i ogon do powierzchni operacyjnej.</li>
	<li>Trzykrotnie wyszoruj ogoloną szyję i pachwiny mydłem z chlorheksydyną. Następnie wyszoruj chlorheksydyną, spłucz trzy razy.</li>
	<li>Podłączyć strzykawkę z propofolem do zestawu przedłużającego dożylnie. Zamontować strzykawkę na pompie infuzyjnej.</li>
	<li>Za pomocą skalpela przetnij skórę ogolonego uda. Unikaj cięcia mięśni.</li>
	<li>Otwórz nacięcie kleszczami, aby uwidocznić żyłę udową.</li>
	<li>Odciągnij tkankę przez tętnicę, aby odsłonić naczynie.</li>
	<li>Wprowadzić do żyły weterynaryjny cewnik dożylny o mocy 26 ga monoject. Kiedy igła przebije ścianę żyły, poczujesz, że przeciskanie staje się łatwiejsze. Wycofać igłę i wepchnąć cewnik do naczynia.</li>
	<li>Rozpocząć infuzję propofolu od 0,1 ml/min.</li>
	<li>Po 3-5 minutach od rozpoczęcia infuzji propofolu należy zmienić gaz znieczulający na mieszaninę 50%O2 i 50%N2Oi odciąć podawanie izofluranu.</li>
</ol>
4. Odsłonięcie rozwidlenia tętnicy szyjnej wspólnej
<ol>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej na szyi za pomocą ostrza skalpela.</li>
	<li>Przeciąć między dwoma dużymi gruczołami ślinowymi nożyczkami lub skalpelem.</li>
	<li>Wypreparuj tkankę od boku do linii środkowej, aby odsłonić tętnicę szyjną. Użyj kleszczy, aby otworzyć warstwy tkanki. Możesz użyć nożyczek, aby usunąć kawałki, które odsłaniasz kleszczami i określasz, że są minimalnie unaczynione. Zatamuj krwawienie gazą, wacikami i kauteryzacją, jeśli to konieczne.</li>
	<li>Wstrzyknąć 3 ml soli fizjologicznej IP, jeśli wystąpiło umiarkowane lub obfite krwawienie.</li>
	<li>Użyj retraktorów, aby odciągnąć tkankę od tętnicy szyjnej. Znajdź rozwidlenie.</li>
	<li>Odsłoń tętnicę potyliczną tuż dystalnie do rozwidlenia. Kauteryzuj go między kleszczami i oddziel za pomocą elektrokoagulacji.</li>
	<li>Użyj kleszczy, aby w pełni odsłonić rozwidlenie tętnicy szyjnej i jak największą część ECA.</li>
	<li>Odsłonić tętnicę tarczycy górną odgałęziającą się od ECA dystalnie do tętnicy potylicznej. Kauteryzuj go między kleszczami i oddziel za pomocą elektrokoagulacji.</li>
</ol>
5. Cewnikowanie tętnicy szyjnej zewnętrznej
<ol>
	<li>Umieść 2 odcinki jedwabiu 4/0 pod ECA.</li>
	<li>Chwyć 1 odcinek szwu za pomocą hemostatu i cofnij ECA do tyłu doogonowo (w kierunku łap szczura).</li>
	<li>Weź drugi szew i zawiąż jak najdalej czaszką (w kierunku pyska szczura) węzłem chirurgicznym. W ten sposób powstaje trwała ligatura do poświęcenia Trybunału Obrachunkowego.</li>
	<li>Usuń pierwszy hemostat (ten, który wywierał napięcie ogonowe) i chwyć drugi szew (ten, który jest zawiązany wokół ECA) i delikatnie nałóż czaszkę za pomocą hemostatu.</li>
	<li>Zawiąż luźno węzeł innego chirurga (nie zabezpieczaj - zostaw ledwo zawiązany) dystalnie do rozwidlenia i proksymalnie do podwiązania stałego.</li>
	<li>Nawadniaj 1% lidokainą, aby rozluźnić tętnicę.</li>
	<li>Napełnij cewnik heparynizowaną solą fizjologiczną.</li>
	<li>Umieść tymczasowy klips do naczynia jak najbliżej rozwidlenia. Umieść klips naczynia pod kątem, aby zmaksymalizować przestrzeń do cewnikowania. Przesuń luźny węzeł w kierunku klipsa.</li>
	<li>Wykonaj małą arteriotomię (cięcie) w ECA tuż obok ligatury za pomocą mikronożyczek. Nie powinno być krwawienia, jeśli klips i ligatura są zabezpieczone.</li>
	<li>Używając kleszczy do kontrolowania ścianek ECA, wprowadź skośny koniec cewnika do naczynia.</li>
	<li>Zabezpiecz cewnik luźnym węzłem szwu. Zawiąż tętnicę wokół cewnika.</li>
	<li>Zdejmij klips i wyczyść obszar bawełnianym wacikiem.</li>
	<li>Przesuń cewnik do około 1 mm dystalnie do rozwidlenia. Przytrzymaj tętnicę kleszczami proksymalnie do węzła, aby upewnić się, że naczynie jest unieruchomione.</li>
</ol>
6. Podawać mannitol
<ol>
	<li>Napełnij zestaw przedłużaczy dożylnych 8" i strzykawkę o pojemności 6 ml mannitolem, nie tworząc pęcherzyków powietrza. Przechowywać w inkubatorze w temperaturze 37 °C. Uwaga: pracować szybko z mannitolem - łatwo wytrąci się z roztworu w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Aby uwidocznić BBBD, możesz podać niebieski barwnik Evansa i obserwować, jak wnika on w obszary mózgu, w których bariera została naruszona. W tym celu należy podać zwierzęciu 2 ml/kg 2% Evans Blue przez nowe miejsce dożylne na nodze przeciwlegle do wlewu propofolu.</li>
	<li>Przymocuj zestaw przedłużający do filtra 5 μm i napełnij go mannitolem, aby usunąć pęcherzyki powietrza. Następnie przymocuj go do kranu bez tworzenia bąbelków.</li>
	<li>Podawać mannitol w dawce 0,09 ml/s przez 25 sekund. Obserwuj, czy mannitol osiągnął równowagę z przepływem w tętnicy szyjnej wspólnej w punkcie tuż proksymalnym do ICA. Powinno się wydawać, że pulsuje wraz z tętnem szczura. Jeśli mannitol po prostu spływa w dół w kierunku serca, pokonałeś ciśnienie krwi szczura. Może to powodować zagrażające życiu powikłania i słabą barierę krew-mózg.</li>
</ol>

<ol><li>Abbott, N. J., Patabendige, A. A. K., Dolman, D. E. M., Yusof, S. R., Begley, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+and+function+of+the+blood-brain+barrier%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+disease%22%5BJournal%5D)">Structure and function of the blood-brain barrier.</a> Neurobiology of disease. 37, 13-25 (2010).</li>
<li>Smith, Q. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Blood-Brain+Barrier%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">The Blood-Brain Barrier.</a> 89, 193-208 (2003).</li>
<li>Kroll, R. A., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outwitting+the+blood-brain+barrier+for+therapeutic+purposes%3A+osmotic+opening+and+other+means%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Outwitting the blood-brain barrier for therapeutic purposes: osmotic opening and other means.</a> Neurosurgery. 42, 1083(1998).</li>
<li>Kroll, R. A., Pagel, M. A., Muldoon, L. L., Roman-Goldstein, S., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increasing+volume+of+distribution+to+the+brain+with+interstitial+infusion%3A+dose%2C+rather+than+convection%2C+might+be+the+most+important+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Increasing volume of distribution to the brain with interstitial infusion: dose, rather than convection, might be the most important factor.</a> Neurosurgery. 38, 746-754 (1996).</li>
<li>Butt, A. M., Jones, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+histamine+and+antagonists+on+electrical+resistance+across+the+blood-brain+barrier+in+rat+brain-surface+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research%22%5BJournal%5D)">Effect of histamine and antagonists on electrical resistance across the blood-brain barrier in rat brain-surface microvessels.</a> Brain research. 569, 100-105 (1992).</li>
<li>Inamura, T., Black, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bradykinin+selectively+opens+blood-tumor+barrier+in+experimental+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Bradykinin selectively opens blood-tumor barrier in experimental brain tumors.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 14, 862-870 (1994).</li>
<li>Matsukado, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+tumor+uptake+of+carboplatin+and+survival+in+glioma-bearing+rats+by+intracarotid+infusion+of+bradykinin+analog%2C+RMP-7%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Enhanced tumor uptake of carboplatin and survival in glioma-bearing rats by intracarotid infusion of bradykinin analog, RMP-7.</a> Neurosurgery. 39, 125(1996).</li>
<li>Kroll, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+drug+delivery+to+intracerebral+tumor+and+surrounding+brain+in+a+rodent+model%3A+a+comparison+of+osmotic+versus+bradykinin+modification+of+the+blood-brain+and%2For+blood-tumor+barriers%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Improving drug delivery to intracerebral tumor and surrounding brain in a rodent model: a comparison of osmotic versus bradykinin modification of the blood-brain and/or blood-tumor barriers.</a> Neurosurgery. 43, 879(1998).</li>
<li>Kinoshita, M., McDannold, N., Jolesz, F. A., Hynynen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+localized+delivery+of+Herceptin+to+the+mouse+brain+by+MRI-guided+focused+ultrasound-induced+blood-brain+barrier+disruption%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Noninvasive localized delivery of Herceptin to the mouse brain by MRI-guided focused ultrasound-induced blood-brain barrier disruption.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 103, 11719-11723 (2006).</li>
<li>Neuwelt, E. A., Dahlborg, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemotherapy+administered+in+conjunction+with+osmotic+blood-brain+barrier+modification+in+patients+with+brain+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuro-oncology%22%5BJournal%5D)">Chemotherapy administered in conjunction with osmotic blood-brain barrier modification in patients with brain metastases.</a> Journal of neuro-oncology. 4, 195-207 (1987).</li>
<li>Doolittle, N. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+a+multicenter+study+using+intraarterial+chemotherapy+in+conjunction+with+osmotic+opening+of+the+blood-brain+barrier+for+the+treatment+of+patients+with+malignant+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of a multicenter study using intraarterial chemotherapy in conjunction with osmotic opening of the blood-brain barrier for the treatment of patients with malignant brain tumors.</a> Cancer. 88, 637-647 (2000).</li>
<li>Guillaume, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-arterial+chemotherapy+with+osmotic+blood-brain+barrier+disruption+for+aggressive+oligodendroglial+tumors%3A+results+of+a+phase+I+study%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Intra-arterial chemotherapy with osmotic blood-brain barrier disruption for aggressive oligodendroglial tumors: results of a phase I study.</a> Neurosurgery. 66, 48(2010).</li>
<li>Remsen, L. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+anesthetic+choice%2C+PaCO2%2C+and+other+factors+on+osmotic+blood-brain+barrier+disruption+in+rats+with+brain+tumor+xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">The influence of anesthetic choice, PaCO2, and other factors on osmotic blood-brain barrier disruption in rats with brain tumor xenografts.</a> Anesthesia & Analgesia. 88, 559-559 (1999).</li>
<li>Nilaver, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+herpesvirus+and+adenovirus+to+nude+rat+intracerebral+tumors+after+osmotic+blood-brain+barrier+disruption%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Delivery of herpesvirus and adenovirus to nude rat intracerebral tumors after osmotic blood-brain barrier disruption.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 92, 9829(1995).</li>
<li>Fortin, D., McCormick, C. I., Remsen, L. G., Nixon, R., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unexpected+neurotoxicity+of+etoposide+phosphate+administered+in+combination+with+other+chemotherapeutic+agents+after+blood-brain+barrier+modification+to+enhance+delivery%2C+using+propofol+for+general+anesthesia%2C+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Unexpected neurotoxicity of etoposide phosphate administered in combination with other chemotherapeutic agents after blood-brain barrier modification to enhance delivery, using propofol for general anesthesia, in a rat model.</a> Neurosurgery. 47, 199(2000).</li>
<li>Neuwelt, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+CNS+lymphoma+treated+with+osmotic+blood-brain+barrier+disruption%3A+prolonged+survival+and+preservation+of+cognitive+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+clinical+oncology%22%5BJournal%5D)">Primary CNS lymphoma treated with osmotic blood-brain barrier disruption: prolonged survival and preservation of cognitive function.</a> Journal of clinical oncology. 9, 1580(1991).</li>
<li>Remsen, L. G., Trail, P. A., Hellström, I., Hellström, K. E., Neuwelt, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+delivery+improves+the+efficacy+of+a+tumor-specific+doxorubicin+immunoconjugate+in+a+human+brain+tumor+xenograft+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Enhanced delivery improves the efficacy of a tumor-specific doxorubicin immunoconjugate in a human brain tumor xenograft model.</a> Neurosurgery. 46, 704(2000).</li>
<li>Neuwelt, E. A., Pagel, M. A., Kraemer, D. F., Peterson, D. R., Muldoon, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+marrow+chemoprotection+without+compromise+of+chemotherapy+efficacy+in+a+rat+brain+tumor+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Experimental+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Bone marrow chemoprotection without compromise of chemotherapy efficacy in a rat brain tumor model.</a> Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 309, 594-599 (2004).</li>
</ol>

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Istnieje kilka sposobów maksymalizacji skuteczności BBBD. Ważne jest, aby zminimalizować krwawienie w fazie odcięcia. Na ciśnienie krwi i częstość akcji serca może mieć wpływ znaczne krwawienie, a wiadomo, że czynniki te wpływają na stopień BBBD13. Krwawienie można zmniejszyć, stosując szwy do podwiązania głównych naczyń, takich jak tętnice tarczycy górnej i potylicznej, które należy podzielić. Dodatkowo elektrokoagulacja może być stosowana do dzielenia naczyń krwionośnych i preparowania obszarów, które mają b...

<table><tbody><tr><td>Długi szczur Evans</td><td>Harlan Laboratories</td><td></td><td>210-250 g, męski</td></tr><tr><td>PE 50 Rurki</td><td>Beckton-Dickinson</td><td></td><td></td></tr><tr><td>18 mm x 2,5 "Cewnik dożylny</td><td>Terumo</td><td></td><td>Do rurki ET</td></tr><tr><td>Zestawy przedłużające 30" IV</td><td></td> Weterynaryjny cewnik dożylny Abbott <td></td><td></td></tr><tr><td>26 gauge</td><td>Monoject</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Evans niebieski barwnik</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr><tr><td>Bipolarny</td> filtr <td>Codmana</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, 5 &mu; m</td><td>Braun</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

szczurzy model przerwania bariery krew-mózg w celu umożliwienia ukierunkowanych terapii nerwowo-naczyniowych

Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

Komórki śródbłonka ze ścisłymi połączeniami wraz z błoną podstawną i stopami końcowymi astrocytów otaczają naczynia krwionośne mózgu, tworząc barierę krew-mózg1. Bariera selektywnie wyklucza cząsteczki z przechodzenia między krwią a mózgiem na podstawie ich wielkości i ładunku. Funkcja ta może utrudniać dostarczanie leków na zaburzenia neurologiczne. Na przykład wiele leków chemioterapeutycznych nie przekroczy skutecznie bariery krew-mózg, aby dotrzeć do komórek nowotworowych2. W związku z tym poprawa dostarczania leków przez barierę krew-mózg jest obszarem zainteresowania.
Najbardziej rozpowszechnionymi metodami zwiększania dostarczania leków do mózgu są bezpośrednia infuzja mózgowa i zakłócenie bariery krew-mózg3. Bezpośredni wlew domózgowy gwarantuje, że terapie dotrą do mózgu; Jednak ta metoda ma ograniczoną zdolność do dyspersji leku4. Przerwanie bariery krew-mózg (BBBD) umożliwia przepływ leków bezpośrednio z układu krążenia do mózgu, a tym samym skuteczniejsze dotarcie do rozproszonych komórek nowotworowych. Trzy metody przełamywania bariery obejmują przerwanie bariery osmotycznej, przerwanie bariery farmakologicznej oraz skoncentrowane ultradźwięki z mikropęcherzykami. Zakłócenie osmotyczne, zapoczątkowane przez Neuwelt, wykorzystuje hipertoniczny roztwór 25% mannitolu, który odwadnia komórki bariery krew-mózg, powodując ich kurczenie się i przerywanie ich ścisłych połączeń. Przerwanie bariery ochronnej można również osiągnąć farmakologicznie za pomocą związków wazoaktywnych, takich jak histamina5 i bradykinina6. Metoda ta jest jednak selektywna przede wszystkim w odniesieniu do bariery mózgowo-nowotworowej7. Ponadto stwierdzono, że RMP-7, analog peptydu bradykininy, jest gorszy w porównaniu z osmotycznym BBBD z 25% mannitolem8. Wykazano również, że inna metoda, zogniskowane ultradźwięki (FUS) w połączeniu z mikropęcherzykowymi ultradźwiękowymi środkami kontrastowymi, odwracalnie otwiera barierę krew-mózg9. Jednak w porównaniu z FUS, 25% mannitol ma dłuższą historię bezpieczeństwa u ludzi, co czyni go sprawdzonym narzędziem do badań translacyjnych10-12.
Aby osiągnąć BBBD, mannitol musi być dostarczany z dużą szybkością bezpośrednio do krążenia tętniczego mózgu. U ludzi cewnik wewnątrznaczyniowy jest kierowany do mózgu, gdzie można uzyskać szybki, bezpośredni przepływ. Protokół ten jak najdokładniej modeluje ludzką chorobę krew-mózg. Po przecięciu do rozwidlenia tętnicy szyjnej wspólnej, cewnik jest wprowadzany wstecz do ECA i używany do dostarczania mannitolu bezpośrednio do krążenia tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA). Propofol i znieczulenie N2Osą stosowane ze względu na ich zdolność do maksymalizacji skuteczności przełamywania bariery13. Jeśli zostanie przeprowadzona prawidłowo, procedura ta ma zdolność bezpiecznego, skutecznego i odwracalnego otwarcia bariery krew-mózg i poprawy dostarczania leków, które zwykle nie docierają do mózgu 8,13,14.

<img alt="Półkule mózgu, A i B, porównanie wizualne, eksperyment z pobieraniem barwnika, badanie anatomiczne." src="/files/ftp_upload/50019/50019fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Wizualizacja przerwania bariery krew-mózg poprzez ekstrawasację barwnika błękitu Ewansa. Błękit Ewansa jest pigmentem, który wiąże się z albuminami i w warunkach fizjologicznych nie przenika do tkanki mózgowej. Przerwanie bariery krew-mózg po jed...

Zakłócenie bariery krew-mózg pomaga w dostarczaniu niektórych leków do mózgu. Mannitol podawany dotętniczo obkurcza komórki otaczające naczynia krwionośne w celu fizycznego przerwania bariery.

Szczurzy model przerwania bariery krew-mózg w celu umożliwienia ukierunkowanych terapii nerwowo-naczyniowych

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain ...

Ogólnym celem tej procedury jest przerwanie bariery krew-mózg. Osiąga się to poprzez uprzednie umieszczenie zwierzęcia w znieczuleniu dożylnym z dotchawiczymi drogami oddechowymi. Następnie odsłania się rozwidlenie tętnicy szyjnej wspólnej.Następnie wprowadza się cewnik do tętnicy szyjnej zewnętrznej. Na koniec podaje się mannitol. Ostatecznie można uzyskać wyniki, które wskazują na przerwanie bariery krew-mózg poprzez wynaczynienie niebieskiego barwnika Evana.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami terapii dotętniczej jest to, że umożliwia ona przedostawanie się leków do mózgu, które zwykle nie przekraczają bariery krew-mózg w warunkach fizjologicznych. Ma to implikacje w dziedzinie neurobiologii, ponieważ pozwala nam testować nowe terapie, które mają słabą zdolność do przekraczania bariery krew-mózg. Implikacje tej techniki rozciągają się na neuroonkologię, ponieważ wiele środków chemioterapeutycznych nie przekracza bariery krew-mózg.Cóż, chociaż ta metoda daje nam wgląd w nowe onkologie, może również dostarczyć nam informacji na temat innych zaburzeń neurologicznych leczonych lekami o słabej przepuszczalności bariery krew-mózg. Mamy nadzieję, że wizualna demonstracja tej metody pozwoli naukowcom i osobom zaznajomionym z chirurgią zwierząt na zastosowanie tej techniki w swoich laboratoriach. Na początek przygotuj roztwór 25% mannitolu i sprawdź, czy nie ma kryształów.Jeśli kryształy są obecne, rozpuść je, umieszczając fiolkę w łaźni wodnej o temperaturze 80 stopni Celsjusza i wymieszaj. Okresowo rejestruj masę zwierzęcia i przygotuj dwie strzykawki o pojemności 12 ml propofolu, które mają być dostarczane z szybkością 0,1 mililitra na minutę. Po znieczuleniu zwierzęcia w komorze indukcyjnej należy położyć je na jednorazowym ręczniku i ogolić jego szyję oraz wewnętrzną stronę ud.Umieść zwierzę z powrotem w komorze indukcyjnej na trzy minuty. Aby przygotować się do intubacji w celu intubacji szczura, zacznij od przygotowania rurki dotchawiczej z cewnikiem dożylnym. Rurka musi być wystarczająco duża, aby umożliwić odpowiedni przepływ powietrza, ale wystarczająco mała, aby zmieściła się w tchawicy bez powodowania uszkodzeń.Aby zrobić rysik, wyciągnij igłę z plastikowego cewnika i ostrożnie złamij igłę. Około jednego centymetra od ostrej końcówki włóż igłę z powrotem do cewnika. Następnie zawieś szczura za zęby na ukośnej powierzchni, skieruj światło bezpośrednio na szyję zwierzęcia ustawioną między uszami.Następnie włóż małą szpatułkę do jamy ustnej gardła. Około trzech centymetrów. Podnieś do góry, delikatnie wyciągając język z ust.Wyobraź sobie otwarcie tchawicy jako mały otwór, który otwiera się i zamyka. Przy każdym oddechu delikatnie wkładaj cewnik do otworu, uważając, aby nie wcisnąć go na siłę w chrząstkę wrażliwej tchawicy. Ustaw respirator na jeden litr na minutę i 60 uderzeń na minutę, a następnie fluor na 2%Następnie podłącz cewnik do respiratora i przyklej rurkę do powierzchni operacyjnej.Sprawdź, czy zwierzę jest znieczulone, wykonując szczypanie palca u nogi. Zabezpiecz trasę, przyklejając wszystkie cztery kończyny w ogonie do powierzchni operacyjnej. Trzykrotnie wyszoruj ogoloną szyję i pachwiny mydłem z chlorheksydyną.Następnie wyszoruj chlorheksydyną. Spłucz trzy razy. Podłączyć strzykawkę z propofolem do zestawu przedłużającego dożylnie i zamontować strzykawkę na pompie infuzyjnej.Następnie za pomocą skalpela przeciąć skórę ogolonego uda bez przecinania mięśnia. Następnie użyj kleszczy, aby otworzyć nacięcie i zlokalizować żyłę udową i odciągnąć tkankę nad tętnicą, aby odsłonić naczynie. Wprowadzić do żyły weterynaryjny cewnik dożylny z mono wyrzutem 26 G.Gdy igła przebije ścianę żyły, przeciskanie stanie się łatwiejsze. Wycofaj igłę i wepchnij cewnik do naczynia na trzy do pięciu minut. Po rozpoczęciu infuzji propofolu należy zmienić gaz znieczulający na mieszaninę 50%O2 i 50%N dwa O i odciąć dopływ fluoru.Aby odsłonić rozwidlenie tętnicy szyjnej wspólnej, zacznij od użycia ostrza skalpela, aby wykonać nacięcie w linii środkowej na szyi. Przetnij powierzchowną fasadę wzdłuż linii środkowej, aby dotrzeć do mięśnia gnykowego mostka nad tchawicą. Odsuń tkankę na bok, aby uwidocznić grupę trzech mięśni, gnyk mostka, di żołądka i wyrostek sutkowaty mostka, które utworzyły trójkąt szyjny szczura za pomocą kleszczy lub nożyczek.Oddziel powięź między mięśniami trójkąta szyjnego, aby odsłonić tętnicę szyjną. Użyj kauteryzacji dwubiegunowej, aby podzielić drobne naczynia wraz z gazą i wacikami Aby zatamować krwawienie, użyj retraktorów, aby rozsunąć mięśnie kleszczami. Odsuń tkankę od tętnicy szyjnej i znajdź rozwidlenie.Odsłoń tętnicę potyliczną tuż dystalnie do rozwidlenia. Kauteryzuj go między kleszczami i użyj elektrokoagulacji, aby oddzielić go kleszczami. Całkowicie odsłonić rozwidlenie tętnicy szyjnej i jak największą część tętnicy szyjnej zewnętrznej lub ECA.Odsłonić tętnicę tarczycy górną odgałęziającą się od ECA dystalnie do tętnicy potylicznej. Kauteryzuj go między kleszczami i oddziel, aby cewnikować ECA. Umieść pod nim dwie długości po cztery oh jedwab.Użyj hemostatu i chwyć jedną długość szwu, a drugi szew coly należy coally do tyłu. Zawiąż go węzłem chirurga jak najdalej od czaszki, dystalnie do rozwidlenia i proksymalnie do stałej ligatury. Luźno zawiąż węzeł innego chirurga, aby rozluźnić tętnicę.Przepłukać go 1% lidokainą, napełnić cewnik heparynizowaną solą fizjologiczną. Następnie umieść tymczasowy klips do naczynia pod kątem jak najbliżej rozwidlenia. Następnie przesuń luźny węzeł w kierunku klipsa za pomocą mikronożyczek.Wykonaj małe nacięcie w ECA tuż obok ligatury. Jeśli klips i ligatura są zabezpieczone, nie powinno być krwawienia za pomocą kleszczy. Aby kontrolować ściany ECA, wprowadź skośny koniec cewnika do naczynia z luźnym węzłem chirurgicznym.Zabezpiecz cewnik. Zawiąż tętnicę wokół cewnika, a następnie zdejmij klips i użyj bawełnianego wacika, aby oczyścić obszar. Przesunąć cewnik o około jeden milimetr dystalnie do rozwidlenia.Użyj kleszczy, aby przytrzymać tętnicę proksymalnie do węzła, aby upewnić się, że naczynie jest unieruchomione. Do podawania mannitolu. Napełnij ośmiocalowy zestaw przedłużaczy dożylnych i sześciomililitrową strzykawkę mannitolem bez tworzenia pęcherzyków powietrza.Przechowuj go w temperaturze 37 stopni Celsjusza, aby uwidocznić przerwanie bariery krew-mózg, lub BBBD podaj dwa miligramy na kilogram 2% Evans Blue przez nowe miejsce dożylne na nodze przeciwległe do wlewu propofolu. Przymocuj zestaw przedłużający do filtra o grubości pięciu mikronów i napełnij go minolem, aby usunąć pęcherzyki powietrza. Następnie przymocuj go do kurka odcinającego, nie tworząc pęcherzyków.Podawaj mannitol w ilości 0,09 mililitra na sekundę Przez 25 sekund obserwuj, czy mannitol osiągnął równowagę z przepływem w tętnicy szyjnej wspólnej w punkcie bliskim tętnicy szyjnej wewnętrznej, powinno się wydawać, że pulsuje wraz z tętnem szczura. Upewnij się, że mannitol nie przepływa w kierunku serca, co oznacza, że przepływ przekroczył ciśnienie krwi szczura i może spowodować poważne komplikacje. Przerwanie bariery krew-mózg po jednej stronie mózgu pozwala niebieskiemu Evanowi dostać się i zabarwić zakłóconą półkulę na niebiesko, podczas gdy półkula niezakłócająca pozostaje niezmieniona.Pokazany tutaj jest przykład mózgu bez zaburzenia bariery krew-mózg lub BBBD, a tutaj jest przykład mózgu zabarwionego na niebiesko po osmotycznym BBBD, zauważ, że prawa półkula jest zabarwiona i że trochę niebieskiego koloru dostaje się do lewej półkuli w pobliżu przyśrodkowej szczeliny podłużnej w wyniku mieszania przepływu krwi w okręgu Willisa. Technika ta toruje naukowcom drogę do zbadania terapii, które nie przekraczają bariery krew-mózg w modelu szczurzym. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś być w stanie zakłócić niewyraźną barierę mózgową poprzez cewnikowanie tętnicy szyjnej i wlanie roztworu manitolu bezpośrednio do mózgu.

rat-model-blood-brain-barrier-disruption-to-allow-targeted

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model szczura zaburzeń bariery kręgowo-mózgowej umożliwiający stosowanie ukierunkowanych terapii naczyń krwionośnych ośrodkowego układu nerwowego

Wywoływanie przerwania bariery krew-mózg (BBB) za pomocą skupionego ultradźwięku z wykorzystaniem mikropęcherzyków jest obiecującą techniką nieinwazyjnego, celowanego dostarczania leków do mózgu1-3. Niniejszy protokół opisuje procedurę eksperymentalną dla transkranialnego przerwania BBB pod kontrolą MRI w modelu szczura.

Przełamywanie bariery krew-mózg pod kontrolą MRI z użyciem przezczaszkowego ultradźwiękowego ogniskowania w modelu szczura

W tym filmie opisujemy kompleksowy protokół do stworzenia modelu in vitro naśladującego barierę krew-mózg. Model ten jest obiecujący, jeśli chodzi o zrozumienie sposobu dostarczania środków terapeutycznych w leczeniu guzów mózgu.

Bariera nowotworowa krew-mózg lub model BBTB: adaptacja bariery krew-mózg lub model BBB w celu oceny dostarczania leków do guza

Stworzenie ludzkich modeli bariery krew-mózg (BBB) może przynieść korzyści badaniom nad chorobami mózgu związanymi z niewydolnością bariery krew-mózg. Opisujemy tutaj ulepszoną technikę przygotowania kontaktowego modelu BBB, która umożliwia kokulturację ludzkich astrocytów i komórek śródbłonka mózgu po przeciwnych stronach porowatej błony.

Ulepszona metoda przygotowania opartego na komórkach ludzkich, kontaktowego modelu bariery krew-mózg

Celem niniejszego badania było sprawdzenie odtwarzalności modelu BBB in vitro z udziałem syngenicznej kohodowli komórek śródbłonka i astrocytów na szczurach. Monowarstwa komórek śródbłonka charakteryzowała się wysoką przepuszczalnością TEER i niską przepuszczalnością LY. Oceniano ekspresję specyficznych białek TJ, funkcjonalne odpowiedzi na stan zapalny oraz funkcjonalność transporterów i receptorów.

Tworzenie modelu in vitro bariery krew-mózg szczura (BBB): skupienie się na nieprzepuszczalności bariery krew-mózg i transporcie za pośrednictwem receptorów

Tutaj prezentujemy test przepuszczalności naczyń krwionośnych mózgu myszy za pomocą dootrzewnowego wstrzykiwania znaczników fluorescencyjnych, a następnie perfuzji, który ma zastosowanie do zwierzęcych modeli dysfunkcji bariery krew-mózg. Jedna półmózg służy do ilościowej oceny przepuszczalności, a druga do wizualizacji znacznika/barwienia immunologicznego. Zabieg trwa 5 - 6 godzin dla 10 myszy.

Test przepuszczalności bariery krew-mózg in vivo u myszy przy użyciu znaczników znakowanych fluorescencyjnie

Ogólnym celem tej procedury jest dostarczenie wysoce powtarzalnej techniki oceny in vivo naruszenia bariery krew-mózg w szczurzych modelach udaru niedokrwiennego.

Ocena in vivo przerwania bariery krew-mózg w szczurzym modelu udaru niedokrwiennego

Tutaj prezentujemy protokół opisujący ustawienie systemu hodowli z porowatej membrany poliestrowej BBB (bariera krew-mózg) w celulonowym systemie hodowli w celu oceny transportu biomolekuł lub czynników zakaźnych przez ludzki BBB i ich fizjologicznego wpływu na sąsiednie komórki mózgowe.

Model interfejsu krew-mózg człowieka do badania przekraczania barier przez patogeny lub leki oraz ich interakcji z mózgiem

Ukierunkowanie leków na nowotwory ośrodkowego układu nerwowego jest dużym wyzwaniem. W tym miejscu opisujemy protokół wytwarzania in vitro naśladującego barierę nowotworową krew-mózg przy użyciu komórek mysich i / lub ludzkich oraz omawiamy ich znaczenie dla przewidywalności celowania w nowotwór ośrodkowego układu nerwowego in vivo.

Przewidywanie dostarczania ładunków in vivo przy użyciu bariery krew-mózg w naczyniu

Bariera krew-mózg (BBB) to wielokomórkowa jednostka nerwowo-naczyniowa ściśle regulująca homeostazę mózgu. Łącząc ludzkie iPSC i technologie narządów na chipie, stworzyliśmy spersonalizowany chip BBB, odpowiedni do modelowania chorób i przewidywania penetracji leków do OUN. Opisano szczegółowy protokół generowania i działania chipa BBB.

Generacja ludzkiego chipa bariery krew-mózg opartego na iPSC

Ten protokół opisuje metodę tworzenia ludzkiej bariery krew-mózg (BBB) w modelu in vitro. Komórki śródbłonka i perycyty są wysiewane po obu stronach wkładki filtracyjnej (przedział krwi), a astrocyty są wysiewane w dolnej studzience (przedział mózgowy). Scharakteryzowany model wykorzystano w eksperymentach z transportem nanocząstek.

System potrójnej hodowli komórkowej modelujący ludzką barierę krew-mózg

Bariera krew-mózg (BBB) odgrywa kluczową rolę w utrzymaniu stabilnego i zdrowego środowiska mózgu. Dysfunkcja bariery krew-mózg jest związana z wieloma chorobami neurologicznymi. Opracowaliśmy trójwymiarowy model bariery krew-mózg pochodzący z komórek macierzystych, aby zbadać patologię naczyń mózgowych, integralność bariery krew-mózg oraz sposób, w jaki bariera krew-mózg jest zmieniona przez genetykę i chorobę.

Rekonstrukcja bariery krew-mózg in vitro w celu modelowania i terapeutycznego ukierunkowania choroby neurologicznej

Poznaj metodę przerwania bariery krew-mózg u szczura za pomocą mannitolu podawanego tętniczo, aby umożliwić dostarczanie leków do mózgu. Technika ta wykorzystuje barwnik Evans Blue do potwierdzenia skuteczności zabiegu.

Szczurzy model przerwania bariery krew-mózg w celu umożliwienia ukierunkowanych terapii nerwowo-naczyniowych

Przeglądaj więcej filmów