Name: Projektowanie aparatury do pękania i optymalizacja protokołu dla złamań stabilizowanych metodą zamkniętą u gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 59 s
Description: Poznaj optymalizację parametrów pękania kości dla gryzoni przy użyciu regulowanego aparatu i radiografii. Ta metoda zapewnia powtarzalne złamania poprzeczne w badaniach biologii kostnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases of the National Institutes of Health pod numerem nagrody F30AR071201 i R01AR066028.

<ol><li>BMUS: The Burden of Musculoskeletal Diseases in the United States. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.boneandjointburden.org/">http://www.boneandjointburden.org/</a> (2014).</li>
<li>Corso, P., Finkelstein, E., Miller, T., Fiebelkorn, I., Zaloshnja, E. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26609059">Incidence and lifetime costs of injuries in the United States.</a> Injury Prevention. 12 (4), 212-218 (2006).</li>
<li>Nguyen, N. D., Ahlborg, H. G., Center, J. R., Eisman, J. A., Nguyen, T. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Residual+lifetime+risk+of+fractures+in+women+and+men%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+and+Mineral+Research%3A+The+Official+Journal+of+the+American+Society+for+Bone+and+Mineral+Research%22%5BJournal%5D)">Residual lifetime risk of fractures in women and men.</a> Journal of Bone and Mineral Research: The Official Journal of the American Society for Bone and Mineral Research. 22 (6), 781-788 (2007).</li>
<li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%3A+Official+Publication+of+the+Orthopaedic+Research+Society%22%5BJournal%5D)">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li>
<li>Cheung, K. M. C., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> Journal of Orthopaedic Research. 21 (4), 685-690 (2003).</li>
<li>Connolly, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reliable+externally+fixated+murine+femoral+fracture+model+that+accounts+for+variation+in+movement+between+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">A reliable externally fixated murine femoral fracture model that accounts for variation in movement between animals.</a> Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 843-849 (2003).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+internal+locking+plate+to+study+intramembranous+bone+healing+in+a+mouse+femur+fracture+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model.</a> Journal of Orthopaedic Research. 28 (3), 397-402 (2010).</li>
<li>Gröngröft, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fixation+compliance+in+a+mouse+osteotomy+model+induces+two+different+processes+of+bone+healing+but+does+not+lead+to+delayed+union%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Fixation compliance in a mouse osteotomy model induces two different processes of bone healing but does not lead to delayed union.</a> Journal of Biomechanics. 42 (13), 2089-2096 (2009).</li>
<li>Bonnarens, F., Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+a+standard+closed+fracture+in+laboratory+animal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone.</a> Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).</li>
<li>Huang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spatiotemporal+role+of+COX-2+in+osteogenic+and+chondrogenic+differentiation+of+periosteum-derived+mesenchymal+progenitors+in+fracture+repair%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">The spatiotemporal role of COX-2 in osteogenic and chondrogenic differentiation of periosteum-derived mesenchymal progenitors in fracture repair.</a> PloS One. 9 (7), 100079(2014).</li>
<li>Waki, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+microRNA+expression+during+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskeletal+Disorders%22%5BJournal%5D)">Profiling microRNA expression during fracture healing.</a> BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 83(2016).</li>
<li>Yee, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sclerostin+antibody+treatment+improves+fracture+outcomes+in+a+Type+I+diabetic+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Sclerostin antibody treatment improves fracture outcomes in a Type I diabetic mouse.</a> Bone. 82, 122-134 (2016).</li>
<li>Wong, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+low-molecular-weight+compound+enhances+ectopic+bone+formation+and+fracture+repair%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery.+American+Volume%22%5BJournal%5D)">A novel low-molecular-weight compound enhances ectopic bone formation and fracture repair.</a> The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 95 (5), 454-461 (2013).</li>
<li>Prodinger, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+Anticoagulant+Medication+Alter+Fracture-Healing%3F+A+Morphological+and+Biomechanical+Evaluation+of+the+Possible+Effects+of+Rivaroxaban+and+Enoxaparin+Using+a+Rat+Closed+Fracture+Model%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Does Anticoagulant Medication Alter Fracture-Healing? A Morphological and Biomechanical Evaluation of the Possible Effects of Rivaroxaban and Enoxaparin Using a Rat Closed Fracture Model.</a> PloS One. 11 (7), 0159669(2016).</li>
<li>Menzdorf, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+pamidronate+influences+fracture+healing+in+a+rodent+femur+fracture+model%3A+an+experimental+study%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskeletal+Disorders%22%5BJournal%5D)">Local pamidronate influences fracture healing in a rodent femur fracture model: an experimental study.</a> BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 255(2016).</li>
<li>Hagiwara, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fixation+stability+dictates+the+differentiation+pathway+of+periosteal+progenitor+cells+in+fracture+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%3A+Official+Publication+of+the+Orthopaedic+Research+Society%22%5BJournal%5D)">Fixation stability dictates the differentiation pathway of periosteal progenitor cells in fracture repair.</a> Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 33 (7), 948-956 (2015).</li>
<li>Gardner, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+fracture+healing+resulting+from+fixation+stiffness+variability%3A+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Science%3A+Official+Journal+of+the+Japanese+Orthopaedic+Association%22%5BJournal%5D)">Differential fracture healing resulting from fixation stiffness variability: a mouse model.</a> Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 16 (3), 298-303 (2011).</li>
<li>Catma, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remote+ischemic+preconditioning+enhances+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedics%22%5BJournal%5D)">Remote ischemic preconditioning enhances fracture healing.</a> Journal of Orthopaedics. 12 (4), 168-173 (2015).</li>
<li>Lichte, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+Fracture+Healing+after+Hemorrhagic+Shock%5BTitle%5D)+AND+%22Mediators+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">Impaired Fracture Healing after Hemorrhagic Shock.</a> Mediators of Inflammation. 2015, 132451(2015).</li>
<li>Lopas, L. A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25106797">Fractures in geriatric mice show decreased callus expansion and bone volume.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (11), 3523-3532 (2014).</li>
<li>Bonnarens, F., Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+a+standard+closed+fracture+in+laboratory+animal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+orthopaedic+research%22%5BJournal%5D)">Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone.</a> Journal of orthopaedic research. 2 (1), 97-101 (1984).</li>
<li>Marturano, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+murine+femur+fracture+device+for+bone+healing+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">An improved murine femur fracture device for bone healing studies.</a> Journal of Biomechanics. 41 (6), 1222-1228 (2008).</li>
<li>Jackson, R. W., Reed, C. A., Israel, J. A., Abou-Keer, F. K., Garside, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+a+standard+experimental+fracture%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Surgery.+Journal+Canadien+De+Chirurgie%22%5BJournal%5D)">Production of a standard experimental fracture.</a> Canadian Journal of Surgery. Journal Canadien De Chirurgie. 13 (4), 415-420 (1970).</li>
<li>Byrne, M., Cleveland, B., Marturano, J., Wixted, J., Billiar, K. <a target="_blank" href="https://ieeexplore.ieee.org/document/4413251/">Design of a reproducible murine femoral fracture device. Conference: Bioengineering Conference, 2007.</a> NEBC '07. IEEE 33rd Annual Northeast. , (2007).</li>
<li>Carter, D. R., Hayes, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compact+bone+fatigue+damage-I.+Residual+strength+and+stiffness%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Compact bone fatigue damage-I. Residual strength and stiffness.</a> Journal of Biomechanics. 10 (5), 325-337 (1977).</li>
<li>McGee, A., Qureshi, A., Porter, K. <a target="_blank" href="http://journals.sagepub.com/doi/abs/10.1191/1460408604ta295oa?journalCode=traa">Review of the biomechanics and patterns of limb fractures.</a> Trauma. 6 (1), 29-40 (2004).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Ten protokół optymalizacji i generowania złamań zapewnia naukowcom skuteczną metodę określania parametrów złamania i wykonywania minimalnie inwazyjnej procedury, która powoduje precyzyjne, powtarzalne złamania poprzeczne. Ponadto protokół ten ustanawia wspólny zestaw parametrów generowania pęknięć, co sprzyja spójności metod wśród badaczy. Parametry te umożliwią stworzenie wspólnej bazy danych złamań w celu ustalenia standardów złamań w oparciu o różne parametry (np. wiek, płeć, płeć i genotyp). Optymalizacja zm...

Badania nad gojeniem złamań są konieczne, aby rozwiązać duży problem kliniczny i ekonomiczny. Każdego roku w Stanach Zjednoczonych leczy się ponad 12 milionów złamań1, co kosztuje 80 miliardów dolarów rocznie2. Prawdopodobieństwo, że mężczyzna lub kobieta dozna złamania w ciągu swojego życia wynosi odpowiednio 25% i 44%3. Oczekuje się, że problemy związane z gojeniem się złamań będą się nasilać wraz ze wzrostem chorób współistniejących wraz ze starzeniem się populacji. Aby zbadać i rozwiązać ten problem, potrzebne są solidne modele powstawania i stabilizacji pęknięć. Modele gryzoni idealnie nadają się do tego celu. Mają one znaczenie kliniczne i mogą być modyfikowane w celu uwzględnienia określonych stanów (tj. mnogich urazów, złamań otwartych, zamkniętych, niedokrwiennych i zakażonych). Oprócz replikowania scenariuszy klinicznych, modele złamań u zwierząt są ważne dla zrozumienia biologii kości oraz opracowania terapii i urządzeń. Jednak próby zbadania różnic między interwencjami mogą być skomplikowane ze względu na zmienność wprowadzoną przez niespójne generowanie złamań. W związku z tym generowanie powtarzalnych i konsekwentnie zamkniętych pęknięć w modelach zwierzęcych ma zasadnicze znaczenie dla badań nad układem mięśniowo-szkieletowym.
Pomimo prawidłowego kontrolowania potencjalnej heterogeniczności podmiotu poprzez zapewnienie odpowiedniego tła genetycznego, płci, wieku i warunków środowiskowych, produkcja klinicznie istotnych stałych urazów kości jest istotną zmienną wpływającą na odtwarzalność, która musi być kontrolowana. Porównania statystyczne z użyciem niespójnych pęknięć są nękane eksperymentalnym szumem i dużą zmiennością4; Ponadto zmienność złamań może skutkować niepotrzebną śmiercią zwierząt ze względu na konieczność zwiększenia wielkości próby lub konieczność eutanazji zwierząt ze złamaniami rozdrobnionymi lub nieprawidłowo ustawionymi. Celem metody opisanej w niniejszym dokumencie jest optymalizacja parametrów generowania pęknięć, które są specyficzne dla typu próbki i zapewniają spójną lokalizację i wzór pękania.
Obecne modele generowania pęknięć dzielą się na dwie szerokie kategorie, z których każda ma swoje mocne i słabe strony. Modele z otwartym złamaniem (osteotomią) przechodzą operację odsłonięcia kości, po której dochodzi do złamania poprzez przecięcie kości lub jej osłabienie, a następnie ręczne złamanie5,6,7,8. Korzyściami płynącymi z tej metody jest bezpośrednia wizualizacja miejsca złamania oraz bardziej spójna lokalizacja i wzór złamania. Jednak fizjologiczne i kliniczne znaczenie tego podejścia i mechanizmu uszkodzenia jest ograniczone. Dodatkowo, otwarte metody generowania złamań wymagają podejścia chirurgicznego i zamykania z dłuższymi okresami, podczas których gryzonie są narażone na zwiększone ryzyko zakażenia.
Techniki zamknięte rozwiązują wiele ograniczeń techniki otwartej. Techniki zamknięte powodują złamania przy użyciu zewnętrznie przyłożonego urazu, który wywołuje uszkodzenie kości i otaczających tkanek, bardziej podobne do tych obserwowanych w urazach klinicznych u ludzi. Najpowszechniejsza metoda została opisana przez Bonnarensa i Einhorna w 1984 roku9. Opisali oni obciążoną gilotynę używaną do zadawania urazów w celu złamania kości bez powodowania jakichkolwiek zewnętrznych ran skóry. Metoda ta została szeroko przyjęta do badania wpływu genetyki10,11, terapia farmakologiczna12,13,14,15, mechanics16,17, oraz physiology18,19,20 na temat gojenia kości u myszy i szczurów. Podczas gdy korzyścią płynącą z metod zamkniętych są fizjologicznie istotne złamania, odtwarzalność i rygor eksperymentalny są ograniczone przez niejednorodność złamań. Niespójne generowanie złamań skutkuje ograniczonym zróżnicowaniem między grupami, utraconymi okazami i wzrostem liczby zwierząt potrzebnych do osiągnięcia istotności statystycznej.
Kontrolowanie zmienności w powstawaniu i stabilizacji pęknięć jest niezbędne do uzyskania znaczących wyników. Aby prawidłowo zbadać biologię naprawy złamań, potrzebny jest prosty, ale solidny model złamania. Model powinien być możliwy do przełożenia na gatunki gryzoni, typy kości (na przykład kość udową lub piszczelową) oraz na różne tła genetyczne myszy i wywołane mutacje. Co więcej, idealna procedura powinna być technicznie prosta i dawać spójne wyniki. Aby rozwiązać problem niejednorodności złamań, opisana w niniejszym dokumencie metoda polega na skonstruowaniu dobrze kontrolowanego urządzenia do pękania, które można następnie wykorzystać do optymalizacji parametrów i generowania konsekwentnie zamkniętych złamań niezależnie od wieku, płci czy genotypu.

<table><tbody><tr><td>Podzespół</td><td></td><td></td><td>Rysunek uzupełniający 1</td></tr><tr><td>Belka, podpora--Przekrój szczęk&nbsp;</td><td>80/20</td><td>1003 x 9,00</td><td>w/ #7042 w A, C, w lewej</td></tr><tr><td>belce końcowej, podpora--Przekrój poziomy</td><td>80/20</td><td>Belka 1002 x 14,00</td><td></td></tr>, <tr><td>podpora--Pionowa 1</td><td>80/20</td><td>1050 x 10,50&nbsp;</td><td>z #7042 na A w lewym końcu i na A w prawym końcu</td></tr><tr><td>Belka, podpora--Pionowa 2</td><td>80/20</td><td>1010 x 10.50&nbsp;</td><td>z #7042 w D, B w lewym końcu i w A w prawym końcu</td></tr><tr><td>Belka, wspornik - montaż na płycie</td><td>80/20</td><td>1030 x 8,00&nbsp;</td><td>z #7036 na lewym końcu</td></tr><tr><td>Belka, wspornik--Magnes</td><td>80/20</td><td>1010 x 13,50&nbsp;</td><td>z #7042 w A, C, po prawej stronie</td></tr><tr><td>Kotwy (3)</td> <td>80/20</td><td>3392</td><td></td></tr><tr><td>Podwójna kotwa (3)</td> <td>80/20</td><td>3091</td><td></td></tr><tr><td>Zespół (6)</td> <td>80/20</td><td>3386</td><td>1/4-20 x 3/8 "</td></tr><tr><td>Śruba z kulistym (6)</td><td>80/20</td><td>3604</td><td>1/4-20 x 3/4"</td></tr><tr><td><mocny>Podzespół siłownika</mocny></td><td></td><td></td><td>Rysunek uzupełniający 2</td></tr><tr><td>Blok, stop</td><td>Niestandardowy</td><td></td><td>rysunek uzupełniający 3</td></tr><tr><td>blok, prowadnica</td><td>niestandardowa</td><td></td><td>rysunek uzupełniający 3</td></tr><tr><td>pręt, suwak</td><td>niestandardowy</td><td></td><td>rysunek uzupełniający 4</td></tr><tr><td>śruba wyrównująca</td><td>niestandardowa</td><td></td><td>dodatkowa ilustracja 5</td></tr><tr><td>płyta, montaż</td><td>niestandardowy</td><td></td><td>rysunek uzupełniający 6</td></tr><tr><td>liniowe łożysko ślizgowe (2)</td> <td>McMaster-Carr</td><td>8649T2</td><td></td></tr><tr><td>Nakrętka sześciokątna (3)</td><td>McMaster-Carr</td><td>92673A125</td><td>3/8-16 Śruba</td></tr><tr><td>z gniazdowym UNC (8)</td><td>McMaster-Carr</td><td>92196A108</td><td>4/40 x 3/8"</td></tr> <tr><td>Śruba z walcowym (6)</td><td>McMaster-Carr</td><td>92196A032</td><td>4/40 x 1 1/8"</td></tr> <tr><td>Śruba z walcowym (1)</td><td>McMaster-Carr</td><td>92196A267&nbsp;</td><td>10/32 3/8"</td></tr><tr><td>Magnet Subassembly</td><td></td><td></td><td>Rysunek uzupełniający 7</td></tr><tr><td>Mocowanie, magnes</td><td>Niestandardowy</td><td></td><td>Rysunek uzupełniający 8</td></tr><tr><td>Zasilanie</td><td>McMaster-Carr</td><td>70235K23</td><td></td></tr><tr><td>Przełącznik nożny</td><td>McMaster-Carr</td><td>7376k2</td><td></td></tr><tr><td>Elektromagnes</td><td>McMaster-Carr</td><td>5698k111</td><td></td></tr><tr><td>Drut - 10 stóp</td><td>McMaster-Carr</td><td>9936k12</td><td></td></tr><tr><td>Pręt, magnes</td><td>McMaster-Carr</td><td>95412A566</td><td>1/4 "Pręt gwintowany x 7</td></tr>" <tr><td>Wspornik narożny (6)</td> <td>80/20</td><td>4108</td><td></td></tr><tr><td>Śruba z walcowym (1)</td><td>McMaster-Carr</td><td>92196A705</td><td>10/32 1 1/4 "</td></tr><tr><td>Nakrętka sześciokątna (4)</td><td>McMaster-Carr</td><td>92673A113</td><td>1/4-20 UNC</td></tr><tr><td><mocny>Kompletny montaż</td><td></td><td></td><td>Rysunek uzupełniający 9</td></tr><tr><td>Wspornik, szczęka nogi (2)</td><td>Niestandardowy</td><td></td><td>rysunek uzupełniający 10</td></tr><tr><td>Platforma, złamanie</td><td>Niestandardowy</td><td></td><td>rysunek uzupełniający 11</td></tr><tr><td>Przyrząd, pozycjonowanie-złamanie</td><td>Rysunek</td><td></td><td>uzupełniający 12</td></tr><tr><td><silny>Inny</mocny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>obcinak do szpilek</td><td>Materiały i sprzęt medyczny</td><td>Igły 150S</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Sigma</td><td>Z192430, Z192376&nbsp;</td><td>23g x 1.5" - kość udowa myszy, 27g x 1.25" - kość piszczelowa myszy</td></tr></tbody></table>

projektowanie aparatury do pękania i optymalizacja protokołu dla złamań stabilizowanych metodą zamkniętą u gryzoni

Fracture Apparatus Design and Protocol Optimization for Closed-stabilized Fractures in Rodents

Niezawodne generowanie stabilizowanych złamań w modelach zwierzęcych jest niezbędne do zrozumienia biologii regeneracji kości oraz opracowania terapii i urządzeń. Jednak dostępne modele urazów są nękane niespójnością, co skutkuje marnotrawstwem zwierząt i zasobów oraz niedoskonałymi danymi. Aby rozwiązać ten problem niejednorodności złamań, celem opisanej w niniejszym dokumencie metody jest optymalizacja parametrów generowania złamań specyficznych dla każdego zwierzęcia i uzyskanie spójnej lokalizacji i wzoru złamania. Protokół ten uwzględnia różnice w wielkości i morfologii kości, które mogą istnieć między szczepami myszy i mogą być przystosowane do generowania spójnych złamań u innych gatunków, takich jak szczury. Dodatkowo opisano ekonomiczny, regulowany aparat do łamania. W porównaniu z obecnymi technikami stabilizacji złamań, protokół optymalizacji i nowy aparat do pęknięć wykazują zwiększoną spójność w ustabilizowanych wzorcach i lokalizacjach złamań. Wykorzystując zoptymalizowane parametry specyficzne dla typu próbki, opisany protokół zwiększa precyzję indukowanych urazów, minimalizując niejednorodność złamań zwykle obserwowaną w procedurach generowania złamań zamkniętych.

Gilotyna wcześniej używana w naszym laboratorium została opracowana w 2004 roku na podstawie modeli opublikowanych przez Einhorna21. Konstrukcja ta nie pozwalała na wprowadzenie korekt w celu odpowiedniego uwzględnienia różnic w morfologii kości oraz nie umożliwiała powtarzalnego pozycjonowania kończyny. Co więcej, poprzednie urządzenie wymagało dwóch osób do jego obsługi. W związku z tym zaprojektowaliśmy i zbudowaliśmy nowe urządzenie do wywoływania złamań. Główn...

Celem protokołu jest optymalizacja parametrów generowania pęknięć, aby uzyskać spójne złamania. Protokół ten uwzględnia różnice w wielkości i morfologii kości, które mogą występować między zwierzętami. Dodatkowo opisano ekonomiczny, regulowany aparat do łamania.

Projektowanie aparatury do pękania i optymalizacja protokołu dla złamań stabilizowanych metodą zamkniętą u gryzoni

The reliable generation of consistent stabilized fractures in animal models is essential for understanding the biology of bone regeneration and developing ...

Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie biologii kości, takie jak to, jakie interwencje sprzyjają gojeniu się złamań. Główną zaletą tej techniki jest to, że zapewnia prostą metodę wyprowadzania parametrów w celu generowania spójnych pęknięć. Aby zlokalizować obszar złamania, należy uzyskać zdjęcia rentgenowskie kończyny, kości udowej lub piszczelowej, która ma zostać złamana, w reprezentatywnej próbie pięciu zwierząt poddanych eutanazji.Obrazy Tibii są pokazane tutaj. Zaznacz żądane miejsce złamania na zdjęciu rentgenowskim kończyny, która ma zostać złamana. Zmierz od stawu piszczelowego piętowego do poziomu zaznaczonego złamania.Obliczyć średnią długość pęknięcia dla wszystkich próbek do badań. Na regulowanym urządzeniu do łamania zmierz odległość od zewnętrznej powierzchni jednego kowadła wsporczego do środka uderzenia gilotyny. Odejmij środek uderzenia gilotyny od długości pęknięcia, aby obliczyć głębokość przyrządu do pozycjonowania złamania lub JD. Maszyna lub 3D drukuj kanał w kształcie litery U o wysokości i szerokości równej kowadłu oraz głębokości równej JD. Umieść próbkę w aparacie do złamania w pozycji leżącej w przypadku złamań kości udowej lub w pozycji leżącej w przypadku złamań kości piszczelowej.Dociśnij grzbiet stopy do końca przyrządu do pozycjonowania złamania. Ręcznie wciśnij gilotynę, aż kończyna się złamie. Uzyskaj zdjęcie rentgenowskie złamanej kończyny, aby potwierdzić rozmiar przyrządu i miejsce złamania.Aby określić długość szpilki, zmierz długość kończyny od plateau piszczelowego do poziomu tylnej kostki w przypadku złamań kości piszczelowej. Aby określić szerokość szpilki, zmierz minimalną średnicę szpiku w złamanej kończynie. Wybierz igłę o grubości w przybliżeniu równej średnicy szpiku i długości większej niż 1,5 raza długość szpilki.Przybliżony rozmiar szpilki dla 14-tygodniowej myszy C57 Black Six to 27 gauge, jeden i ćwierć cala i 22 gauge, półtora cala odpowiednio dla kości piszczelowej i udowej. Maszyna lub 3D wydrukuj miernik o długości równej długości szpilki minus długość igły. Jeden koniec powinien mieć zwis, który opierałby się o piastę igły, a drugi powinien wskazywać, gdzie należy przeciąć szpilkę.Użyj elektrycznej maszynki do strzyżenia lub kremu do depilacji, aby usunąć włosy z nóg próbnych próbek bez złamań od połowy kości piszczelowej do połowy kości udowej, odsłaniając staw kolanowy. Aby przypiąć kość piszczelową, włóż igłę przezskórnie, bocznie do więzadła rzepki. Cofnij więzadło rzepki przyśrodkowo i wyrównaj końcówkę igły do osi kości piszczelowej.Wykonując ruch rozwiercający, delikatnie narusz płaskowyż kości piszczelowej i poprowadź igłę w dół jamy szpikowej. Następnie użyj miernika i rozwiercaj, aż odsłonięta igła zrówna się z długością miernika. Cofnij igłę o około trzy milimetry, aby zapewnić wystarczająco dużo miejsca na przecięcie igły na poziomie wskazanym przez miernik.Zaciśnij 3 milimetry dystalnego końca kołka za pomocą obcinaka do kołków, a następnie odetnij kołek na poziomie miernika. Zsynchronizuj szpilkę z powierzchnią stawową za pomocą pręta o średnicy 1,5 raza większej niż średnica igły. Uzyskaj zdjęcia rentgenowskie, aby potwierdzić, że igła rozciąga się na długość kanału szpikowego kończyny i nie wystaje z bliższego lub dalszego końca.Aby określić głębokość uderzenia, zmierz średnicę kory na poziomie pożądanego złamania na zdjęciu rentgenowskim. Umieść przypiętą próbkę próbną w urządzeniu do łamania za pomocą przyrządu do pozycjonowania złamania. Oprzyj taran udarowy na nieuszkodzonej kończynie.Nie pozwól, aby suwak spadł. Kość powinna pozostać nienaruszona na tym etapie optymalizacji. Zastosuj wystarczającą siłę w dół do suwaka, aby ścisnąć tkankę miękką, ale nie złamać kości.Dostosuj głębokość uderzenia do 75-krotności średnicy kory mózgowej, aby uwzględnić tkankę miękką. Ustaw wysokość zrzutu na dwa centymetry. Ustaw suwak w pozycji wyjściowej, podłączając go do aktywowanego elektromagnesu.Umieścić kończynę próbną w aparacie do złamania. Dociśnij grzbiet stopy do przyrządu do pozycjonowania złamania. Krótko naciśnij przełącznik nożny, aby zwolnić suwak, a następnie zresetuj go do pozycji wyjściowej.Wykonaj zdjęcie rentgenowskie dotkniętej kończyny próbnej i sprawdź, czy nie ma śladów złamania. Może to być subtelne w przypadku używania niskich prędkości z kontrolowaną głębokością uderzenia. Jeśli nie dojdzie do złamania, zwiększ wysokość upadku o dwa centymetry.Jeśli dojdzie do pęknięcia, zapisz wysokość spadku i pomnóż ją przez 1,1. To jest nowa wysokość zrzutu. Użyj nowej wysokości spadku, aby złamać następną próbną kończynę.Kontynuuj procedurę, aż wszystkie próbki do pobrania zostaną pęknięte. Zapisz ostateczną wysokość zrzutu i wszystkie parametry z optymalizacji. Zapisz wiek, płeć, genotyp i wagę próbki do badania.Zastosowanie regulowanego urządzenia do pękania i zoptymalizowanych parametrów znacznie poprawiło generowanie prostych złamań poprzecznych. Grupa zajmująca się optymalizacją wstępną wygenerowała proste pęknięcie poprzeczne tylko w 27 z 58 próbek, czyli w 46,55% przypadków. Natomiast grupa po optymalizacji wykazywała proste złamania poprzeczne w 98,28% przypadków.Po opracowaniu technika ta zwiększyła rygor i odtwarzalność modeli zwierzęcych w badaniach nad powstawaniem złamań. Po zabiegu można zastosować inne techniki, takie jak mikrotomografia komputerowa i histologia, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące morfologii złamań.

fracture-apparatus-design-protocol-optimization-for-closed-stabilized

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Niniejszy artykuł opisuje metodę stabilizacji złamań kości długich opartą na zastosowaniu zmodyfikowanych zewnętrznych stabilizatorów Ilizarova 1-3. Po zastosowaniu stabilizatorów i wywołaniu urazu kostnego można oceniać proces gojenia, przeprowadzać osteogenezę dystrakcyjną lub tworzyć staw rzekomy bądź defekt o rozmiarze krytycznym w celu badania interwencji terapeutycznych.

Tworzenie sztywno stabilizowanych złamań do oceny kostnienia błonowego, osteogenezy dystrakcyjnej lub gojenia ubytków o rozmiarze krytycznym

To badanie opisuje powtarzalny i szczegółowy protokół wykorzystujący nowo opracowany zewnętrzny stabilizator do osteogenezy dywersyjnej (DO) w modelu szczura kości udowej, który pozwala na fizjologiczne obciążanie zwierzęcia po usunięciu zewnętrznego stabilizatora.

Skuteczny i powtarzalny protokół osteogenezy dyfuzyjnej w modelu szczurzym prowadzący do funkcjonalnej regeneracji kości udowej

Ten protokół opisuje mysi model chirurgii ortopedycznej, który był używany do badania mechanizmów pooperacyjnego zapalenia nerwów i zmian w zachowaniu, a w połączeniu z parabiozą, do badania regeneracji tkanek podczas starzenia.

Mysi model chirurgii ortopedycznej do badania pooperacyjnych dysfunkcji poznawczych i regeneracji tkanek

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy wykorzystującą śródszpikową do standaryzowanej stabilizacji złamań kości udowej, która może być wykorzystana do analizy endochrzęstnego gojenia kości u myszy.

Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

Model mysiego zamkniętego złamania kości udowej jest potężną platformą do badania gojenia złamań i nowatorskich strategii terapeutycznych przyspieszających regenerację kości. Celem tego protokołu chirurgicznego jest wygenerowanie jednostronnie zamkniętych złamań kości udowej u myszy za pomocą śródszpikowego pręta stalowego do stabilizacji kości udowej.

Generowanie zamkniętych złamań kości udowej u myszy: model do badania gojenia kości

Modele in vivo krytycznych wymiarów kości u ssaków są niezbędne dla badaczy badających mechanizmy leczenia i terapie ortopedyczne. W tym miejscu wprowadzamy protokół tworzenia powtarzalnych, segmentowych ubytków kości udowej u szczurów stabilizowanych za pomocą stabilizacji zewnętrznej.

Wiarygodny i powtarzalny model segmentalnej wady kości udowej o krytycznej wielkości u szczurów stabilizowany za pomocą niestandardowego stabilizatora zewnętrznego

Ten protokół opisuje metodę wykonywania złamań u dorosłych myszy i monitorowania procesu gojenia.

Złamanie poprzeczne kości udowej myszy ze sworzniem stabilizującym

Tutaj prezentujemy protokół jatrogennego złamania trzonu kości udowej szczurów albinosów Wistar i śledzenia rozwoju modzela. Ten model osteotomii kości udowej może pomóc naukowcom ocenić proces gojenia się złamań i zbadać, w jaki sposób lek może wpływać na gojenie złamań.

Protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów Wistar

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu wykrycie złamania trzonu w kości udowej myszy, która jest stabilizowana drutem śródszpikowym, do badań nad gojeniem złamań.

Ustalenie modelu złamania kości udowej trzonu u myszy

Ten protokół przedstawia kompleksową i efektywną metodę analizy naprawy kości żuchwy. Opisujemy powtarzalną technikę nieustabilizowanego złamania żuchwy w modelu mysim, pozwalającą na analizę procesu naprawy kości śródchrzęstnej przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i ubytku kości.

Mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich

Badanie innowacyjne łączy szwy i igły tytanowe do stabilnej wewnętrznej fiksacji w modelu złamania promieniowego szczura. Gojenje złamań oceniono za pomocą mikrotomografii komputerowej (mikro-CT), a neurony pierwotnego zwoja korzenia grzbietowego (DRG) zostały wyizolowane i hodowane do dalszych badań.

Opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego

Poznaj optymalizację parametrów pękania kości dla gryzoni przy użyciu regulowanego aparatu i radiografii. Ta metoda zapewnia powtarzalne złamania poprzeczne w badaniach biologii kostnej.

Projektowanie aparatury do pękania i optymalizacja protokołu dla złamań stabilizowanych metodą zamkniętą u gryzoni

Przeglądaj więcej filmów