Name: Zmodyfikowana prosta metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 29 s
Description: Poznaj uproszczoną metodę indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy wykorzystującą powszechnie dostępne materiały chirurgiczne. Technika umożliwia badanie remodelowania serca po zawale oraz testowanie nowych terapii genowych i komórkowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (81930007, 81625002, 81800307, 81470389, 81500221, 81770238), Shanghai Outstanding Academic Leaders Program (18XD1402400), Komisji Nauki i Technologii Gminy Shanghai (201409005200), Shanghai Pujiang Talent Program (2020PJD030) oraz China Postdoctoral Science Foundation (2020M671161, BX20190216).

Eksperymenty z udziałem zwierząt są przeprowadzane za zgodą Komisji Etyki Laboratorium Dobrostanu Zwierząt Szpitala Renji, Uniwersytetu Jiao Tong w Szanghaju, Szkoły Medycznej (R52021-0506). W badaniu wykorzystano samice i samce myszy C57BL/6J w wieku od 8 do 10 tygodni.
1. Przygotowanie uproszczonego sprzętu do znieczulenia (OPCJONALNIE)
UWAGA: Jest to opcjonalna konfiguracja przedoperacyjna i może być zastąpiona znieczuleniem miareczkowym, jak wspomniano w sekcji 2. Przed dostosowaniem tego układu do procedur dotyczących zwierząt należy skonsultować się z instytucjonalną komisją etyczną ds. zwierząt i lekarzem weterynarii.
<ol>
	<li>Weź probówkę wirówkową o pojemności 15 ml i wykonaj nacięcie prostopadłe do długiej osi probówki w odległości około 3 cm od otworu. 
	UWAGA: Upewnij się, że nacięcie jest większe niż połowa okrągłego obwodu światła rurki, aby można było pomyślnie włożyć zawór.</li>
	<li>Wywierć otwory (średnica, 2 mm) w ściance probówki wirówkowej między nacięciem a otworem probówki.</li>
	<li>Wytnij odpowiedniej wielkości kawałek zaworu z plastikowego arkusza i włóż zawór do nacięcia w ściance rury. 
	UWAGA: Zawór może być używany do kontrolowania szybkości uwalniania izofluranu poprzez zmianę głębokości wstrzyknięcia.</li>
	<li>Wewnątrz dygestorium rozetnij spód rurki i podłącz ją do źródła tlenu. Umieść wacik w pobliżu dolnego końca probówki, dodaj 0,5 ml izofluranu (jak otrzymano, patrz Tabela materiałów) na wacik i zamknij zawór.</li>
	<li>Przetestuj skuteczność znieczulenia, maskując myszy rurkami przygotowanymi zgodnie z powyższym opisem. Monitoruj częstość oddechów i głębokość znieczulenia za pomocą reakcji na uszczypnięcie palca. 
	UWAGA: Częstość oddechów mniejsza niż 10 razy/10 s sugeruje nadmierne znieczulenie, a głębokość wsunięcia zastawki powinna być dostosowana. Do wszystkich zabiegów związanych ze znieczuleniem należy użyć filtra gazowego wypełnionego arkuszami węgla aktywnego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1A-i), a zabieg chirurgiczny powinien być wykonany w kapturze.</li>
</ol>
2. Przygotowanie operacyjne i znieczulenie
<ol>
	<li>Przygotuj i wysterylizuj wszystkie potrzebne narzędzia w dniu operacji, w tym parę kleszczy, hemostat z mikrokomarów, nożyczki chirurgiczne, dwie pary uchwytów do igieł, jedwabny szew chirurgiczny 4-0, jedwabny szew chirurgiczny 6-0, filtr gazowy i źródło światła (patrz tabela materiałów) (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Załóż maskę chirurgiczną i sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Nałóż krem do depilacji na klatkę piersiową myszy i odczekaj 1 min. Delikatnie zetrzyj krem do depilacji i włosy wilgotną gazą.</li>
	<li>Po depilacji przytrzymaj mysz dominującą ręką. Wywołaj znieczulenie poprzez wdychanie odparowanego izofluranu (4%) z dopływem tlenu (1 l/min) i utrzymuj na poziomie 2-3% izofluranu.</li>
	<li>Potwierdź odpowiednie znieczulenie poprzez brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.</li>
	<li>Nałóż sterylny krem pod oczy na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.</li>
	<li>Zabezpiecz myszy na platformie chirurgicznej w pozycji leżącej. Nałóż trzykrotnie waciki z jodonem powidonu (patrz tabela materiałów) na klatkę piersiową i przykryj zdezynfekowaną klatkę piersiową sterylnym serwetem.</li>
</ol>
3. Indukcja zawału mięśnia sercowego
<ol>
	<li>Zmienić zanieczyszczone rękawice, aby zapewnić sterylność.</li>
	<li>Wykonaj 0,5 cm nacięcie skóry wzdłuż linii łączącej mieczyk mieczykowaty i pachę po miejscowym bloku z lidokainą.</li>
	<li>Tępo oddziel mięśnie piersiowe większe i piersiowe mniejsze za pomocą kleszczy i hemostatu mikrokomara, aby odsłonić czwartą przestrzeń międzyżebrową.</li>
	<li>Otwórz czwartą przestrzeń międzyżebrową za pomocą hemostatu mikrokomara.</li>
	<li>Uzewnętrznij serce, popychając je w kierunku czwartej przestrzeni międzyżebrowej palcem wskazującym lewej ręki.</li>
	<li>Zabezpiecz serce lewą ręką i podwiąż lewą przednią gałąź zstępującą szwem 6-0 3 mm od jej początku.</li>
	<li>Szybko umieść serce z powrotem w jamie klatki piersiowej. 
	UWAGA: Bezpiecznie jest uzewnętrznić serce na mniej niż 30 sekund.</li>
	<li>Usunąć powietrze z jamy klatki piersiowej poprzez delikatne ręczne naciśnięcie jamy klatki piersiowej.</li>
	<li>Zamknij warstwę mięśniową nad żebrami za pomocą jedwabnego szwu 6-0.</li>
	<li>Zamknij skórę jedwabnym szwem 4-0.</li>
	<li>Umieść myszy na podkładce (37 °C) natychmiast po operacji.</li>
	<li>Buprenorfinę (0,05-0,1 mg/kg) należy wstrzykiwać podskórnie co 4-6 godzin, aby zmniejszyć ból pooperacyjny przez okres do 72 godzin.</li>
	<li>Po całkowitym wyzdrowieniu należy umieścić operowane myszy w klatkach. 
	UWAGA: Myszy zostaną w pełni wyleczone w ciągu 3-5 minut po zabiegu.</li>
	<li>Uważnie monitoruj myszy i podawaj mokrą karmę przez okres do 7 dni.</li>
</ol>
4. Pobieranie tkanek
<ol>
	<li>Poświęć myszy w różnych punktach czasowych po ustaleniu zawału mięśnia sercowego przez zwichnięcie szyjki macicy.</li>
	<li>Zabezpiecz złożone w ofierze myszy na platformie operacyjnej w pozycji leżącej.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie brzuszne (~3-4 cm) w górnej części brzucha. Odetnij żebra po obu stronach jamy klatki piersiowej i wyjmij membranę.</li>
	<li>Ukrwić serce 10 ml zimnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (1x PBS, 4 °C) we wstrzyknięciu dokomorowym.</li>
	<li>Pobrać serce, odcinając korzeń aorty i natychmiast przechowywać je w temperaturze -80 °C. 
	UWAGA: Zgodnie z doświadczeniem autorów, możliwe jest wykonanie barwienia TTC w ciągu dwóch tygodni od przechowywania.</li>
	<li>Zabarwić serce chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).
	<ol>
		<li>Zamrożone serce pokrój na kawałki o grubości 1 mm na lodzie za pomocą żyletek.</li>
		<li>Przygotowane plastry serca inkubować w 1% roztworze TTC (rozpuszczonym w 1x PBS) w temperaturze 37 °C przez 10-15 min. 
		UWAGA: Po 15 minutach inkubacji wyrzuć roztwór TTC i zanurz barwione plastry serca w 1x PBS.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sfotografuj plasterki za pomocą aparatu cyfrowego.</li>
</ol>

<ol><li>Fu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+and+efficient+method+for+in+vivo+cardiac-specific+gene+manipulation+by+intramyocardial+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A simple and efficient method for in vivo cardiac-specific gene manipulation by intramyocardial injection in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (134), e57074(2018).</li>
<li>Pell, S., Fayerweather, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trends+in+the+incidence+of+myocardial+infarction+and+in+associated+mortality+and+morbidity+in+a+large+employed+population%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Trends in the incidence of myocardial infarction and in associated mortality and morbidity in a large employed population.</a> The New England Journal of Medicine. 312 (16), 1005-1011 (1985).</li>
<li>Ramunddal, T., Gizurarson, S., Lorentzon, M., Omerovic, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antiarrhythmic+effects+of+growth+hormone--in+vivo+evidence+from+small-animal+models+of+acute+myocardial+infarction+and+invasive+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrocardiology%22%5BJournal%5D)">Antiarrhythmic effects of growth hormone--in vivo evidence from small-animal models of acute myocardial infarction and invasive electrophysiology.</a> Journal of Electrocardiology. 41 (2), 144-151 (2008).</li>
<li>Tabrizchi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%CE%B2-blocker+therapy+after+acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Review+of+Cardiovascular+Therapy%22%5BJournal%5D)">β-blocker therapy after acute myocardial infarction.</a> Expert Review of Cardiovascular Therapy. 11 (3), 293-296 (2013).</li>
<li>Virani, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics-2020+update%3A+A+report+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association.</a> Circulation. 141 (9), 139(2020).</li>
<li>Cahill, T. J., Choudhury, R. P., Riley, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+regeneration+and+repair+after+myocardial+infarction%3A+Translational+opportunities+for+novel+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">Heart regeneration and repair after myocardial infarction: Translational opportunities for novel therapeutics.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 16 (10), 699-717 (2017).</li>
<li>Froese, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anti-androgenic+therapy+with+finasteride+improves+cardiac+function%2C+attenuates+remodeling+and+reverts+pathologic+gene-expression+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Anti-androgenic therapy with finasteride improves cardiac function, attenuates remodeling and reverts pathologic gene-expression after myocardial infarction in mice.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 122, 114-124 (2018).</li>
<li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defective+branched+chain+amino+acid+catabolism+contributes+to+cardiac+dysfunction+and+remodeling+following+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Defective branched chain amino acid catabolism contributes to cardiac dysfunction and remodeling following myocardial infarction.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 311 (5), 1160-1169 (2016).</li>
<li>Acikel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effects+of+dantrolene+against+myocardial+injury+induced+by+isoproterenol+in+rats%3A+Biochemical+and+histological+findings%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Protective effects of dantrolene against myocardial injury induced by isoproterenol in rats: Biochemical and histological findings.</a> International Journal of Cardiology. 98 (3), 389-394 (2005).</li>
<li>vanden Bos, E. J., Mees, B. M. E., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+cryoinjury-induced+myocardial+infarction+in+the+mouse%3A+A+comparison+with+coronary+artery+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: A comparison with coronary artery ligation.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).</li>
<li>Guo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Demonstration+of+an+early+and+a+late+phase+of+ischemic+preconditioning+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Demonstration of an early and a late phase of ischemic preconditioning in mice.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 275 (4), 1375-1387 (1998).</li>
<li>Kumar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+myocardial+infarction%3A+Mainstay+in+clinical+translation%5BTitle%5D)+AND+%22Regulatory+Toxicology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 76, 221-230 (2016).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Johns, T. N., Olson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+myocardial+infarction.+I.+A+method+of+coronary+occlusion+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals.</a> Annals of Surgery. 140 (5), 675-682 (1954).</li>
<li>Ahn, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+myocardial+infarcts+of+a+predictable+size+and+location+by+branch+pattern+probability-assisted+coronary+ligation+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Induction of myocardial infarcts of a predictable size and location by branch pattern probability-assisted coronary ligation in C57BL/6 mice.</a> American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 286 (3), 1201-1207 (2004).</li>
<li>Gao, E., Koch, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+efficient+model+of+coronary+artery+ligation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel and efficient model of coronary artery ligation in the mouse.</a> Methods in Molecular Biology. 1037, 299-311 (2013).</li>
<li>Most, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+S100A1+protein+levels+determine+contractile+performance+and+propensity+toward+heart+failure+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardiac S100A1 protein levels determine contractile performance and propensity toward heart failure after myocardial infarction.</a> Circulation. 114 (12), 1258-1268 (2006).</li>
<li>Christia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+characterization+of+myocardial+inflammation%2C+repair%2C+and+remodeling+in+a+mouse+model+of+reperfused+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Histochemistry+%26+Cytochemistry%22%5BJournal%5D)">Systematic characterization of myocardial inflammation, repair, and remodeling in a mouse model of reperfused myocardial infarction.</a> Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 61 (8), 555-570 (2013).</li>
<li>Frantz, S., Bauersachs, J., Ertl, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-infarct+remodelling%3A+Contribution+of+wound+healing+and+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Post-infarct remodelling: Contribution of wound healing and inflammation.</a> Cardiovascular Research. 81 (3), 474-481 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Niniejszy raport zademonstrował prosty protokół indukcji MI u myszy z łatwo dostępnymi materiałami, który został zmodyfikowany w stosunku do metody opisanej przez Gao16. Mysie modele MI są niezbędne do eksploracji mechanistycznej i badań przesiewowych leków pod kątem dysfunkcji i przebudowy po zawale mięśnia sercowego12. Spośród istniejących technik indukcji zawału mięśnia sercowego podwiązanie tętnic wieńcowych jest najczęściej praktykowane. Podwiązanie tętnicy wieńcowej w...

Zawał mięśnia sercowego (MI) stanowi jedną z najczęstszych przyczyn zgonów i niepełnosprawności na całym świecie1,2,3,4,5. Pomimo szybkiej reperfuzji, obecnie brakuje skutecznych terapii leczenia przebudowy serca po zawale mięśnia sercowego. W związku z tym włożono znaczne wysiłki w celu mechanistycznego zbadania i wykorzystania terapii dla MI6,7,8. Warto zauważyć, że ustanowienie modeli MI jest warunkiem wstępnym do osiągnięcia tych celów.
Zaproponowano kilka metod (np. leczenie izoproterenolem, kriouszkodzenia, podwiązanie tętnic wieńcowych, itp.) w celu wywołania modeli MI u małych zwierząt. Leczenie izoproterenolem jest prostą metodą indukcji zawału mięśnia sercowego, ale nie może wywołać zawału obszaru docelowego9. Kriouraz prowadzi do martwicy mięśnia sercowego poprzez wytwarzanie kryształków lodu i przerwanie błony komórkowej, a nie bezpośrednie niedokrwienie10. Natomiast podwiązanie tętnicy wieńcowej pozwala na precyzyjną kontrolę miejsca okluzji i zasięgu obszaru zawału oraz wiernie odwzorowuje odpowiedź remodelacyjną po zawale 11,12. Podwiązanie tętnic wieńcowych jest zwykle wykonywane po intubacji, wentylacji mechanicznej i torakotomii, co jest technicznie trudne13,14. Zgłoszono kilka zmodyfikowanych protokołów podwiązania tętnic wieńcowych (np. bez wentylacji), które nasiliły indukcję zawału serca, ale brakuje szczegółowych demonstracji wizualnych15,16,17. Zagadnienia te stanowią istotną barierę finansową i techniczną dla grup chcących zaangażować się w badania z wykorzystaniem modeli MI. W niniejszym raporcie przedstawiono podejście do indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy. Obecna metoda jest łatwa, oszczędza czas i wykorzystuje narzędzia i sprzęt chirurgiczny, które można łatwo znaleźć w większości laboratoriów.

<table><tbody><tr><td>Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu</td><td>SIGMA</td><td>T8877-25G</td><td>Barwienie TTC</td></tr><tr><td>4-0 szew jedwabny</td><td>YUANKANG</td><td>4-0</td><td>Autoklaw chirurgiczny</td></tr><tr><td></td><td>HIRAYAMA</td><td>HVE-50</td><td>Sterylizacja stałej</td></tr><tr><td>buprenorfiny</td><td>Qinghai FACTORY Co., Ltd.</td><td>H10940181</td><td>zmniejszyć ból pooperacyjny</td></tr><tr><td>Probówka wirówkowa</td><td>Biological Hope</td><td>1850-K</td><td>15ML</td></tr><tr><td>Krem do depilacji</td><td>ZIKER BIOTECHNOLOGY</td><td>ZK-L2701</td><td>Środek do depilacji zwierząt laboratoryjnych</td></tr><tr><td>Kleszcz</td><td>RWD</td><td>F12028</td><td>Instrument chirurgiczny</td></tr><tr><td>Filtr gazowy</td><td>ZHAOXIN</td><td>SA-493</td><td>Ochrona operatora</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>RWD</td><td>20071302</td><td>Używany do znieczulenia Źródło</td></tr><tr><td>światła</td><td>Beijing PDV</td><td>LG-150B</td><td>Lampa operacyjna</td></tr><tr><td>Mikro-komar hemostat</td><td>FST</td><td>13011-12</td><td>Instrument chirurgiczny</td></tr><tr><td></td><td>Igła BINXIONG</td><td>42180104</td><td>Instrument chirurgiczny</td></tr><tr><td>Igła i jedwabny szew 6-0</td><td>JIAHE</td><td>SC086</td><td>Instrument chirurgiczny</td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę</td><td>ShangHaiJZ</td><td>J32030</td><td>Instrument chirurgiczny</td></tr><tr><td>Uchwyt igły</td><td>ShangHaiJZ</td><td>J32010</td><td>Instrument chirurgiczny</td></tr><tr><td>Waciki powidonowo-jodowe</td><td>SingleLady</td><td>GB26368-2010</td><td>Nożyczki do dezynfekcji skóry</td></tr><tr><td></td><td>CNSTRONG</td><td>JYJ1030</td><td>Instrument chirurgiczny</td></tr><tr><td>Sterylny krem pod oczy</td><td>Shenyang Xingqi Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>H10940177</td><td>zapobiegają wysuszeniu rogówki</td></tr><tr><td>System obrazowania ultrasonograficznego o ultrawysokiej rozdzielczości dla małych zwierząt</td><td>VisualSonics</td><td>Vevo 2100</td><td>Analiza echokardiograficzna</td></tr></tbody></table>

zmodyfikowana prosta metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Zawał mięśnia sercowego (MI) stanowi jedną z głównych przyczyn zgonów. Modele zawału mięśnia sercowego są szeroko stosowane do badania patomechanizmów przebudowy po zawale mięśnia sercowego i oceny nowych metod leczenia. Do wywołania zawału mięśnia sercowego stosowano różne metody (np. leczenie izoproterenolem, kriouraz, podwiązanie tętnic wieńcowych itp.). W porównaniu z leczeniem izoproterenolem i kriouszkodzeniem, podwiązanie tętnicy wieńcowej może lepiej odzwierciedlać odpowiedź niedokrwienną i przewlekłą przebudowę po zawale mięśnia sercowego. Jednak tradycyjne metody podwiązywania naczyń wieńcowych u myszy są technicznie trudne. Obecne badanie opisuje prosty i skuteczny proces indukcji MI u myszy przy użyciu łatwo dostępnych materiałów. Skóra klatki piersiowej myszy została rozcięta w stabilnym znieczuleniu. Serce zostało natychmiast uzewnętrznione przez przestrzeń międzyżebrową po oddzieleniu mięśnia piersiowego większego i piersiowego mniejszego. Lewa przednia gałąź zstępująca (LAD) została podwiązana szwem 6-0 w odległości 3 mm od jej początku. Po podwiązaniu LAD barwienie chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC) wykazało pomyślną indukcję MI i czasowe zmiany wielkości blizny po zawale mięśnia sercowego. Tymczasem wyniki analizy przeżycia wykazały jawną śmiertelność w ciągu 7 dni po zawale serca, głównie z powodu pęknięcia serca. Ponadto ocena echokardiograficzna po zawale mięśnia sercowego wykazała skuteczną indukcję dysfunkcji skurczu i przebudowy komór. Po opanowaniu, model MI można ustalić u myszy w ciągu 2-3 minut przy użyciu łatwo dostępnych materiałów.

Protokół eksperymentalny oraz niektóre z kluczowych etapów przedstawiono na Rysunku 1. Zastosowano uproszczony sprzęt do anestezji w celu zniewielenia zwierząt. Jak pokazano na Rysunku 2A, znieczulenie było stabilne, co odzwierciedlała regularna częstość oddechów (w zakresie 90-107 oddechów/min u badanych myszy). Po podwiązaniu tętnicy wieńcowej analiza barwienia TTC wykazała skuteczną indukcję zawału mięśnia sercowego oraz zmiany czasowe wielkości blizny powyza...

Pod odpowiednim znieczuleniem, serce myszy zostało uzewnętrznione przez przestrzeń międzyżebrową, a zawał mięśnia sercowego został skutecznie wywołany przez podwiązanie lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) przy użyciu materiałów łatwo dostępnych w większości laboratoriów.

Zmodyfikowana prosta metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...

W niniejszym raporcie przedstawiono unikalne podejście do indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy. Obecna metoda jest łatwa, oszczędza czas i wykorzystuje rurki chirurgiczne i sprzęt, które można łatwo znaleźć w większości laboratoriów. Opracowanie modeli zawału mięśnia sercowego stanowi przesłankę do zbadania przeszłych mechanizmów przebudowy po zawale mięśnia sercowego i zmienności nowych metod terapeutycznych.Nałóż krem do depilacji na klatkę piersiową myszy i odczekaj minutę. Następnie delikatnie zetrzyj krem do depilacji i włosy mokrą gazą. Zamocuj mysz na platformie chirurgicznej w pozycji leżącej.Zdezynfekuj obszar operacyjny zgodnie z opisem w tekście. Następnie umieść sterylną serwetkę wokół dezynfekowanego obszaru. Wykonaj 0,5-centymetrowe nacięcie skóry wzdłuż linii łączącej mieczykowaty i pachę i tępo oddziel mięśnie piersiowe większe i piersiowe mniejsze za pomocą kleszczy.Otwórz czwartą przestrzeń międzyżebrową za pomocą hemostatu Micro-Mosquito. Uzewnętrznij serce, popychając je w kierunku czwartej przestrzeni międzyżebrowej palcem wskazującym lewej ręki. Zabezpiecz serce lewą ręką i podwiązaj lewą przednią gałąź zstępującą szwem 6/0 trzy milimetry od jej początku.Szybko umieść serce z powrotem w klatce piersiowej. Usunąć powietrze z jamy klatki piersiowej, delikatnie naciskając na jamę klatki piersiowej. W celu leczenia bólu pooperacyjnego buprenorfinę należy wstrzykiwać podskórnie co cztery do sześciu godzin przez okres do siedemdziesięciu dwóch godzin po operacji.Umieść mysz na poduszce grzewczej, aby odzyskać sprawność po znieczuleniu. Zabezpiecz uśpioną mysz na platformie operacyjnej w pozycji leżącej. Wykonaj brzuszne nacięcie o długości około trzech do czterech centymetrów w górnej części brzucha.Odetnij żebra po obu stronach jamy klatki piersiowej, a następnie wyjmij membranę. Perfuzja serca za pomocą 10 mililitrów zimnego 4 stopni Celsjusza 1X PBS poprzez wstrzyknięcie dokomorowe. Następnie zbierz serce, odcinając korzeń aorty i natychmiast przechowując je w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza.Zamrożone serce pokrój na kawałki o grubości jednego milimetra na lodzie za pomocą żyletek. Inkubować przygotowane plastry serca w 1% roztworze TTC rozpuszczonym w jednym 1X PBS w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 10 do 15 minut. Następnie sfotografuj plastry za pomocą aparatu cyfrowego.Po podwiązaniu tętnicy wieńcowej analiza barwienia TTC wykazała pomyślną indukcję zawału mięśnia sercowego i zmiany czasowe wielkości blizny po zawale mięśnia sercowego. Wyniki analizy przeżycia wykazały jawną śmiertelność w ciągu siedmiu dni po zawale mięśnia sercowego u samców i samic myszy C57BL/6J. Pęknięcie komory było częstą przyczyną zgonu po zawale mięśnia sercowego.Ocena echokardiograficzna po zawale mięśnia sercowego wykazała skuteczną indukcję dysfunkcji skurczu i przebudowy komór. Próbując uzewnętrznić serce, nie naciskaj najpierw na klatkę piersiową, a podążanie za naszym oporem wskazuje na potrzebę dostosowania kierunku w stosunku do ważonej pochwały. Po tej procedurze można wykonać wstrzyknięcie do mięśnia sercowego wektorów lub komórek wirusowych w celu przetestowania skuteczności terapii genowych lub terapii komórkowych w chorobach serca.

a-modified-simple-method-for-induction-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Procedura chirurgiczna stosowana w celu wywołania eksperymentalnego zawału mięśnia sercowego u myszy rozpoczyna się od lewej torakotomii między trzecim a czwartym żebrem, aby umożliwić wizualizację przedniej powierzchni serca i lewego płuca. Następnie podwiązuje się lewą tętnicę wieńcową, zamyka klatkę piersiową i pozostawia mysz do samoistnego powrotu do sprawności.

Zmodyfikowana technika ligacji tętnicy wieńcowej u myszy

Wprowadzamy metodę chirurgiczną do wywoływania eksperymentalnego uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji (I/R) symulującego zawał mięśnia sercowego (MI) w modelach mysich, co pozwala na większą przejrzystość w umiejscowieniu podwiązania na lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD) w celu zwiększenia powtarzalności eksperymentów MI u myszy.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej

Opisano wysoce powtarzalny model zawału mięśnia sercowego u myszy z minimalnymi inwazyjnymi manipulacjami. Model można łatwo wykonać, co skutkuje wysoką odtwarzalnością i wskaźnikiem przeżycia. W związku z tym opisany model zmniejszy liczbę wymaganych zwierząt, zgodnie z zasadą 3R (Replacement, Refinement and Reduction).

Minimalnie inwazyjny zabieg chirurgiczny indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy

Podczas operacji niedokrwienia mięśnia sercowego/reperfuzji u myszy, prawidłowe umieszczenie ligatury okluzyjnej jest zazwyczaj potwierdzane przez widoczną obserwację bladości mięśnia sercowego. W tym artykule metoda elektrokardiograficznego potwierdzania niedokrwienia i reperfuzji, w celu uzupełnienia obserwowanej bladości mięśnia sercowego, została zademonstrowana u samców myszy C57Bl / 6.

Potwierdzenie niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u myszy za pomocą elektrokardiografii powierzchniowej

Zapewniamy niezawodną metodę podwiązania lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) w modelu mysim. Metoda ta jest stosunkowo mniej inwazyjna niż inne metody, obejmujące intubację dotchawiczą, lewostronną torakotomię i toracentezę. Metoda ta może być stosowana jako model zarówno dla ostrego, jak i przewlekłego zawału mięśnia sercowego (MI).

Podwiązanie tętnicy wieńcowej lewej lewej przedniej zstępującej (LAD): ulepszony i uproszczony model zawału mięśnia sercowego

Tutaj opisujemy zabieg chirurgiczny pokazujący, jak osiągnąć trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten ma duże znaczenie dla badania patofizjologii zawału mięśnia sercowego i towarzyszących mu procesów biologicznych.

Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Ten artykuł przedstawia skuteczną metodę przeprowadzenia niedokrwienia mięśnia sercowego i następującej po nim przewlekłej reperfuzji u szczurów przy użyciu minimalnie inwazyjnego podejścia. Ponadto funkcję hemodynamiczną lewej komory szczurów ocenia się za pomocą echokardiografii i izolowanych metod pracy serca.

Półminimalnie inwazyjna metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u szczurów i ocena czynności serca przez izolowany działający układ serca

Ten protokół opisuje kroki do wywołania zawału mięśnia sercowego u myszy, przy jednoczesnym zachowaniu osierdzia i jego zawartości.

Nienaruszony model gryzonia niedokrwiennego osierdzia

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Przedstawiono tutaj zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten można wykorzystać do zbadania patofizjologii i związanej z nią odpowiedzi zapalnej po zawale mięśnia sercowego.

Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej: chirurgiczny mysi model zawału mięśnia sercowego

Poznaj uproszczoną metodę indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy wykorzystującą powszechnie dostępne materiały chirurgiczne. Technika umożliwia badanie remodelowania serca po zawale oraz testowanie nowych terapii genowych i komórkowych.

Zmodyfikowana prosta metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u myszy

Przeglądaj więcej filmów