Name: Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 38 s
Description: Poznaj chirurgiczną metodę trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy, modelu zawału mięśnia sercowego. Technika umożliwia badanie procesów patologicznych od niedokrwienia do niewydolności serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ten model został opracowany dzięki wsparciu Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki (Granty 310030_162629 dla LL) oraz funduszy departamentu z Kliniki Chirurgii Klatki Piersiowej i Intensywnej Terapii Szpitala Uniwersyteckiego w Lozannie. JL jest stypendystką Fundacji Emmy Muschamp. Dziękujemy za kluczowe wsparcie ze strony lekarzy weterynarii i personelu zoologicznego Wydziału Biologii i Medycyny Uniwersytetu w Lozannie. Dziękujemy dr Giuseppinie Milano z Oddziału Kardiochirurgii Szpitala Uniwersyteckiego w Lozannie oraz dr Alexandre Sarre z Zakładu Oceny Układu Krążenia Uniwersytetu w Lozannie za ich wskazówki techniczne.

Doświadczenia na zwierzętach opisane w tym protokole zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Kantonu Vaud.
UWAGA: Do tych eksperymentów użyliśmy samców myszy C57Bl/6J o wadze od 25 g do 30 g i wieku 8-12 tygodni. Myszy były karmione granulkami karmy i wodą ad libitum i hodowane w konwencjonalnych warunkach. Sprzęt chirurgiczny był wcześniej sterylizowany. Eksperymentator powinien nosić sterylne rękawice chirurgiczne i maskę chirurgiczną, aby ograniczyć zakażenie i infekcje pooperacyjne.
1. Znieczulenie i kaniulacja tchawicy.
<ol>
	<li>Zważ mysz, aby określić dawkę leków znieczulających, pooperacyjnych leków przeciwbólowych i objętość oddechową respiratora. Podgrzej poduszkę grzewczą w temperaturze 37 °C. Konfiguracja chirurgiczna jest przedstawiona w <silna klasa="xfig">Rysunek 1.</li>
	<li>Wstrzyknąć myszu dootrzewnowo mieszaninę ketaminy i ksylazyny w dawce odpowiednio 80 mg/kg i 10 mg/kg.</li>
	<li>Szybko ogol futro myszy na gardle i lewej stronie klatki piersiowej za pomocą elektrycznej maszynki do golenia.</li>
	<li>Sprawdź głębokość znieczulenia, ściskając ogon i/lub tylne łapy i ułóż zwierzę w pozycji leżącej na poduszce grzewczej. Umieść mały kompres z gazy pod głową zwierzęcia, aby uniknąć przegrzania oczu. Nałóż żel do oczu, aby uniknąć suchości oczu.</li>
	<li>Zabezpiecz cztery kończyny taśmą samoprzylepną na powierzchni poduszki grzewczej. Przełóż pętlę jedwabnego szwu 5-0 pod górnymi siekaczami i przyklej koniec pętli taśmą klejącą do poduszki grzewczej. Dzięki temu pysk zwierzęcia będzie otwarty i ułatwi kaniulację.</li>
	<li>Nałóż krem do depilacji na wcześniej ogolone miejsca i delikatnie masuj bawełnianym wacikiem przez 1 min. Nadmiar sierści i kremu przetrzyj gazą. Użyj kropli 0,9% roztworu soli fizjologicznej i gazy, aby oczyścić miejsca nacięć. Nałóż kawałki sterylnej gazy na ogolone gardło i klatkę piersiową i namocz je w jodopowidon. 
	UWAGA: Zalecamy zastosowanie leku znieczulającego miejscowo (lidokainy lub bupiwakainy) na miejsca nacięć.</li>
	<li>Ustaw wentylator na objętość oddechową 7 ml/kg i szybkość wentylacji 140 uderzeń/min. 
	UWAGA: Od teraz praca pod mikroskopem stereoskopowym mikrochirurgii.</li>
	<li>Przytrzymaj skórę na środku gardła i wykonaj nacięcie 0,5 cm wzdłuż linii ogonowej/głowowej za pomocą małych nożyczek. Oddziel płaty gruczołu ślinowego, a następnie delikatnie oddziel powięź mięśnia mostkowo-gnykowego zakrzywionymi kleszczami preparacyjnymi, aż do wyświetlenia krtani i tchawicy. Zabezpiecz krawędzie otworu za pomocą zwijaczy przymocowanych do elastycznych taśm. 
	UWAGA: Wykonaj ten krok bez nacinania mięśni. Przeszkolony operator będzie mógł zaintubować zwierzę przez jamę ustną bez wizualizacji tchawicy, co czyni ten krok opcjonalnym.</li>
	<li>Trzymaj delikatnie język na boki. Za pomocą kleszczy włóż igłę wewnętrzną kaniuli 16 G do tchawicy. Wizualizuj prawidłowe wprowadzenie do tchawicy przez nacięcie gardła.</li>
	<li>Podłącz kaniulę do wentylatora i zapewnij prawidłową wentylację, umieszczając rurkę wydechową w wodzie. Obecność pęcherzyków wskazuje na prawidłową intubację. 
	UWAGA: Aby tkanki były mokre podczas operacji, umieść sterylną gazę nasączoną 0,9% roztworem soli fizjologicznej i jodopowidonem na nacięcie gardła. Kontroluj wilgotność podczas zabiegu.</li>
</ol>
2. Podwiązanie tętnicy wieńcowej LAD
<ol>
	<li>Zwolnij lewą przednią łapę z taśmy klejącej i ostrożnie przesuń mysz do prawej pozycji odleżynowa. Zabezpiecz lewą kończynę przednią, gdy zwierzę znajdzie się we właściwej pozycji.</li>
	<li>Zidentyfikuj linię między lewym mięśniem piersiowym mniejszym i większym i wykonaj ukośne nacięcie skóry na 1 cm nożyczkami podążając za linią. Za pomocą mikronożyczek preparujących oddziel powięź mięśni piersiowych bez nacięcia. Utrzymuj mięśnie piersiowe oddzielone retraktorami przymocowanymi do elastycznych taśm.</li>
	<li>Ustawić wentylator na dodatnie ciśnienie wydechowe (PEEP) 3 cm H2O.</li>
	<li>Otwórz jamę klatki piersiowej za pomocą kleszczy w 3. przestrzeni międzyżebrowej między 3. a 4. żebrem. Unikaj dotykania tętnicy piersiowej wewnętrznej ponieważ istnieje niebezpieczeństwo krwawienia. Nie dotykać serca ani płuc. Umieść dwa zwijacze w klatce piersiowej, po jednym na każdym żebrze (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Za pomocą zakrzywionych cienkich kleszczy ostrożnie usuń osierdzie i rozsuń je, nie uszkadzając serca i płuc.</li>
	<li>Zlokalizuj lewą przednią zstępującą (LAD) tętnicę wieńcową. Tętnica LAD pojawia się jako powierzchowna, jaskrawoczerwona linia biegnąca od krawędzi lewej małżowiny usznej w kierunku wierzchołka.</li>
	<li>Użyj uchwytu na igłę, aby wprowadzić jedwabny szew 7-0 pod LAD 2 do 3 mm poniżej lewego przedsionka. Pociągnij jedwab powoli, aby uniknąć rozdarcia tkanki serca. Zawiąż ligaturę trzema węzłami. Dolna lewa część lewej komory natychmiast zmieni kolor na blady po podwiązaniu (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B-E). 
	UWAGA: Ważne jest, aby nie wchodzić zbyt głęboko w jamę komorową ani nie pozostawać zbyt powierzchownym. W przypadku zwierząt operowanych pozorowanie, przeciągnij jedwab do szwów pod LAD i zdejmuj go powoli, unikając rozerwania tkanki.</li>
	<li>Zwolnij zwijacze żeber, przytrzymaj 3. żebro kleszczami i wykonaj dwa przejścia z jedwabnym szwem 6-0 pod 3. i 4. żeber. 
	UWAGA: Nie należy perforować serca ani płuc. Nie zaciskaj jeszcze węzłów.</li>
	<li>Umieść trzy krople 0,9% roztworu soli fizjologicznej o temperaturze 37 °C na otwór i zamknij rurkę wydechową na 2 lub 3 cykle oddechowe, aby prawidłowo napompować płuca. Zaciśnij szew i zabezpiecz dwoma rzutami.</li>
	<li>Zwolnij retraktory trzymające mięśnie i pomóż im odzyskać właściwe miejsce.</li>
	<li>Zamknij skórę klatki piersiowej dwoma szwami z jedwabiu 5-0 i zabezpiecz dwoma rzutami. Zamknij skórę gardła jednym szwem z jedwabiu do szwów 5-0 i zabezpiecz dwoma rzutami.</li>
</ol>
3. Zabiegi pooperacyjne i obserwacja.
<ol>
	<li>Usuń taśmy klejące z kończyn. Połóż kompres na poduszce grzewczej po prawej stronie zwierzęcia. 
	UWAGA: Cała procedura od znieczulenia do tego momentu nie powinna trwać dłużej niż 40-45 minut. Opcjonalnie wstrzyknąć IP 0,2 ml atipamezolu w stężeniu 0,1 mg/ml, aby przyspieszyć proces budzenia.</li>
	<li>Dootrzewnowo wstrzyknąć 0,3 ml 5% roztworu glukozy podgrzanego w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Ostrożnie obrócić zwierzę na brzuszne odleżyny na podkładkę kompresową.</li>
	<li>Zatrzymaj respirator; jeśli mysz spontanicznie oddycha, ostrożnie wyjmij kaniulę.</li>
	<li>Wstrzyknąć podskórnie (SC) 0,1 mg/kg buprenorfiny i umieścić myszy w wstępnie ogrzanej klatce ogrzewanej w temperaturze 30 °C i wentylowanej 100%O2 przez co najmniej 1 godzinę. Monitorować myszy pod kątem wszelkich stanów zagrażających życiu, takich jak nadmierna duszność lub krwotok.</li>
	<li>Przez pierwsze dwa dni po zabiegu monitoruj mysz dwa razy dziennie. Wstrzyknąć SC 0,1 mg/kg buprenorfiny dwa razy na dobę. Wstrzykiwać dootrzewnowo 0,3 ml 0 5% roztworu glukozy dwa razy dziennie. Zapewnij myszom miękką dietę i wodę ad libitum. W razie potrzeby rozgrzej zwierzę. 
	UWAGA: Oprócz opioidów zwierzętom należy podawać niesteroidowe leki przeciwzapalne zmieszane z dietą lub rozcieńczone w wodzie do picia.</li>
	<li>Od trzeciego dnia należy wstrzykiwać SC 0,1 mg/kg buprenorfiny dwa razy na dobę, jeśli zwierzę wykazuje jakiekolwiek nietypowe objawy dotyczące ogólnego wyglądu, oddychania lub zachowania. Dootrzewnowo wstrzykiwać 0,3 ml 5% roztworu glukozy dwa razy dziennie, jeśli zwierzę nadal traci na wadze. W razie potrzeby ogrzej zwierzę. 
	UWAGA: W razie potrzeby należy ściśle stosować predefiniowane kryteria przerwania, aby uniknąć nadmiernego cierpienia. Zwykle myszy tracą na wadze do 3 i 4 dnia, a następnie przybierają na wadze. Po siedmiu dniach myszy zwykle odzyskują wagę sprzed operacji.</li>
</ol>

<ol><li>GBD 2016 Causes of Death Collaborators. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((regional%2C+and+national+age-sex+specific+mortality+for+264+causes+of+death%2C+1980-2016%3A+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">regional, and national age-sex specific mortality for 264 causes of death, 1980-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study.</a> Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).</li>
<li>Reed, G. W., Rossi, J. E., Cannon, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Acute myocardial infarction.</a> Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).</li>
<li>Frangogiannis, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+inflammatory+response+in+myocardial+injury%2C+repair%2C+and+remodelling%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cardiology%22%5BJournal%5D)">The inflammatory response in myocardial injury, repair, and remodelling.</a> Nature Reviews Cardiology. 11 (5), 255-265 (2014).</li>
<li>Lugrin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cutting+edge%3A+IL-1alpha+is+a+crucial+danger+signal+triggering+acute+myocardial+inflammation+during+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Cutting edge: IL-1alpha is a crucial danger signal triggering acute myocardial inflammation during myocardial infarction.</a> Journal of Immunology. 194 (2), 499-503 (2015).</li>
<li>Hashmi, S., Al-Salam, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+myocardial+infarction+and+myocardial+ischemia-reperfusion+injury%3A+a+comparison%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Clinical+and+Experimental+Pathology%22%5BJournal%5D)">Acute myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury: a comparison.</a> International Journal of Clinical and Experimental Pathology. 8 (8), 8786-8796 (2015).</li>
<li>van Zuylen, V. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarction+models+in+NOD%2FScid+mice+for+cell+therapy+research%3A+permanent+ischemia+vs+ischemia-reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Springerplus%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarction models in NOD/Scid mice for cell therapy research: permanent ischemia vs ischemia-reperfusion.</a> Springerplus. 4, 336(2015).</li>
<li>Yan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+dynamics+of+cardiac+immune+cell+accumulation+following+acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).</li>
<li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+myocardial+ischemia-reperfusion+injury+through+ligation+of+the+left+anterior+descending+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery.</a> Journal of Visualized Experiments. (86), (2014).</li>
<li>Reichert, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+Left+Anterior+Descending+%28LAD%29+Coronary+Artery+Ligation%3A+An+Improved+and+Simplified+Model+for+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction.</a> Journal of Visualized Experiments. (122), (2017).</li>
<li>Kolk, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LAD-ligation%3A+a+murine+model+of+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction.</a> Journal of Visualized Experiments. (32), (2009).</li>
<li>Fernandez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+coronary+arteries+of+the+C57BL%2F6+mouse+strains%3A+implications+for+comparison+with+mutant+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anatomy%22%5BJournal%5D)">The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models.</a> Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).</li>
<li>Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permanent+ligation+of+the+left+anterior+descending+coronary+artery+in+mice%3A+a+model+of+post-myocardial+infarction+remodelling+and+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure.</a> Journal of Visualized Experiments. (94), (2014).</li>
<li>Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Murine+Model+of+Myocardial+Ischemia-Reperfusion+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">A Murine Model of Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury.</a> Methods in Molecular Biology. 1717, 145-153 (2018).</li>
<li>Parapanov, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toll-like+receptor+5+deficiency+exacerbates+cardiac+injury+and+inflammation+induced+by+myocardial+ischaemia-reperfusion+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Science%22%5BJournal%5D)">Toll-like receptor 5 deficiency exacerbates cardiac injury and inflammation induced by myocardial ischaemia-reperfusion in the mouse.</a> Clinical Science. 129 (2), 187-198 (2015).</li>
<li>Curaj, A., Simsekyilmaz, S., Staudt, M., Liehn, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimal+invasive+surgical+procedure+of+inducing+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52197(2015).</li>
<li>van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+cryoinjury-induced+myocardial+infarction+in+the+mouse%3A+a+comparison+with+coronary+artery+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: a comparison with coronary artery ligation.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), H1291-H1300 (2005).</li>
<li>Duerr, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+myocardial+remodeling+between+cryoinfarction+and+reperfused+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Comparison of myocardial remodeling between cryoinfarction and reperfused infarction in mice.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 961298(2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Pierwszym krytycznym krokiem tej procedury jest z pewnością intubacja. Używamy stępionej wewnętrznej igły cewnika 16 G jako rurki dotchawiczej. Nie zalecamy używania tej konfiguracji z myszami o wadze mniejszej niż 22 g. Przy takiej konfiguracji może być trudno prawidłowo zaintubować myszy o mniejszej masie ciała bez uszkodzenia tchawicy. Kolejnym krytycznym punktem jest ograniczenie nacięć wykonywanych w mięśniu przy jednoczesnym odsłonięciu tchawicy i klatki piersiowej. Zmniejszenie uszkodzeń tkanek ma ogromne znaczenie, zwłaszcza podczas badania procesów zapalnych następujących po zawale mięśnia sercowego. Dlatego preferujemy delikatne rozkładanie mięśni i żeber za pomocą kleszczy i retraktorów 8,9. Nie używamy kauteryzatora elektrycznego do tamowania krwawienia10. Może to powodować oparzenia jatrogenne i sprzyjać infekcjom. Zarówno uraz, jak i infekcje mogą wpływać na odczyty stanu zapalnego. Zastosowanie zewnętrznego PEEP o sile 3 cmH2Opoprzez zanurzenie wyciągu wentylacyjnego w rurze wodnej ogranicza zapadanie się pęcherzyków płucnych pod koniec wydechu podczas torakotomii. Lokalizacja LAD jest kolejnym krytycznym krokiem i należy pamiętać, że anatomia tętnic wieńcowych może się różnić w zależności od szczepu i genotypu myszy11. Wizualizacja LAD wymaga pewnego doświadczenia, jednak umieszczenie szwu bezpośrednio 2-3 mm poniżej lewego przedsionka, zgodnie z opisem w procedurze, powinno umożliwić prawidłowe ustawienie podwiązania. Natychmiastowe przebarwienia dużych fragmentów lewej komory pod szwem potwierdzają dokładność. Wreszcie, sztuczne zastosowanie auto-PEEP poprzez zablokowanie wylotu wentylacji przez 2-3 cykle oddechowe podczas zamykania klatki piersiowej pozwala na przejściową hiperpompację płuc, która pomoże wypchnąć powietrze z klatki piersiowej12. Celowo nie wykonujemy toracentezy, jak pokazano w 9,10. W ten sposób ograniczamy ryzyko urazów płuc i serca oraz unikamy nadmiernego uszkodzenia tkanek czy perforacji.
Reperfuzja niedokrwienna mięśnia sercowego (I / R) jest pokrewnym modelem chirurgicznym, który naśladuje przywracanie przepływu krwi w naczyniach wieńcowych, które jest wykonywane u pacjentów z zawałem mięśnia sercowego w klinikach. Podczas modelu I/R przejściowe zamknięcie tętnicy wieńcowej odbywa się poprzez dokręcenie kawałka rurki do LAD na czas od 20 do 45 minut 8,13. Następnie okluzja jest zwalniana, aby umożliwić reperfuzję mięśnia sercowego przez pożądany czas. Ta prosta modyfikacja zastosowana w naszym protokole może łatwo przekształcić go w model I/R 4,8,14,15. Zawał można potwierdzić za pomocą badania krwi na obecność troponiny sercowej T 8,10 lub echokardiografii15.
MI różni się od modelu I/R, ponieważ reperfuzja sama w sobie wywołuje uraz. Mięśnie sercowe indukują większą martwicę tkanek, a apoptoza jest bardziej wyraźna w reperfundowanym mięśniu sercowym5. Kinetyka naciekania komórek zapalnych jest również różna między MI i IR z opóźnionym naciekaniem komórek odpornościowych w MI7. Wielkość i położenie obszaru zawału będą się również różnić między stałym podwiązaniem a modelami I/R15. Mając to na uwadze, należy zachować ostrożność przy wyborze odpowiedniego modelu, ponieważ modele I/R i stałe MI nie są równoważne. Innym mysim modelem zawału mięśnia sercowego jest model kriozawału. Zastosowanie sondy kriogenicznej na przedniej ścianie lewej komory indukuje zamrożenie tkanki komorowej i zatrzymanie przepływu krwi w tętnicy LAD. Technika ta różni się jednak od technik MI i I/R pod względem czasu i amplitudy przebudowy oraz reakcji zapalnych16,17.
Ograniczeniem jest zmienność, jak w przypadku każdego zabiegu chirurgicznego. Ta zmienność opiera się na różnicach biologicznych. Dobrym przykładem jest zmienność układu tętnic wieńcowych u myszy11. Opiera się również na umiejętnościach eksperymentatora. Warto wspomnieć, że odpowiednie przeszkolenie eksperymentatorów jest konieczne, aby osiągnąć stabilne wyniki z tym modelem. Dobrze wyszkolony eksperymentator może z łatwością wytworzyć rozmiary zawałów, które są powtarzalne (ryc. 3A-B). Śmiertelność modelu zależy od pozycji LAD, czasu trwania eksperymentów (dni, tygodnie), szczepu myszy i genotypów. Rodzaje leków znieczulających i przeciwbólowych mogą również wpływać na wynik eksperymentów z domniemanym działaniem kardioprotekcyjnym lub kardiodepresyjnym. W naszych rękach ten model ma globalny wskaźnik śmiertelności na poziomie 25-30%. Ten współczynnik śmiertelności obejmuje spontaniczne zgony i ofiary przed zakończeniem eksperymentu, niezależnie od szczepów i czasu trwania eksperymentu. Większość zgonów lub ofiar ma miejsce między drugim a czwartym dniem po operacji. Stosowanie ścisłego leczenia bólu i obserwacja zwierząt może zmniejszyć śmiertelność.
W tym miejscu przedstawiamy reprezentatywne wyniki wielkości zawału analizowane za pomocą barwienia TTC oraz ekspresji białka i genów zaangażowanych w procesy zapalne lub zwłóknieniowe w LV odpowiednio za pomocą western blot i real-time PCR (ryc. 3C-G). Możliwe jest również zmierzenie wielu z tych parametrów za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA) lub testów enzymatycznych. Oczywiście, zgodnie z hipotezą, która musi zostać przetestowana, po tej metodzie może nastąpić dowolna analiza funkcjonalna za pomocą ultradźwięków, rezonansu magnetycznego lub cewnika dokomorowego do pomiaru ciśnienia i objętości. Możliwe jest również pobranie serca i dalsze badanie biologii komórek serca na izolowanych komórkach. Ogólnie rzecz biorąc, model MI ze stałym podwiązaniem tętnicy wieńcowej LAD jest szczególnie przydatny do oceny procesów zapalnych i zwłóknieniowych, gojenia się ran i zmian w funkcji serca po zawale mięśnia sercowego.

Ostry zawał mięśnia sercowego (MI) jest najcięższym wyrazem choroby niedokrwiennej serca (IHD). IHD są główną przyczyną zachorowań i zgonów na całym świecie, zwłaszcza w krajach zachodnich1. W związku z tym ma ogromny wpływ ekonomiczny na systemy opieki zdrowotnej2. Wskaźnik zawału mięśnia sercowego charakteryzuje się niedrożnością tętnicy wieńcowej przez blaszkę miażdżycową, a następnie zatrzymaniem przepływu krwi w dużych częściach mięśnia sercowego. Brak dopływu tlenu do mięśnia sercowego prowadzi do obumarcia niedokrwiennego kardiomiocytów. Ten patologiczny stan wyzwala reakcje w tkance komorowej, które ostatecznie prowadzą do niedoborów funkcji komór, przebudowy i niewydolności serca3. MI jest złożonym stanem patofizjologicznym, który obejmuje wiele i skomplikowanych procesów biologicznych obejmujących regulowaną śmierć komórki, reakcję na stres oksydacyjny, stan zapalny, gojenie się ran, zwłóknienie i przebudowę komór. Niektóre z tych reakcji biologicznych są modelowane jako indywidualne procesy in vitro, takie jak wywołane martwicą uwalnianie wzorców molekularnych związanych z uszkodzeniem i związane z tym reakcje zapalne4. Te uproszczone modele są niezbędne do zrozumienia zawału mięśniowego. Jednak tylko model in vivo może dostarczyć realistycznego obrazu złożoności procesów biologicznych zaangażowanych w reakcję na zawał mięśnia sercowego.
Mimo że modele MI u większych zwierząt, takich jak świnie, mogą być bardziej związane z ludzką patofizjologią MI, siła mysich modeli tkwi w możliwościach oferowanych przez inżynierię genetyczną, która jest bardziej zaawansowana niż u jakiegokolwiek innego gatunku ssaków. Inne istotne aspekty to stosunkowo niski koszt i prostota konfiguracji chirurgicznej.
Warto wspomnieć, że modele niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego mogą wykazywać inne wyniki niż stałe modele MI. Procesy biologiczne, takie jak rodzaj zaangażowanej śmierci komórki, jakość/amplituda lub kinetyka reakcji zapalnych i gojenia się ran w tkance mięśnia sercowego, mogą się różnić w zależności od modelu5,6,7. Jednak ten protokół trwałej niedrożności naczyń wieńcowych można łatwo dostosować do uzyskania modelu niedokrwienno-reperfuzyjnego.
Ta metoda jest istotna dla badań związanych z fizjopatologią MI bez reperfuzji i pozwala na monitorowanie procesów patologicznych zachodzących od niedrożności naczyń wieńcowych (minuty) do późnego stadium niewydolności serca (tygodnie) na poziomie lokalnej tkanki serca i ogólnoustrojowym.

<table><tbody><tr><td>1 strzykawka CC, Omnifix-F</td><td>B. Braun</td><td>9161406V</td><td></td></tr><tr><td>30G- Igła</td><td>BD Microlance 3</td><td>304000</td><td></td></tr><tr><td>70% Etanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine 60 ml</td><td>MundiPharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Blunt Retraktory</td><td>Fine Science Tools</td><td>18200-09</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Uchwyt na igłę prosty z blokadą</td><td>Roboz</td><td>RS-6416</td><td></td></tr><tr><td>Waciki bawełniane</td><td>Applimed SA</td><td>6001109</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne, zakrzywione</td><td>Aesculap</td><td>BC603R</td><td></td></tr><tr><td>Elektryczna maszynka do golenia</td><td>Remington</td><td>HC720</td><td></td></tr><tr><td>Glukoza 5% B.Braun</td><td>B. Braun</td><td>531032</td><td></td></tr><tr><td>Krem do depilacji, Veet</td><td>Silk & Świeża technologia.</td><td></td><td></td>8218535</tr><tr><td>Kleszcze preparacyjne do tęczówki Pełne zakrzywione</td><td>Aesculap</td><td>&nbsp; OC022R</td><td></td></tr><tr><td>Ketasol 100 (100 mg / ml)</td><td>Dr. E. Graeub AG</td><td>QN01AX03</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki, zakrzywione/</td><td>Aesculap&nbsp;</td><td>FM013R</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9% B. Braun</td><td>B. Braun</td><td>534534</td><td></td></tr><tr><td>Krótki stabilizator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18200-01</td><td></td></tr><tr><td>Szew jedwabny 5-0, Szew</td> jedwabny BB <td>Ethicon</td><td>K880H</td><td></td></tr><tr><td>6-0, P-1</td><td>Ethicon</td><td>639H</td><td></td></tr><tr><td>Szew jedwabny 7-0,BV-1</td><td>Ethicon</td><td>K804</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze studenckie Dumont #7</td><td> Narzędzia naukowe</td><td>91197-00</td><td></td></tr><tr><td>Studenckie kleszcze precyzyjne kątowe</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>91110-10</td><td></td></tr><tr><td>Rękawice chirurgiczne</td><td>Weitacare</td><td>834301</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgiczna poduszka grzewcza</td><td>Spersonalizowane ustawienie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Temgesic&nbsp; sol 0,3 mg/ml&nbsp; Buprenorfina</td><td>Indivior Schweiz AG</td><td>N02AE01</td><td></td></tr><tr><td>Wewnętrzna igła rurki tchawicy 16G i.v. cat</td><td>Abbocath-T</td><td>G714-A01</td><td></td></tr><tr><td>Uniwersalny mikroskop S3, wentylator OMPIMD</td><td>Zeizz</td><td></td><td></td></tr><tr><td>, MiniVent Model 845</td><td>Aparat Harvard</td><td>73-0043</td><td></td></tr><tr><td>Viscotears</td><td>Alcon</td><td>1551535</td><td></td></tr><tr><td>Xylasol (1mg/ml)</td><td>Dr. E. Graeub AG</td><td>QN05CM92</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Zawał mięśnia sercowego (MI) i ostre choroby wieńcowe są jednymi z najczęstszych przyczyn zgonów w populacji o zachodnim stylu życia. Mysie modele zawału serca ze stałym podwiązaniem lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) ściśle naśladują zawału mięśnia sercowego u ludzi. Modele mysie korzystają z dostępnej obecnie szeroko zakrojonej inżynierii genetycznej. W tym miejscu proponujemy powtarzalny mysi model chirurgiczny zawału mięśnia sercowego za pomocą stałego podwiązania naczyń wieńcowych LAD. Nasza technika obejmuje znieczulenie ketaminą/ksylazyną, które można szybko odwrócić poprzez podanie antagonisty, intubację bez tracheotomii w celu wentylacji wspomaganej mechanicznie, wentylację z zastosowaniem zewnętrznego dodatniego ciśnienia końcowo-wydechowego (PEEP) w celu uniknięcia zapadnięcia się pęcherzyków płucnych, metodę torakotomii ograniczającą do minimum zmiany chirurgiczne wykonane w mięśniach szkieletowych oraz nadmuchiwanie płuc bez toracentezy. Metoda ta jest mało inwazyjna, powtarzalna i zmniejsza śmiertelność pooperacyjną i powikłania.

Myszy zostały uśmiercone siedem dni po zabiegu. Zwierzęta znieczulono ketaminą w dawce 80 mg/kg i ksylazyną w dawce 10 mg/kg. W warunkach znieczulenia pobrano krew z żyły głównej oraz pobrano próbki serca. Usunięto przedsionki, a mięsień sercowy przemyto lodowatym PBS. W celu pomiaru obszarów niedokrwiennych serca zamrożono w temperaturze -20 °C przez 40 min, a następnie pocięto na plastry i barwiono przez 20 min w 37 °C w PBS zawierającym 2% chlorku trifenylotetrazolium (TTC). Plastry serca utrwalono przez noc w 4% buforowym roztworze paraformaldehydu w temperaturze pokojowej. Obszary niedokrwienne pozostały nieubarwione, natomiast żywa tkanka została zabarwiona na czerwono ze względu na obecność dehydrogenaz. Obszary niedokrwienne obliczono jako procent białego obszaru lewej komory (LV) przy użyciu oprogramowania do analizy obrazu (Rysunek 3A, B). Do analiz biochemicznych i biologii molekularnej serca zamrożono w ciekłym azocie. Po rozcieraniu serc w ciekłym azocie proszek z organu wykorzystano do ekstrakcji białek i mRNA. Zakres włóknienia w tkance mięśnia sercowego w sercach po zawale oceniono za pomocą analizy western blot w odniesieniu do alfa-aktyny mięśni gładkich (αSMA) oraz fosforylacji SMAD2, które są odpowiednio głównymi wskaźnikami obecności miofibroblastów oraz aktywacji sygnalizacji TGFβ (Rysunek 3C). Ekspresja mRNA genów Tgfb oraz genów docelowych Ctgf, Postn i Il11 są wskaźnikami włóknienia mięśnia sercowego. Wykazano to za pomocą analizy polimerazy łańcuchowej w czasie rzeczywistym (PCR) (Rysunek 3D).
Ścieżki sygnalizacji prozapalnej oraz ekspresja genów prozapalnych były zazwyczaj aktywowane w ciągu pierwszego tygodnia po zawale mięśnia sercowego. Fosforylacja czynnika transkrypcyjnego NF-κB p65 jest charakterystyczną cechą stanu zapalnego i została zaobserwowana w ekstraktach z całego mięśnia sercowego myszy z MI (Ryc. 3E). Ekspresję mRNA genów prozapalnych Il1b, Il6 oraz Cxcl10 (Ryc. 3F) i markerów monocytów/makrofagów Cd14 oraz Mertk przeanalizowano za pomocą techniki real-time PCR (Ryc. 3G). Należy zauważyć, że wystąpiła zmienność w stopniu fosforylacji NF-κB p65 i SMAD2 (Ryc. 3C,E, ścieżki 4-7). Zmienność ta zależy w dużej mierze od wielkości zawału.
<img alt="Przygotowanie sprzętu chirurgicznego z respiratorem, matą grzewczą, nożyczkami, pęsetami i retraktorami." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59591/59591fig1.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Opis zestawu chirurgicznego. (A) Zestaw chirurgiczny obejmuje zmodyfikowaną matę grzewczą, respirator oraz retraktory przymocowane do elastycznych taśm. (B) Zestaw nożyczek, pęset i igłotrzymacza używanych podczas operacji. (C) Zbliżenie na mini-retraktory. Nie pokazano: chirurgicznego mikroskopu stereoskopowego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59591/59591fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej i anatomii serca; podwiązanie dla badań nad tętnicami wieńcowymi u gryzoni." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59591/59591fig2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Reprezentatywne obrazy operacji i podwiązania LAD. (A) Otwarta klatka piersiowa z rozwierakami. Widoczna była lewa komora. Górny, lewy i dolny rozwierak utrzymywały klatkę piersiową, a prawy rozwierak utrzymywał mięsień piersiowy. (B) Igłę przeprowadzono pod LAD. (C) Jedwabną nić chirurgiczną przeprowadzono pod LAD, do lewej komory. (D) Pojedynczy szew na LAD. (E) Zakończenie procedury podwiązania, szew został zabezpieczony trzema węzłami. (F) Przedstawienie widoku przedniego serca. Miejsce podwiązania LAD znajdowało się 2-3 mm poniżej lewego przedsionka i powyżej gałęzi ukośnej LAD. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59591/59591fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wpływ zawału mięśnia sercowego na serca myszy; obejmuje wielkość zawału, Western blot oraz wyniki analizy mRNA." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59591/59591fig3.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Włóknienie i stan zapalny w ekstraktach z całego mięśnia sercowego siedem dni po operacji. (A) Reprezentatywne obrazy barwienia TTC przekrojów zawałowego serca siedem dni po operacji. Blade obszary niedokrwienne pozostały niezatłuszczone i białe, natomiast żywa tkanka została zabarwiona na czerwono. Podwiązanie było widoczne na trzecim przekroju od lewej. (B) Wielkość obszarów niedokrwiennych pięciu zawałowych serc została zmierzona techniką barwienia TTC. Wyniki przedstawiono jako procent białego obszaru lewej komory (LV). (C) Analiza Western blot fosforylacji SMAD2 i ekspresji alpha-SMA w całym mięśniu sercowym jako wskaźników włóknienia. (D) Ekspresja mRNA Tgfb, Ctgf, Postn oraz Il11 w ekstraktach z całego mięśnia sercowego. (E) Western blot fosforylacji NF-κB p65 w ekstraktach z całego mięśnia sercowego. (F) Ekspresja mRNA genów prozapalnych Il1b, Il6 oraz Cxcl10 w ekstraktach z całego mięśnia sercowego. (G) Ekspresja mRNA Cd14 oraz Mertk jako wskaźniki obecności w mięśniu sercowym odpowiednio monocytów/makrofagów i makrofagów fagocytycznych. N = 3 w grupie sham i N = 4 w grupie MI. W analizie ekspresji mRNA poziom ekspresji odniesiono do endogennej kontroli Rps18, a porównania grup przeprowadzono za pomocą nieparzystych testów t Studenta, *p ≤ 0.05, **p ≤ 0.01, *** p ≤ 0.001. Na panelach B, D, F i G słupki błędów reprezentują odchylenia standardowe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59591/59591fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Tutaj opisujemy zabieg chirurgiczny pokazujący, jak osiągnąć trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten ma duże znaczenie dla badania patofizjologii zawału mięśnia sercowego i towarzyszących mu procesów biologicznych.

Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

Ten mysi model zawału mięśnia sercowego umożliwia monitorowanie procesów patologicznych zachodzących od niedrożności naczyń wieńcowych do późnego stadium niewydolności serca na poziomie lokalnej tkanki serca i ogólnoustrojowym. Metoda ta jest kompatybilna z każdym odczytem stosowanym obecnie w biologii i fizjologii serca. Ponadto korzysta z ogromnej różnorodności mysich modeli genetycznych.Opanowanie odpowiednich umiejętności chirurgicznych może zająć trochę czasu. Tej procedury najlepiej nauczyć się krok po kroku z doświadczonym badaczem. Wizualna demonstracja tego mysiego modelu pozwala na dzielenie się wskazówkami, które mogą pomóc w zabiegu chirurgicznym i przyspieszyć proces uczenia się.Użyj elektrycznej maszynki do golenia, aby szybko ogolić znieczuloną, ważącą od 25 do 30 gramów, męską mysz C57-Black/6 na gardle i lewej stronie klatki piersiowej. Potwierdź brak reakcji na szczypanie palców u stóp. Nałóż maść na oczy zwierzęcia.Umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej i umieść mały kompres z gazy pod głową, aby uniknąć przegrzania oczu. Zabezpiecz kończyny taśmą klejącą. Przełóż pętlę jedwabnego szwu 5-0 pod górnymi siekaczami i przymocuj koniec pętli do poduszki grzewczej, aby usta były otwarte podczas kaniulacji.Nałóż krem do depilacji na ogolone miejsca i delikatnie masuj bawełnianym wacikiem przez minutę. Usuń nadmiar sierści i kremu gazą, a odsłoniętą skórę oczyść kroplami 0,9% roztworu soli fizjologicznej i gazy. Nałóż kawałki sterylnej gazy na ogolone gardło i klatkę piersiową, a następnie namocz gazę jodopowidonem.Ustaw wentylator na objętość oddechową siedmiu mililitrów na kilogram i szybkość wentylacji 140 uderzeń na minutę. Przesuń mysz pod mikroskop stereoskopowy do mikrochirurgii. Trzymając skórę na środku gardła, wykonaj 0,5-centymetrowe nacięcie wzdłuż linii ogonowej/głowowej i oddziel płaty gruczołu ślinowego.Użyj zakrzywionych kleszczy, aby delikatnie oddzielić powięź mięśnia mostkowo-gnykowego, aż krtań i tchawica będą widoczne. Następnie zabezpiecz krawędzie otworu za pomocą zwijaczy przymocowanych do elastycznych taśm. Następnie delikatnie pociągnij język na boki i za pomocą kleszczy włóż wewnętrzną igłę kaniuli o rozmiarze 16 do tchawicy.Wyobraź sobie prawidłowe wprowadzenie do tchawicy przez nacięcie gardła i podłącz kaniulę do respiratora. Umieść sterylną 0,9% sól fizjologiczną uzupełnioną gazą nasączoną jodopowidonem na nacięciu, aby utrzymać mokre tkanki podczas operacji. Następnie umieść rurkę wydechową w wodzie.Obecność pęcherzyków wskazuje na udaną intubację. W celu podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej lub LAD, ostrożnie przesuń mysz do pozycji odleżynowej po prawej stronie i ponownie zabezpiecz lewą kończynę przednią w nowej pozycji. Zidentyfikuj linię między lewym mięśniem piersiowym mniejszym a większym i wykonaj ukośne jednocentymetrowe nacięcie skóry wzdłuż linii.Za pomocą mikronożyczek preparacyjnych oddziel powięź mięśni piersiowych bez nacinania tkanek i użyj retraktorów przymocowanych do elastycznych taśm, aby utrzymać separację. Ustaw wentylator na dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe wynoszące trzy centymetry wody. Użyj kleszczy, aby otworzyć jamę klatki piersiowej w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej między trzecim a czwartym żebrem.Umieść dwa zwijacze w klatce piersiowej, po jednym na każdym żebrze i użyj zakrzywionych cienkich kleszczy, aby ostrożnie usunąć osierdzie, nie uszkadzając serca i płuc. Zlokalizuj LAD jako powierzchowną, jaskrawoczerwoną linię biegnącą od krawędzi lewej małżowiny usznej w kierunku wierzchołka. Użyj uchwytu na igłę, aby wprowadzić jedwabny szew 7-0 pod LAD dwa do trzech milimetrów poniżej lewego przedsionka.Ciągnąc jedwab powoli, aby uniknąć rozdarcia tkanki serca, zawiąż ligaturę trzema węzłami. Dolna lewa część lewej komory natychmiast zblednie po podwiązaniu. Teraz zwolnij zwijacze żeber i trzymając trzecie żebro kleszczami, wykonaj dwa przejścia z jedwabnym szwem 6-0 pod trzecim i czwartym żebrem.Umieść trzy krople 0,9% roztworu soli fizjologicznej o temperaturze 37 stopni Celsjusza na otworze i zamknij rurkę wydechową na dwa lub trzy cykle oddechowe, aby prawidłowo napompować płuca. Zaciśnij i zabezpiecz szew dwoma rzutami i zwolnij zwijacze przytrzymujące mięśnie, pomagając mięśniom powrócić do prawidłowego położenia anatomicznego. Następnie zamknij skórę klatki piersiowej dwoma szwami i dwoma rzutami jedwabiu do szwów 5-0.Zamknij skórę gardła jednym szwem jedwabiu do szwów 5-0 i dwoma rzutami. Pod koniec zabiegu usuń taśmy z kończyn, ostrożnie obróć zwierzę do brzusznego odleżyny na podkładkę kompresową i umieść kompres na poduszce grzewczej po prawej stronie zwierzęcia. Dootrzewnowo wstrzyknąć 0,3 mililitra 5% roztworu glukozy o temperaturze 37 stopni Celsjusza.Zatrzymać wentylator. Jeśli mysz spontanicznie oddycha, ostrożnie wyjmij kaniulę. Wstrzyknąć podskórnie 0,1 miligrama na kilogram buprenorfiny.Umieść mysz w klatce o temperaturze 30 stopni Celsjusza wentylowanej 100% tlenem na co najmniej godzinę z monitorowaniem. Przez pierwsze dwa dni po zabiegu należy podawać myszy miękką dietę i wodę ad libitum, ogrzewając zwierzę w razie potrzeby. Siedem dni po zabiegu obszary niedokrwienne pozostają niezabarwione chlorkiem trifenylotetrazolu, podczas gdy żywa tkanka barwi się na czerwono z powodu obecności dehydrogenaz.Obszary niedokrwienne można następnie obliczyć jako procent białego obszaru lewej komory w oprogramowaniu do obrazowania. Analiza Western blot dla aktyny alfa-mięśni gładkich i fosforylacji SMAD2, które są odpowiednio głównymi odczytami miofibroblastów i aktywacji sygnalizacji transformującego czynnika wzrostu beta, może być wykorzystana do określenia zakresu zwłóknienia w tkance mięśnia sercowego serca po zawale serca. W celu oceny obecności zwłóknienia mięśnia sercowego można również przeprowadzić analizę reakcji łańcuchowej polimerazy w czasie rzeczywistym transformującego czynnika wzrostu beta i jego dalszej docelowej ekspresji mRNA.Zazwyczaj stwierdza się, że prozapalne szlaki sygnałowe i ekspresja genów prozapalnych są aktywowane w ciągu pierwszego tygodnia po zawale mięśnia sercowego. Obserwuje się również ekspresję mRNA genów prozapalnych i markerów monocytów/makrofagów. Wysokość podwiązania będzie miała decydujący wpływ na przeżywalność i powinna być dostosowana do każdego szczepu lub genotypu, ponieważ rozgałęzienia LAD mogą się różnić.Stałe w ligacji są kluczem do uzyskania powtarzalnych wyników. Procedura ta może być połączona z dowolną metodą analityczną i może być poprzedzona analizą funkcjonalną, utrwalaniem tkanek, hodowlą komórkową lub dowolną techniką będącą przedmiotem zainteresowania.

murine-myocardial-infarction-model-using-permanent-ligation-left

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszym materiale wideo zaprezentowano sposób wykorzystania szybkiego i wiarygodnego modelu do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych niedokrwienia mięśnia sercowego.

Ligacja LAD: mysi model zawału mięśnia sercowego

W badaniach nad ostrym uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym oraz przewlekłym przebudowywaniem serca u myszy, w wymiarze czasowym nanosi się liczne manipulacje genetyczne i/lub wewnątrzmięśniowe iniekcje genów, białek, komórek i/lub biomateriałów. Niniejsze wideo ilustruje mikrosurgicalne procedury stosowane w badaniach nad niedokrwieniem/reperfuzją, trwałą ligacją tętnicy wieńcowej oraz iniekcjami wewnątrzmięśniowymi.

Podwiązanie tętnicy wieńcowej i wtryskiwanie domięśniowe w mysim modelu zawału

Procedura chirurgiczna stosowana w celu wywołania eksperymentalnego zawału mięśnia sercowego u myszy rozpoczyna się od lewej torakotomii między trzecim a czwartym żebrem, aby umożliwić wizualizację przedniej powierzchni serca i lewego płuca. Następnie podwiązuje się lewą tętnicę wieńcową, zamyka klatkę piersiową i pozostawia mysz do samoistnego powrotu do sprawności.

Zmodyfikowana technika ligacji tętnicy wieńcowej u myszy

W tym filmie opisujemy zabieg chirurgiczny polegający na wygenerowaniu mysiego modelu zawału mięśnia sercowego poprzez trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej.

Generowanie mysiego modelu zawału mięśnia sercowego: zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej w modelu mysim

Wprowadzamy metodę chirurgiczną do wywoływania eksperymentalnego uszkodzenia niedokrwienia/reperfuzji (I/R) symulującego zawał mięśnia sercowego (MI) w modelach mysich, co pozwala na większą przejrzystość w umiejscowieniu podwiązania na lewej tętnicy zstępującej przedniej (LAD) w celu zwiększenia powtarzalności eksperymentów MI u myszy.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego poprzez podwiązanie lewej tętnicy zstępującej przedniej

Niewydolność serca jest główną przyczyną hospitalizacji i główną przyczyną śmiertelności. Model trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy stosuje się do badania przebudowy komór i dysfunkcji serca po zawale mięśnia sercowego. Przedstawiono technikę inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych u myszy.

Trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy: model przebudowy po zawale mięśnia sercowego i niewydolności serca

Zapewniamy niezawodną metodę podwiązania lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) w modelu mysim. Metoda ta jest stosunkowo mniej inwazyjna niż inne metody, obejmujące intubację dotchawiczą, lewostronną torakotomię i toracentezę. Metoda ta może być stosowana jako model zarówno dla ostrego, jak i przewlekłego zawału mięśnia sercowego (MI).

Podwiązanie tętnicy wieńcowej lewej lewej przedniej zstępującej (LAD): ulepszony i uproszczony model zawału mięśnia sercowego

Ten protokół opisuje kroki do wywołania zawału mięśnia sercowego u myszy, przy jednoczesnym zachowaniu osierdzia i jego zawartości.

Nienaruszony model gryzonia niedokrwiennego osierdzia

Tutaj opisujemy prostą i powtarzalną metodę, która może wywołać zawał mięśnia sercowego lub uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne mięśnia sercowego u myszy poprzez precyzyjne podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej za pomocą mikromanipulacji.

Indukcja zawału mięśnia sercowego i uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego u myszy

Przedstawiono tutaj zabieg chirurgiczny trwałego podwiązania lewej tętnicy wieńcowej u myszy. Model ten można wykorzystać do zbadania patofizjologii i związanej z nią odpowiedzi zapalnej po zawale mięśnia sercowego.

Podwiązanie lewej tętnicy wieńcowej: chirurgiczny mysi model zawału mięśnia sercowego

Poznaj chirurgiczną metodę trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy, modelu zawału mięśnia sercowego. Technika umożliwia badanie procesów patologicznych od niedokrwienia do niewydolności serca.

Mysi model zawału mięśnia sercowego z wykorzystaniem trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej

Przeglądaj więcej filmów