Name: Mysia resekcja jelita krętniczo-okrężniczego z zespoleniem pierwotnym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 49 s
Description: Poznaj technikę resekcji jelita krętniczo-okrężniczego u myszy z zespoleniem pierwotnym. Metoda obejmuje ligaturę naczyń, usunięcie niedokrwionego odcinka i wykonanie anastomozy. Procedura umożliwia badanie skutków chirurgicznych resekcji jelit w modelach chorób.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować za wkład finansowy Kanadyjskiego Funduszu Badań Chirurgicznych, Funduszu Pomocy Badawczej Pracowników Obywatelskich w Edmonton oraz Konsorcjum Alberta IBD poprzez grant od Alberta Innovates.

Protokoły użytkowania zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Naukach o Zdrowiu na Uniwersytecie Alberty.
1. Przygotowanie instrumentów, zwierząt i konfiguracji operacyjnej
<ol>
	<li>Przenieść zwierzęta do nowej, czystej klatki bez wszelkiego stałego pokarmu na 24 godziny przed zabiegiem. Mogą mieć swobodny dostęp do wody i płynnej diety ad lib do czasu zabiegu.</li>
	<li>W autoklawie należy umieścić wszystkie narzędzia potrzebne do zabiegu. Oczyść powierzchnię operacyjną i znieczulający stożek nosowy 70% etanolem.</li>
	<li>Ustaw powierzchnię operacyjną z mikroskopem operacyjnym, aparatem anestezjologicznym i materiałami eksploatacyjnymi w sposób wygodny dla chirurga operującego. Łokcie chirurga powinny wygodnie spoczywać na stole operacyjnym, a dłonie i ramiona nie są zasłonięte sprzętem. Narzędzia, szwy, waciki i strzykawkę o pojemności 10 ml należy umieścić w miejscu umożliwiającym łatwy dostęp podczas zabiegu.</li>
	<li>Ustaw górne lampy grzewcze, aby zapewnić zarówno ciepło zwierzęciu podczas zabiegu, jak i światło na powierzchni operacyjnej.</li>
	<li>Napełnij stożkową probówkę o pojemności 50 ml 0,9% solą fizjologiczną, a probówkę o pojemności 1,5 ml wazeliną i umieść w pobliżu powierzchni roboczej. 
	UWAGA: Wysterylizuj wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne. Ponieważ jelito jest przecięte, sam zabieg nie jest sterylny. Jest uważany za czysty zanieczyszczony. Podejmij środki, aby uniknąć wprowadzenia egzogennych źródeł infekcji.</li>
</ol>
2. Resekcja jelitowo-okrężnicza z zespoleniem
<ol>
	<li>Wywołaj znieczulenie, podając 4% izofluranu o natężeniu przepływu tlenu 2 l/min przez stożek nosowy z parownika izofluranu, aż częstość oddechów zwierzęcia zwolni do około 30-40 oddechów/min. Przed rozpoczęciem zabiegu należy wywierać umiarkowany nacisk na tylną stopę myszy, aby upewnić się, że nie ma reakcji bólowej. W tym momencie zmniejsz poziom izofluranu do 2% i przepływ tlenu do 0,5 l/min. Okresowo sprawdzaj reakcję na ból podczas zabiegu i odpowiednio dostosuj szybkość przepływu izofluranu.</li>
	<li>Nałóż wazelinę na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas operacji, i unieruchamij mysz w pozycji leżącej z kończynami zabezpieczonymi przezroczystą taśmą.</li>
	<li>Oczyść brzuch roztworem wody i jodu i zmień na nowe sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Wykonaj 1,5 cm nacięcie skóry w górnej linii środkowej brzucha za pomocą ostrych nożyczek preparujących, aby odsłonić powięź i otrzewną. Otwórz warstwę powięziową/otrzewnową w podobny sposób przez linea alba, aby odsłonić zawartość otrzewnej.</li>
	<li>W przeciwieństwie do ludzi, jelito ślepe myszy zwykle znajduje się w lewym górnym kwadrancie brzucha. Po zidentyfikowaniu delikatnie chwyć jelito ślepe kleszczami i przeprowadź je przez nacięcie. Użyj zwilżonych bawełnianych wacików, aby rozciągnąć około 3 cm końcowego odcinka jelita krętego wystającego z jelita ślepego na sterylną gazę udrapowaną na powierzchni brzucha (ryc. 1A). Upewnij się, że odsłonięte jelito jest wilgotne 0,9% soli fizjologicznej przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	<li>Zidentyfikuj tętnicę krętniczo-kątniczą odgałęziającą się od tętnicy krezkowej górnej wzdłuż okrężnicy (ryc. 1A) za pomocą mikroskopu operacyjnego. Wypreparuj beznaczyniowe tkanki przylegające do tętnicy krętniczo-kątniczej, optymalizuj i podwiązuj tętnicę jedwabnym krawatem 5-0. Następnie zlokalizuj regionalny dopływ krwi do końcowego odcinka jelita krętego i wybierz punkt przecięcia 1,5-2 cm proksymalnie do połączenia krętniczo-kątniczego. Podwiązać gałęzie do tej sekcji jelita krętego, jak powyżej. Podziel tętnice mikronożyczkami preparacyjnymi.</li>
	<li>Podziel niedokrwienne części jelita krętego i okrężnicy, upewniając się, że do przeciętych końców jest odpowiedni dopływ krwi (ryc. 1B). Często pomocne jest przecięcie jelita krętego poprzez podzielenie go pod kątem 30 stopni, aby zwiększyć średnicę światła, aby bardziej pasowało do okrężnicy. Po usunięciu części jelita krętniczo-kątniczego wyrównaj skrzyżowane końce jelita krętego i okrężnicy na gazie, upewniając się, że granice krezki każdego z nich są wyrównane.</li>
	<li>Zbuduj zespolenie, aproksymując przecięty koniec jelita krętego do przeciętego końca okrężnicy za pomocą przerywanego 8-0 szwy polipropylenowe (ryc. 1C). Pierwszy szew zakłada się na granicy krezki, a kolejne szwy zakłada się co 0,5 mm, aż do uzyskania wodoszczelności zespolenia krętniczo-kolkowego. Podczas przekładania igły do szycia przez jelito kręte i okrężnicę należy upewnić się, że krawędź cięcia nie jest zwinięta, a ugryzienia igły znajdują się 0,5 mm od przeciętych krawędzi jelita. Typowe zespolenie będzie wymagało od 14 do 16 przerwanych szwów. Przetestuj integralność i drożność zespolenia po zakończeniu, zwijając wacik proksymalnie do dystalnego nad jelitem krętym, aby przepchnąć zawartość przez zespolenie. Treść z jelita cienkiego powinna swobodnie przechodzić do jelita grubego bez wycieku zespolenia.</li>
	<li>Przepłukać odsłonięte jelito 3-4 ml 0,9% soli fizjologicznej ze strzykawki o pojemności 10 ml, aby zmyć stolec z powierzchni jelita i wprowadzić jelito z powrotem do jamy otrzewnej. Za pomocą 2 ml 0,9% soli fizjologicznej przepłukać jamę otrzewnej, a następnie odsączyć ten płyn, delikatnie uciskając bocznie ścianę brzucha.</li>
	<li>Zamknij nacięcie jedwabnym szwem biegnącym 3-0 i przerwij przepływ izofluranu. Podawać 0,1 mg/kg długo działającego opiatu – buprenorfiny – podskórnie w celu kontroli bólu pooperacyjnego.</li>
	<li>Obserwuj zwierzęta pod lampą grzewczą, aż staną się mobilne, a następnie przenieś je do stale ogrzewanej klatki.</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna i monitorowanie
<ol>
	<li>Monitoruj zwierzęta w stale ogrzewanej klatce pod kątem oznak niepokoju przez pozostałą część dnia. Przenieś zwierzęta z powrotem do placówki opieki nad zwierzętami w nowej sterylnej klatce z dostępem do płynnej diety i wody ad lib. Zwierzęta mogą być trzymane w grupach po 3-4 osoby.</li>
	<li>Następnego ranka należy przeprowadzić kontrolę zwierząt pooperacyjnych, upewniając się, że nie wydają się być w niebezpieczeństwie. Karm tylko dietę płynną. Jeśli wydają się niewygodne (np. zgarbiona postawa lub minimalna aktywność), należy podać dodatkową dawkę podskórnej buprenorfiny. Sprawdź zwierzęta jeszcze raz po południu w 1. dniu po operacji.</li>
	<li>Rankiem w 2. dniu po operacji zwierzęta powinny wyglądać na w pełni wyleczone. Dowody na spożywanie pokarmu i stolec są pozytywnymi oznakami powrotu do zdrowia. Teraz wznów stałą dietę dla zwierząt. 
	UWAGA: Oznaki niepokoju obejmują zgarbioną postawę, złą pielęgnację i minimalną aktywność. Jeśli oznaki niepokoju są wyraźne, zwierzęta powinny zostać poddane eutanazji.</li>
	<li>Poddaj zwierzęta eutanazji poprzez wywołanie głębokiego znieczulenia 4% izofluranem przy natężeniu przepływuO2 2 l/min, aż zwierzęta przestaną reagować na nacisk stóp. Wykonaj zwichnięcie szyjki macicy i obserwuj oznaki prawidłowej eutanazji.</li>
	<li>Wytyczne są różne, dlatego należy zapoznać się z zaleceniami instytucji dotyczącymi wskazań i odpowiednich metod eutanazji u myszy.</li>
</ol>

<ol><li>Hallet, J., Zih, F. S., Lemke, M., Milot, L., Smith, A. J., Wong, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neo-adjuvant+chemoradiotherapy+and+multivisceral+resection+to+optimize+R0+resection+of+locally+recurrent+adherent+colon+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Neo-adjuvant chemoradiotherapy and multivisceral resection to optimize R0 resection of locally recurrent adherent colon cancer.</a> European Journal of Surgical Oncology. 40 (6), (2014).</li>
<li>Rutgeerts, P., Geboes, K., Vantrappen, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+history+of+recurrent+Crohn%27s+disease+at+the+ileocolonic+anastomosis+after+curative+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">Natural history of recurrent Crohn's disease at the ileocolonic anastomosis after curative surgery.</a> Gut. 25 (6), 665-672 (1984).</li>
<li>Davis, D., Rivadeneira, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+of+colorectal+anastomoses%3A+leaks%2C+strictures%2C+and+bleeding%5BTitle%5D)+AND+%22The+Surgical+clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Complications of colorectal anastomoses: leaks, strictures, and bleeding.</a> The Surgical clinics of North America. 93 (1), 61-87 (2013).</li>
<li>Helmrath, M. A., VanderKolk, W. E., Can, G., Erwin, C. R., Warner, B. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+adaptation+following+massive+small+bowel+resection+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Intestinal adaptation following massive small bowel resection in the mouse.</a> Journal of the American College of Surgeons. 183 (5), 441-449 (1996).</li>
<li>Dekaney, C. M., Fong, J. J., Rigby, R. J., Lund, P. K., Henning, S. J., Helmrath, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expansion+of+intestinal+stem+cells+associated+with+long-term+adaptation+following+ileocecal+resection+in+mice.+American+journal+of+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Gastrointestinal+and+liver+physiology%22%5BJournal%5D)">Expansion of intestinal stem cells associated with long-term adaptation following ileocecal resection in mice. American journal of physiology.</a> Gastrointestinal and liver physiology. 293 (5), (2007).</li>
<li>Speck, K. E., De Cruz, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammation+enhances+resection-induced+intestinal+adaptive+growth+in+IL-10+null+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+surgical+research%22%5BJournal%5D)">Inflammation enhances resection-induced intestinal adaptive growth in IL-10 null mice.</a> The Journal of surgical research. 168 (1), 62-69 (2011).</li>
<li>Rigby, R. J., Hunt, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+animal+model+of+postsurgical+bowel+inflammation+and+fibrosis%3A+the+effect+of+commensal+microflora%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">A new animal model of postsurgical bowel inflammation and fibrosis: the effect of commensal microflora.</a> Gut. 58 (8), 1104-1112 (2009).</li>
<li>Kostic, A. D., Xavier, R. J., Gevers, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Microbiome+in+Inflammatory+Bowel+Disease%3A+Current+Status+and+the+Future+Ahead%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">The Microbiome in Inflammatory Bowel Disease: Current Status and the Future Ahead.</a> Gastroenterology. , 1-11 (2014).</li>
<li>Gevers, D., Kugathasan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Treatment-Naive+Microbiome+in+New-Onset+Crohn%27s+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+host+%26+microbe%22%5BJournal%5D)">The Treatment-Naive Microbiome in New-Onset Crohn's Disease.</a> Cell host & microbe. 15 (3), 382-392 (2014).</li>
<li>Ahmed, T., Rieder, F., Fiocchi, C., Achkar, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenesis+of+postoperative+recurrence+in+Crohn%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Gut%22%5BJournal%5D)">Pathogenesis of postoperative recurrence in Crohn's disease.</a> Gut. 60 (4), 553-562 (2011).</li>
<li>Borowiec, A., Sydora, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+bowel+fibrosis+and+systemic+inflammatory+response+after+ileocolonic+anastomosis+in+IL-10+null+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Small bowel fibrosis and systemic inflammatory response after ileocolonic anastomosis in IL-10 null mice.</a> Journal of Surgical Research. 178 (1), 147-154 (2012).</li>
<li>Devine, A. A., Gonzalez, A., et al. Impact of Ileocecal Resection and Concomitant Antibiotics on the Microbiome of the Murine Jejunum and Colon. 8 (8), (2013).</li>
<li>Bij, G. J., Oosterling, S. J., Beelen, R. H. J., Meijer, S., Coffey, J. C., van Egmond, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+perioperative+period+is+an+underutilized+window+of+therapeutic+opportunity+in+patients+with+colorectal+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+surgery%22%5BJournal%5D)">The perioperative period is an underutilized window of therapeutic opportunity in patients with colorectal cancer.</a> Annals of surgery. 249 (5), (2009).</li>
<li>Scott, A. D., Uff, C., Phillips, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+macrophage+function+by+suture+materials+and+anastomotic+recurrence+of+Crohn%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22The+British+journal+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Suppression of macrophage function by suture materials and anastomotic recurrence of Crohn's disease.</a> The British journal of surgery. 80 (3), (1993).</li>
<li>Kiernan, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+anastomosis+in+the+rat+facilitated+by+a+rapidly+digested+internal+splint+and+indigestible+but+absorbable+sutures%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Intestinal anastomosis in the rat facilitated by a rapidly digested internal splint and indigestible but absorbable sutures.</a> Journal of Surgical Research. 45, 427-431 (1988).</li>
<li>Andersen, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Action+of+matrix+metalloproteinases+at+restricted+sites+in+colon+anastomosis+repair%3A+an+immunohistochemical+and+biochemical+study%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Action of matrix metalloproteinases at restricted sites in colon anastomosis repair: an immunohistochemical and biochemical study.</a> Surgery. 140 (1), 72-82 (2006).</li>
<li>Thompson, S. K., Chang, E. Y., Jobe, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+review%3A+Healing+in+gastrointestinal+anastomoses%2C+Part+I%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Clinical review: Healing in gastrointestinal anastomoses, Part I.</a> Microsurgery. 26 (3), 131-136 (2006).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Mysi ICR to potężny model, który można wykorzystać do badania skutków operacji w chorobach jelit. W tym artykule opisano metodę wykonywania ICR u myszy ze wskaźnikiem sukcesu wynoszącym 95% i bez problemów z brakiem rozwoju, co znajduje odzwierciedlenie w stabilnej wadze do 28 dni po zabiegu. Do najważniejszych wyzwań związanych ze skutecznym ICR należy unikanie niedrożności jelit w zespoleniu i nieszczelności zespolenia.
Techniczne elementy operacji zapobiegające niedrożności mają na celu mak...

Resekcja jelitowo-kolkowa (ICR) jest powszechnym zabiegiem wykonywanym zarówno w sytuacjach nagłych, jak i planowych w przypadku różnych chorób. Choroba Leśniowskiego-Crohna i rak jelita grubego to dwa najczęstsze wskazania do ICR. W obu chorobach nawroty w jelicie w miejscu operacji stanowią poważny problem kliniczny. Miejscowe wskaźniki nawrotów raka jelita grubego pozostają problemem nawet w przypadku najbardziej agresywnych resekcji1. Po ICR w chorobie Leśniowskiego-Crohna choroba najczęściej (do 80%) nawraca w neopenalnym jelicie krętym po 1 roku od operacji2. Biorąc pod uwagę wpływ tych dwóch chorób i ich nawrót po operacji, ważne jest zrozumienie lokalnych czynników jelitowych po ICR, które mogą mieć wewnętrzny wpływ na naturalną historię tych chorób. Ponadto ważne jest również, aby wziąć pod uwagę gojenie zespolenia po ICR. We wczesnym okresie pooperacyjnym nieszczelności zespolenia mogą mieć druzgocące konsekwencje dla pacjentów, prowadząc do powtórnych operacji, powstania stomii, znacznej zachorowalności, a nawet śmiertelności3. Pomimo wagi tego tematu, nasza obecna wiedza na temat gojenia zespoleń pozostaje w powijakach jako przedmiot badań. Modele zwierzęce ICR, w szczególności myszy, są doskonałą platformą do badania gojenia się jelit i zespoleń po operacji.
Mysi model ICR został początkowo opracowany przez Helmratha i wsp. do wykorzystania jako model zespołu krótkiego jelita4. Autorzy eksperymentowali z różnymi reżimami dietetycznymi i rozmiarami szwów, aby zoptymalizować przeżywalność zwierząt po ICR. Stwierdzili, że karmienie dietą płynną w okresie okołooperacyjnym i stosowanie szwów monofilamentowych 9-0 skutkowało optymalnym przeżyciem pooperacyjnym na poziomie 88%. Od czasu tej pierwszej publikacji, ICR u myszy usuwających 50% jelita cienkiego został wykorzystany w kilku badaniach w celu zbadania dynamiki masywnej resekcji jelita cienkiego i adaptacyjnej odpowiedzi wzrostu w celu opracowania nowych terapii zespołu krótkiego jelita5,6.
Pierwsze zastosowanie mysiego modelu ICR do choroby Leśniowskiego-Crohna wykorzystywało mysi model IL-10-/-, który spontanicznie rozwija zapalenie jelita grubegotypu 7. Autorzy odkryli, że po ICR u tych zwierząt rozwinął się stan zapalny w neoterminalnym odcinku jelita krętego podobny do tego, który obserwuje się u pacjentów z pooperacyjną chorobą Leśniowskiego-Crohna, i że to zapalenie było zależne od obecności bakterii7. Niedawno model ten został wykorzystany do zbadania zmian bakteryjnych wywołanych przez ICR. W chorobie Leśniowskiego-Crohna występuje dysbioza związana ze względnym spadkiem liczby bakterii, o których wiadomo, że mają właściwości przeciwzapalne, i wzrostem liczby inwazyjnych gatunków bakterii8,9. Związek ten jest prawdziwy w przypadku nawrotu pooperacyjnego10. Dwa badania miały na celu zidentyfikowanie zmian mikrobiologicznych wynikających z ICR. W pierwszym z nich wykorzystano myszy zerowe IL-10 i przeprowadzono elektroforezę w żelu denaturującym, aby porównać podobieństwo bakterii między jelitem cienkim a okrężnicą po ICR11. Badanie to wykazało, że populacje bakterii stały się podobne w jelicie cienkim i okrężnicy po ICR. W kolejnym badaniu wykorzystano myszy typu dzikiego i pirosekwencjonowanie 16 s do filogenetycznej klasyfikacji gatunków bakterii po operacji. Badanie to wykazało wyraźną zmianę w gatunkach bakterii wynikającą z samej operacji, przy czym gatunki Clostridium stały się dominujące, a także wzrost liczby Υ-proteobakterii. Wyniki potwierdziły również wyniki poprzedniego badania z podobnymi populacjami znalezionymi w jelicie cienkim i okrężnicy po ICR12. 
ICR jest powszechną procedurą dla pacjentów z rakiem jelita grubego obejmującym jelito ślepe i okrężnicę wstępującą, i coraz częściej uznaje się, że odpowiedź gospodarza na operację prawdopodobnie przyczynia się zarówno do miejscowego, jak i odległego nawrotu nowotworu13. Pomimo tej obserwacji, modele ICR nie zostały wykorzystane do badania raka jelita grubego i nawrotów pooperacyjnych. Zrozumienie zarówno ogólnoustrojowych, jak i miejscowych zmian immunologicznych wynikających z ICR będzie ważne dla badania przyszłych terapii. Potencjalne szlaki zaangażowane w nawrót raka po ICR obejmują regulację czynników wzrostu, które mogą ratować komórki przed apoptozą i stymulować proliferację, mechaniczne rozerwanie guza z wydalaniem komórek oraz utratę nadzoru immunologicznego poprzez pooperacyjną immunosupresję13,14. 
Mysie modele ICR mają potencjał, aby stać się potężnym narzędziem do badania zespołu krótkiego jelita, choroby Leśniowskiego-Crohna i raka jelita grubego. Mogą również dostarczyć lekcji na temat tego, jak zapobiegać wczesnym powikłaniom zespolenia pooperacyjnego poprzez dalsze definiowanie szlaków komórkowych i biochemicznych zaangażowanych w gojenie nowo powstałego zespolenia. Główną przeszkodą w wykorzystaniu mysiego modelu ICR jest trudność techniczna. Zespolenie jelitowe wymaga użycia 8-0 lub szew 9-0, mikroskop operacyjny i szkolenie z technik mikrochirurgicznych. Celem tego artykułu jest dostarczenie jasnych instrukcji, jak wykonywać ICR u myszy w celu wykorzystania tej procedury w modelach choroby.

<table><tbody><tr><td>LD101 płynna dieta dla gryzoni</td><td>testdiet.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9% NaCl</td><td>Baxter</td><td>FKE1324</td><td>Sól fizjologiczna do wstrzykiwań</td></tr><tr><td>Mikroskop operacyjny</td><td>Ziess</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Izofluran Anestezjologiczny Waporyzator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>34-0483</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Abbott&nbsp;</td><td>05260-05</td><td></td></tr><tr><td>Szklana płyta</td><td></td><td></td><td>Do powierzchni roboczej</td></tr><tr><td>Waciki bawełniane</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro Castroviejo Uchwyt na igłę, zakrzywiony</td><td>World Precision Instruments</td><td>503377</td><td></td></tr><tr><td>Proste nożyczki Castroviejo</td><td>World Precision Instruments</td><td>555530S</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne</td><td>World Precision Instruments</td><td>15922</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze opatrunkowe x 2</td><td>World Precision Instruments</td><td>500363</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Jedwabne szwy wstępnie cięte</td><td>Ethicon</td><td>A182H</td><td>Do podwiązania naczyń krwionośnych</td></tr><tr><td>8-0 Prolene na igle BV130-5</td><td>Ethicon</td><td>8732H</td><td>Do zespolenia</td></tr><tr><td>3-0 Jedwab na igłach FS-2</td><td>Ethicon</td><td>8665G</td><td>Do zamykania ścian brzucha</td></tr><tr><td>Wazelina z</td><td>wazeliny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 10 ml</td><td>BD biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Powidon-jod 7,5% Peeling chirurgiczny</td><td><a href="http://betadine.com">betadine.com</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lampy</td><td></td><td></td><td></td>grzewcze</tr><tr><td>buprenorfina 0,3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser Healthcare Ltd.&nbsp;</td><td>PL36699/0006</td><td></td></tr></tbody></table>

mysia resekcja jelita krętniczo-okrężniczego z zespoleniem pierwotnym

Murine Ileocolic Bowel Resection with Primary Anastomosis

Resekcje jelit są często wymagane w leczeniu chorób związanych z przewodem pokarmowym, a choroba Leśniowskiego-Crohna i rak jelita grubego to dwa typowe przykłady. Pomimo częstości tych zabiegów, nadal istnieje znaczna luka w wiedzy na temat nieodłącznego wpływu resekcji jelita na fizjologię gospodarza i patofizjologię choroby. Ten artykuł zawiera szczegółowe instrukcje dotyczące resekcji jelita krętniczego z pierwotnym zespoleniem end-to-end u myszy, a także podstawowe aspekty opieki okołooperacyjnej w celu maksymalizacji sukcesu pooperacyjnego. Przy ścisłym przestrzeganiu procedura ta zapewnia 95% długoterminowego przeżycia, brak zaburzeń rozwoju i minimalizuje powikłania pooperacyjne związane z niedrożnością jelit i nieszczelnością zespolenia. Wyzwania techniczne związane z wykonywaniem zabiegu na myszach stanowią barierę dla jego szerokiego zastosowania w badaniach. Umiejętności opisane w tym artykule można nabyć bez wcześniejszego doświadczenia chirurgicznego. Po opanowaniu, procedura resekcji krętniczo-jelitowej myszy zapewni powtarzalne narzędzie do badania skutków resekcji jelita w modelach chorób ludzkich.

Wskaźniki śmiertelności i zmiana masy ciała po operacji. 
Wskaźniki śmiertelności po ICR u myszy typu dzikiego 129S1 wynoszą zazwyczaj ~ 5%. Najczęstszą przyczyną śmiertelności jest niedrożność jelit w miejscu anastomozy. Inne przyczyny śmiertelności obejmują nieszczelność anastomozy oraz przepuklinę wewnętrzną prowadzącą do niedrożności jelit.
Utrata masy ciała może być obserwowana do 14 dni po operacji, lecz zazwyczaj jest nieistotna. Myszy mają tendencję do całkowitego odzyskani...

Resekcja jelitowo-kolkowa jest powszechnie wykonywana w wielu chorobach ludzkich; jednak niewiele wiadomo na temat wpływu resekcji jelita na choroby chirurgiczne. Niniejszy artykuł zawiera instrukcje dotyczące wykonywania zabiegu na myszach z dużym powodzeniem, zapewniając środki do badania skutków resekcji krętniczo-okrężnicy w modelach choroby.

Mysia resekcja jelita krętniczo-okrężniczego z zespoleniem pierwotnym

Intestinal resections are frequently required for treatment of diseases involving the gastrointestinal tract, with Crohn&#8217;s disease and colon cancer ...

Ogólnym celem tej procedury jest wycięcie końcowego odcinka jelita krętego i jelita ślepego oraz wykonanie zespolenia kolki IOC. Osiąga się to poprzez pierwsze podwiązanie, dopływ krwi do krętniczo-kątniczej. Drugim krokiem jest usunięcie niedokrwionej części jelita.Następnie konstruowane jest zespolenie kolkowe IOC. Ostatnim krokiem jest sprawdzenie zespolenia pod kątem integralności i drożności. Ostatecznie skutki kolki MKOl.Resekcja może być ustalana w różnych modelach choroby. Dlatego wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ resekcja i zespolenie wymagają wysokiego poziomu szczegółów anatomicznych. Aby rozpocząć przenoszenie zwierząt do nowej czystej klatki, bez wszelkiego stałego pokarmu przez 24 godziny, należy zapewnić swobodny dostęp do wody i płynnej diety do czasu zabiegu.Wszystkie narzędzia potrzebne do zabiegu należy wcześniej złożyć w autoklawie i oczyścić powierzchnię operacyjną oraz stożek nosowy znieczulający 70% etanolem. Następnie wygodnie rozmieść mikroskop operacyjny, maszynę anestezjologiczną i materiały chirurgiczne w obszarze roboczym. Instrumenty, szwy, waciki i strzykawkę o pojemności 10 mililitrów należy umieścić w miejscu umożliwiającym łatwy dostęp podczas pracy.Ustaw górną lampę grzewczą, aby zapewnić ciepło podczas zabiegu i światło na powierzchni operacyjnej. Na koniec napełnij 50-mililitrową stożkową rurkę 0,9% soli fizjologicznej, a 1,5-mililitrową rurkę wazeliną i umieść w pobliżu powierzchni roboczej. Gdy będziesz gotowy do rozpoczęcia, potwierdź głębokość sedacji w znieczulonej myszy.Po całkowitym znieczuleniu zmniejsz przepływ fluoru i tlenu. Okresowo sprawdzaj reakcję na ból podczas zabiegu i odpowiednio dostosuj szybkość przepływu fluoru. Po nałożeniu wazeliny na oczy unieruchamić mysz w pozycji leżącej z kończyną zabezpieczoną przezroczystą taśmą.Następnie oczyść brzuch roztworem jodu powidonu. Następnie zmień rękawice na nowe sterylne. Wykonaj 1,5-centymetrowe nacięcie w górnej linii środkowej brzucha, aby odsłonić powięź i otrzewną po odsłonięciu, przeciąć liniową albę, aby odsłonić zawartość otrzewnej.W przeciwieństwie do ludzi, mość mysia zwykle znajduje się w lewym górnym kwadrancie brzucha. Po zidentyfikowaniu delikatnie chwyć jelito ślepe kleszczami i przeprowadź je przez nacięcie. Umieść sterylną gazę na powierzchni brzucha i użyj zwilżonych bawełnianych wacików, aby rozciągnąć około trzech centymetrów końcowego odcinka jelita krętego wystającego z jelita ślepego.Upewnij się, że odsłonięte jelito jest wilgotne 0,9% soli fizjologicznej przez cały czas trwania zabiegu. Za pomocą mikroskopu operacyjnego zidentyfikuj tętnicę krętniczo-kątniczą odgałęziającą się od tętnicy krezkowej górnej wzdłuż okrężnicy. Wypreparuj beznaczyniowe tkanki przylegające do tętnicy krętniczo-kątniczej.Po odizolowaniu i zakreśleniu i podwiązaniu tętnicy za pomocą jedwabnego krawata 5.0. Następnie zlokalizuj regionalny dopływ krwi do końcowego odcinka jelita krętego i wybierz przecięcie 0,1 0,5 do dwóch centymetrów proksymalnie do połączenia krętniczo-kątniczego. Podlić gałęzie do tego odcinka jelita krętego, jak pokazano wcześniej, podziel tętnice mikronożyczkami preparacyjnymi.Usuń niedokrwione części jelita krętego i okrężnicy i upewnij się, że jest odpowiedni dopływ krwi do przeciętych końców. Często pomocne jest przecięcie jelita krętego poprzez podzielenie go pod kątem 30 stopni, aby zwiększyć średnicę światła, aby bardziej pasowało do okrężnicy. Następnie wyrównaj przecięte końce jelita krętego i okrężnicy na gazie, upewniając się, że granice krezki każdego z nich są wyrównane.Skonstruuj zespolenie, aproksymując przecięty koniec jelita krętego do przeciętego końca okrężnicy. Stosując przerwane osiem szwów polipropylenowych oh, pierwszy szew należy założyć na granicy krezki, a kolejne szwy zakładać co 0,5 milimetra, aż do wystąpienia kolki IOC. Zespolenie jest wodoszczelne.Podczas przekładania igły do szwów przez jelito kręte i okrężnicę należy upewnić się, że krawędź cięcia nie jest zwinięta i że ugryzienia igły znajdują się 0,5 milimetra od przeciętych krawędzi jelita. Typowe zespolenie będzie wymagało od 14 do 16 przerwanych szwów. Sprawdź integralność i drożność zespolenia po zakończeniu, zwijając wacik proksymalnie do dystalnego nad jelitem krętym.Aby przepchnąć zawartość przez jelito cienkie, treść powinna swobodnie przechodzić do jelita grubego bez nieszczelności zespolenia. Przepłucz odsłonięte jelito trzema do czterech mililitrów 0,9% soli fizjologicznej z 10-mililitrowej strzykawki, aby zmyć stolec z powierzchni jelita przed dostarczeniem jelita z powrotem do jamy otrzewnej. Używając dwóch mililitrów 0,9% soli fizjologicznej.Przepłukać jamę otrzewnej. Odcedź ten płyn, wywierając delikatny nacisk na ścianę brzucha z boku. Zamknij nacięcie jedwabnym szwem biegowym 3.0.Przerwij przepływ izofluranu i podaj lek przeciwbólowy w celu kontroli bólu pooperacyjnego. Obserwuj zwierzęta pod lampą grzewczą, aż staną się mobilne, a następnie przenieś je do stale ogrzewanej klatki. Monitoruj zwierzęta w stale ogrzewanej klatce pod kątem oznak niepokoju.Przez pozostałą część dnia przenieś zwierzęta z powrotem do placówki opieki nad zwierzętami w nowej sterylnej klatce z dostępem do płynnej diety i wody, dodaj libido. Sprawdź zwierzęta rano pierwszego dnia po operacji. Jeśli wydają się niewygodne, podaj kolejną dawkę buprenorfiny do drugiego dnia po operacji.Powinni wyglądać na w pełni wyleczonych. Stolec i spożywanie pokarmów są pozytywnymi oznakami powrotu do zdrowia. Jeśli zostanie to zaobserwowane, mogą wznowić stałą dietę żywieniową.Po raz kolejny masa ciała nie różniła się znacząco między grupami, porównując wartość wyjściową z dniem pooperacyjnym 14 i 28. Wybarwione h i d przekroje histologiczne jelita krętego i okrężnicy są ustawione w linii, aby zademonstrować trajektorię igły do szycia przez tkanki, zaczynając od punktu A do punktu B. Węzeł należy zawiązać w punkcie C, więc po opanowaniu tę technikę można wykonać w około 45 minut, jeśli zostanie przeprowadzona prawidłowo.

murine-ileocolic-bowel-resection-with-primary-anastomosis

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film opisuje szczegółowy protokół resekcji jelita w modelu mysim. Technika ta zapewnia wgląd w zaburzenia wchłaniania żółci wywołane ileektomią, nadmierną akumulację i toksyczność w jelicie myszy.

Model resekcji jelita krętego u myszy: badanie metabolizmu żółci wywołanego ileektomią w modelu mysim

Zależne od jelita cienkiego wchłanianie zwrotne kwasów żółciowych i hamowanie syntezy kwasów żółciowych w wątrobie jest ważne dla homeostazy i zdrowia całego organizmu. W tym badaniu opisujemy mysi model resekcji jelita krętego w celu oceny złego wchłaniania żółci wywołanego przez ileektomię, nadmiernej akumulacji i toksyczności w jelicie myszy.

Nadmierna akumulacja żółci wywołana ileektomią w jelicie myszy

Niedrożność jelit to częściowe lub całkowite zablokowanie jelita, które może powodować silne bóle brzucha, nudności, wymioty i uniemożliwiać oddawanie stolca. Ta procedura tworzenia częściowych zatkań jelit u myszy jest wiarygodna w badaniu mechanizmów leżących u podstaw patologicznego wzrostu i śmierci komórek w jelicie.

Mysi model częściowej niedrożności jelit

Mysia kolostomia dystalna, nowy model dywersyjnego zapalenia jelita grubego u myszy C57BL / 6

Nieszczelność zespolenia lub awaria po operacji jest główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności pooperacyjnej. Nasz zabieg chirurgiczny do tworzenia zespolenia jelita grubego jest wiarygodną i powtarzalną metodą badania mechanizmów gojenia się zespoleń.

Tworzenie zespolenia okrężnicy u myszy

Technika robotyczna opisana tutaj ma na celu szczegółowe przedstawienie stopniowego podejścia do wspomaganego przez robota całkowitego wycięcia mezorektalnego i wycięcia bocznych węzłów chłonnych miednicy w przypadku miejscowo zaawansowanego (T3/T4) raka odbytnicy znajdującego się poniżej odbicia otrzewnowego.

Wspomagane przez robota całkowite wycięcie mezorektalu i rozwarstwienie bocznych węzłów chłonnych miednicy w przypadku miejscowo zaawansowanego średnio-dolnego raka odbytnicy

Jednoczęściowe obejście dwunastnicy i jelita krętego (SADI-S) to nowa procedura bariatryczna o ważnych efektach metabolicznych. W tym artykule przedstawiamy wiarygodny i powtarzalny model SADI-S u myszy.

Pomostowanie dwunastnicy i jelita krętego z pojedynczym zespoleniem z rękawowym modelem resekcji żołądka u myszy

Opisujemy mysi model pooperacyjnej niedrożności jelit generowany przez manipulację jelitową. Funkcję pasażu pokarmowego, zmiany patologiczne i aktywację komórek odpornościowych oceniano 24 godziny po zabiegu.

Pooperacyjny model mysiej niedrożności jelit

Ten protokół opisuje metodę tworzenia szczurzego modelu zapalenia torebki. Model worka jelita krętego powstał poprzez wykonanie operacji zespolenia jelita krętego z odbytem (IPAA) z wykorzystaniem technik mikrochirurgicznych. Po operacji szczur był leczony 4% siarczanem dekstranu sodu (DSS) przez 4 dni.

Szczurzy model zapalenia torebki po proktokolektomii i zespoleniu jelita krętego z odbytem przy użyciu siarczanu dekstranu sodu

Chirurgia laparoskopowa jest szeroko stosowana w leczeniu raka jelita grubego po prawej stronie i oferuje liczne korzyści. Artykuł opisuje podejście chirurgiczne od ogonowego do czaszki połączone z całkowitą wycięciem mezokolicznym (CME) oraz rozwarstwieniem węzła chłonnego D3, co może potencjalnie zmniejszyć trudności techniczne i wydawać się bezpiecznym rozwiązaniem.

Podejście ogo-na-czaszkę w laparoskopowej prawej hemikolektomii z całkowitą wycięciem mezokolona i rozwarstwieniem węzła chłonnego D3

Poznaj technikę resekcji jelita krętniczo-okrężniczego u myszy z zespoleniem pierwotnym. Metoda obejmuje ligaturę naczyń, usunięcie niedokrwionego odcinka i wykonanie anastomozy. Procedura umożliwia badanie skutków chirurgicznych resekcji jelit w modelach chorób.

Mysia resekcja jelita krętniczo-okrężniczego z zespoleniem pierwotnym

Przeglądaj więcej filmów