Name: Manipulacja rytmicznym przyjmowaniem pokarmu u myszy za pomocą niestandardowego systemu żywienia (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-16T13:55:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Poznaj metodę manipulacji rytmicznym przyjmowaniem pokarmu u myszy przy użyciu niestandardowego systemu żywienia. To tanie i przyjazne użytkownikowi narzędzie pozwala precyzyjnie kontrolować harmonogramy karmienia oraz badać wpływ czasu spożywania posiłków na zdrowie metaboliczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana finansowo przez R01DK128133 grantowe od NIH/NIDDK (dla J.S.M.) oraz fundusze startowe z Texas A&M University.

Wszystkie tematy zwierzęce są używane zgodnie z wytycznymi określonymi przez Institutional Animal Care and Use Committee of Texas A&M University (AUP #2022-0050). Wykorzystuje się tu zarówno samce, jak i samice myszy C57BL/6 w wieku 2-4 miesięcy. Procedura budowy systemu żywienia jest opisana poniżej, a surowce potrzebne do budowy aparatury są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Budowa systemu żywienia
<ol>
	<li>Budowa podłoża z polichlorku winylu (PVC)
	<ol>
		<li>Zaopatrz się w cztery kawałki arkuszy PVC o wymiarach 0,25 cala przyciętych według następujących wymiarów: 4,875 cala x 4,5 cala; 4,875 cala x 2,125 cala; 9,5 cala x 2,125 cala (dwie sztuki). Wywierć cztery otwory w podstawie o wymiarach 4,875 cala x 4,5 cala do zamocowania 24-godzinnego timera, korzystając z pomiarów podanych w <silna klasa="xfig">Rysunek 1A. Przyklej cztery kawałki PVC, aby uzyskać podstawę, jak w <silna klasa="xfig">Rysunek 1A.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zabezpieczenie timera na podstawie z PCV
	<ol>
		<li>Otwórz timer, aby wyjąć wtyczkę. Nawiąż połączenie za pomocą standardowego przedłużacza/przewodu elektrycznego (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
		<li>Umieść timer na podstawie z PVC, aby wyrównać go z otworami wywierconymi w podstawie w kroku 1.1.1. Użyj 1.5 cala, aby zamocować timer na podstawie z PVC. Upewnij się, że timer leży płasko i jest stabilny na podstawie z PVC.</li>
		<li>Wywierć cztery otwory na górze timera i przykręć 0,75 cala, aby przytrzymać ośmiokomorowy pojemnik na żywność (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1B). Baza systemu jest kompletna i wygląda następująco<silna klasa="xfig">Rysunek 1C. 
		UWAGA: Nie wiercić otworów w całym timerze.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konfiguracja koszyka
	<ol>
		<li>Wytnij 4-calową rurkę PVC (średnica zewnętrzna 4.5 cala) na wysokości 3.125 cala. Wywierć otwór o długości około 0.5 cala w dolnej części rury, aby przepuścić elektryczny.</li>
		<li>Przeszlifuj górną część rury (np. za pomocą frezarki górnowrzecionowej lub narzędzia obrotowego), aby umożliwić łatwe zdjęcie nakrętki podczas wymiany pojemnika na żywność.</li>
		<li>Użyj klatki na mysz o szerokości większej niż 4.5 cala i wytnij 4.5-calowy otwór na dnie klatki za pomocą piły otwornicowej. 
		UWAGA: Lokalizacja otworu zależy od ustawienia klatki (np. położenie górnej części klatki i butelki z wodą, dodanie koła jezdnego itp.).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konfiguracja pojemnika do karmienia
	<ol>
		<li>Zrób dozownik żywności z 4-calowego, ośmiokomorowego organizera na biżuterię, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1D. Przetnij krawędź pojemnika tak, aby dobrze pasowała do rury.</li>
		<li>Użyj 4-calowej zaślepki rury PVC i wytnij otwór odpowiadający rozmiarowi pojedynczej komory dozownika (np. za pomocą narzędzia obrotowego), aby utworzyć otwór, który odsłania tylko jedną z ośmiu komór na raz. Gdy zegar się porusza, otwór odsłania nową komorę co 3 godziny. Elementy systemu żywienia są teraz gotowe do użycia. Po ustawieniu wszystkich klatek, ostateczna konfiguracja przypomina tę pokazaną na Rysunek 1E.</li>
		<li>Transport wielu pojemników na żywność jednocześnie może być uciążliwy. Aby ułatwić transport, weź trzy kawałki rury PVC o średnicy 0,25 cala. Wywierć otwór o średnicy 0,625 cala w środku dwóch kawałków i sklej je ze sobą. Następnie użyj wąskiej rury PVC o średnicy 0,625 cala, która mieści się w otworze i przechodzi przez środek kubków na żywność, aby ułożyć kubki na żywność, aby ułatwić ich transport, jak pokazano na <silna klasa = "xfig" > Rysunek 1F.</li>
		<li>Przetestuj timery przed wprowadzeniem myszy, podłączając zestaw do gniazdek elektrycznych, umieszczając kawałek gniazda w jednej komorze w nagranym czasie i monitorując pozycję gniazda 12 godzin później, aby upewnić się, że zegar obraca się szybko.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Zastosowanie systemu żywienia
<ol>
	<li>Ciągły pomiar spożycia pokarmu przez myszy
	<ol>
		<li>Przenieś myszy do pomieszczenia eksperymentalnego i zaaklimatyzuj je do cyklu światło-ciemność (LD) ustawionego w pomieszczeniu na co najmniej 1 tydzień i na 2 tygodnie, jeśli cykl jasny-ciemny jest przesunięty o więcej niż 3 godziny. W tym eksperymencie zebrano dane od samców i samic myszy C57BL/6 w wieku 2-4 miesięcy narażonych na LD 12:12 (n = 7 samców i 4 samice).</li>
		<li>Rejestruj wagę myszy przed umieszczeniem ich indywidualnie w klatkach karmowych (waga była rejestrowana o godzinie 15:00, tj. w czasie, gdy przeprowadzano wymianę pokarmu). Upewnij się, że myszy mają ad libitum dostęp do wody oraz wystarczającą ilość ściółki i gniazd.</li>
		<li>Dodaj 1,5 g karmy (rutynowo używane 45 mg bezpyłowych precyzyjnych granulek) do wszystkich ośmiu przegródek kubka karmowego. Umieść kubek podajnika na timerze. Następnie załóż pokrywkę na kubek karmnika tak, aby odsłonięta była tylko jedna komora i zanotuj czas prezentacji pokarmu. Cztery przedziały reprezentują punkty nocne, a pozostałe cztery reprezentują punkty dzienne. 
		UWAGA: Ze względu na zachowanie związane z gromadzeniem zaobserwowane po prezentacji nadmiaru żywności, 1,5 g zostało zoptymalizowane jako początkowa waga żywności. Myszy mają tendencję do gromadzenia granulek na pokrywkach kubków z jedzeniem lub w ściółce w klatce. To zniekształca dane, prowadząc do ich błędnej interpretacji. Samce myszy nie gromadzą granulek, gdy są karmione 1,5 g lub mniej na komorę. Samice mają tendencję do gromadzenia pożywienia więcej niż samce, ale jest to specyficzne dla myszy i można je osłabić, jeśli dostarczysz 1 g granulki na komorę.</li>
		<li>Zmieniaj karmę codziennie o tej samej porze i policz liczbę granulek pozostałych w każdej komorze, aby obliczyć ilość spożytego pokarmu. Monitoruj profil żywieniowy przez tydzień, aby uzyskać wyjściowy profil żywieniowy myszy karmionych ad libitum.</li>
		<li>Na podstawie ilości spożywanego pokarmu w każdej przegródce oblicz średnie dzienne spożycie pokarmu dla każdej myszy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Leczenie dietą wysokotłuszczową (HFD) 
	UWAGA: Ten system żywienia może być również używany do badania wpływu HFD na choroby metaboliczne i ostatecznie może być stosowany w ograniczonych czasowo harmonogramach karmienia. HFD nie jest dostępny na rynku jako granulki o precyzyjnym rozmiarze i wadze, a granulki do karmienia są zwykle kupowane jako granulki 0,5 cala.
	<ol>
		<li>Umieść granulki HFD na czystej powierzchni lub przezroczystej folii i pokrój je na 6-7 mniejszych kawałków o równej wielkości za pomocą żyletki. Pokrój granulki na tyle małe, aby przypominały normalne granulki karmy, jak użyto w sekcji 2.1 powyżej. 
		UWAGA: Myszy mają tendencję do gromadzenia większych granulek w swoich klatkach, co prowadzi do błędnego obliczania spożywanego pokarmu.</li>
		<li>Odważ 1,5 g pokrojonych kawałków HFD i umieść w każdej z 8 przegródek na żywność. Do wymiany żywności co drugi dzień wystarczy 1,5 g HFD na komorę.</li>
		<li>Zmieniaj karmę codziennie lub co drugi dzień zgodnie z potrzebami eksperymentalnymi i zapisuj wagę pozostałego jedzenia.</li>
		<li>Oblicz ilość spożytego pokarmu, odejmując pozostałą masę pokarmu od początkowej ilości podanego pokarmu. Powtarzaj ten proces przez okres 1 tygodnia, aby uzyskać punkt odniesienia dla spożycia pokarmu z HFD (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aklimatyzacja samców myszy do diety ograniczonej nocą (NR)
	<ol>
		<li>Wykonaj kroki 2.1.1-2.1.4, aby uzyskać punkt odniesienia karmienia ad libitum. W tym eksperymencie dane zebrano od samców myszy C57BL/6 w wieku od 2 do 4 miesięcy narażonych na LD 12:12 (n = 18 samców).</li>
		<li>Po 3-7 dniach diety ad libitum należy wprowadzić myszy na dietę przejściową, stopniowo zmniejszając liczbę granulek w przedziałach dziennych. Aby to zrobić, miej pięć granulek na komorę w 1 dniu przejścia (0,225 g na komorę), 3 granulki w dniu 2 (0,135 g na komorę), 1 pastylkę w dniu 3 (0,045 g na komorę), a następnie żadnej, aby całkowicie przejść myszy na dietę ograniczoną nocą. 
		UWAGA: Upewnij się, że myszy nie mają ograniczeń kalorycznych. Uśrednij dzienne spożycie pokarmu myszy na przedział w oparciu o linię bazową ad libitum i podaj im taką samą ilość pokarmu, rozprowadzając go tylko w przedziałach na cztery noce.</li>
		<li>Monitoruj spożycie pokarmu przez 2 tygodnie po tym, jak myszy przystosują się do schematu ograniczonego nocowania. W tym okresie dostosuj ilość jedzenia podawanego każdej myszy, aby lepiej odpowiadała jej całkowitemu spożyciu pokarmu (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A). Zazwyczaj dodaje się granulki pokarmu (1 pastylka na każdą z czterech komór nocnych), gdy myszy zjadają całe swoje pożywienie przez dwie kolejne noce.</li>
		<li>Zważ myszy pod koniec 2-tygodniowego okresu, aby monitorować wszelkie zmiany masy ciała spowodowane schematem karmienia. Pod koniec tego okresu znieczulij myszy izofluranem i poddaj je eutanazji przez dekapitację. Zbierz tkanki i przeanalizuj je pod kątem codziennych zmian wynikających z paradygmatu żywienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aklimatyzacja samców myszy do diety arytmicznej (AR)
	<ol>
		<li>Wykonaj kroki 2.1.1-2.1.4, aby uzyskać punkt odniesienia karmienia ad libitum. W tym eksperymencie dane zebrano od samców myszy C57BL/6 w wieku od 2 do 4 miesięcy narażonych na LD 12:12 (n = 18 samców).</li>
		<li>Po tygodniu diety ad libitum oblicz średnie dzienne spożycie pokarmu i podziel tę liczbę przez 8, aby uzyskać ilość pokarmu, która ma być dostarczana w każdym przedziale. Osiągnij karmienie AR, upewniając się, że myszy otrzymują równą ilość pokarmu we wszystkich ośmiu przedziałach w ciągu dnia.</li>
		<li>Następnie umieść myszy na diecie przejściowej, stopniowo zmniejszając, przez 3-5 dni, ilość pokarmu podawanego na przedział, aby ostatecznie znieść jakikolwiek rytm przyjmowania pokarmu (jak pokazano w <silna klasa = "xfig">Rysunek 3B). Będąc na diecie AR, upewnij się, że myszy mają dostęp do 1/8 dziennego spożycia pokarmu w każdym z ośmiu przedziałów, a tym samym dostęp do pożywienia co 3 godziny. Upewnij się, że myszy nie mają ograniczeń kalorycznych.</li>
		<li>Utrzymuj myszy na diecie AR przez 2 tygodnie lub dłużej (<silna klasa="xfig">Ryc. 3B).</li>
		<li>Podczas diety AR codziennie dostosowuj pokarm, aby upewnić się, że myszy zostawiają tylko kilka granulek (zwykle mniej niż 5). Gwarantuje to, że myszy otrzymują odpowiednią ilość pożywienia i nie mają ograniczeń kalorycznych. Dokonaj korekty, zmniejszając lub dodając granulki we wszystkich ośmiu komorach lub zmniejszając lub dodając granulki w dwóch przeciwległych komorach, aby nie wywoływać żadnych rytmów przyjmowania pokarmu. 
		UWAGA: Myszy karmione dietą AR pozostawiają pokarm prawie wyłącznie między ZT3 a ZT9 (od 3 do 9 godzin po włączeniu światła), ale są głodne w nocy i gryzą dozownik pokarmu, aby uzyskać dostęp do następnej komory. Niemniej jednak myszy karmione AR nie mają ograniczeń kalorycznych i w rzeczywistości z czasem przybierają na wadze więcej niż myszy karmione NR.</li>
		<li>Zważ myszy pod koniec 2-tygodniowego okresu, aby monitorować wszelkie zmiany masy ciała spowodowane schematem karmienia. Pod koniec tego okresu znieczulij myszy izofluranem i poddaj je eutanazji przez dekapitację. Zbierz tkanki i przeanalizuj je pod kątem codziennych zmian wynikających z paradygmatu żywienia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Boothroyd, C. E., Wijnen, H., Naef, F., Saez, L., Young, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integration+of+light+and+temperature+in+the+regulation+of+circadian+gene+expression+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genetics%22%5BJournal%5D)">Integration of light and temperature in the regulation of circadian gene expression in Drosophila.</a> PLoS Genetics. 3 (4), 0492-0507 (2007).</li>
<li>Brown, S. A., Zumbrunn, G., Fleury-Olela, F., Preitner, N., Schibler, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythms+of+mammalian+body+temperature+can+sustain+peripheral+circadian+clocks%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Rhythms of mammalian body temperature can sustain peripheral circadian clocks.</a> Current Biology. 12 (18), 1574-1583 (2002).</li>
<li>Buhr, E. D., Yoo, S. H., Takahashi, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+as+a+universal+resetting+cue+for+mammalian+circadian+oscillators%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Temperature as a universal resetting cue for mammalian circadian oscillators.</a> Science. 330 (6002), 379-385 (2010).</li>
<li>Kawamoto, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+fasting+and+re-feeding+on+the+expression+of+Dec%2C+Per1%2C+and+other+clock-related+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Effects of fasting and re-feeding on the expression of Dec, Per1, and other clock-related genes.</a> Journal of Biochemistry. 140 (3), 401-408 (2006).</li>
<li>Lamia, K. A., Storch, K. F., Weitz, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+significance+of+a+peripheral+tissue+circadian+clock%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Physiological significance of a peripheral tissue circadian clock.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (39), 15172-15177 (2008).</li>
<li>Oosterman, J. E., Kalsbeek, A., La Fleur, S. E., Belsham, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+nutrients+on+circadian+rhythmicity%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Regulatory+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Impact of nutrients on circadian rhythmicity.</a> American Journal of Physiology - Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 308 (5), 337-350 (2015).</li>
<li>Pitts, S. N., Perone, E., Silver, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Food-entrained+circadian+rhythms+are+sustained+in+arrhythmic+Clk%2FClk+mutant+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Regulatory+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Food-entrained circadian rhythms are sustained in arrhythmic Clk/Clk mutant mice.</a> American Journal of Physiology - Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 285, 57-67 (2003).</li>
<li>Sheward, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Entrainment+to+feeding+but+not+to+light%3A+Circadian+phenotype+of+VPAC+2+receptor-null+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Entrainment to feeding but not to light: Circadian phenotype of VPAC 2 receptor-null mice.</a> Journal of Neuroscience. 27 (16), 4351-4358 (2007).</li>
<li>Gekakis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+CLOCK+protein+in+the+mammalian+circadian+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Role of the CLOCK protein in the mammalian circadian mechanism.</a> Science. 280 (5369), 1564-1569 (1998).</li>
<li>King, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Positional+cloning+of+the+mouse+circadian+Clock+gene%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Positional cloning of the mouse circadian Clock gene.</a> Cell. 89 (4), 641-653 (1997).</li>
<li>Kume, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((mCRY1+and+mCRY2+are+essential+components+of+the+negative+limb+of+the+circadian+clock+feedback+loop%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">mCRY1 and mCRY2 are essential components of the negative limb of the circadian clock feedback loop.</a> Cell. 98 (2), 193-205 (1999).</li>
<li>Shearman, L. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interacting+molecular+loops+in+the+mammalian+circadian+clock%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Interacting molecular loops in the mammalian circadian clock.</a> Science. 288 (5468), 1013-1019 (2000).</li>
<li>Beytebiere, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-specific+BMAL1+cistromes+reveal+that+rhythmic+transcription+is+associated+with+rhythmic+enhancer-enhancer+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+and+Development%22%5BJournal%5D)">Tissue-specific BMAL1 cistromes reveal that rhythmic transcription is associated with rhythmic enhancer-enhancer interactions.</a> Genes and Development. 33 (5-6), 294-309 (2019).</li>
<li>Menet, J. S., Pescatore, S., Rosbash, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CLOCK%3A+BMAL1+is+a+pioneer-+like+transcription+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+and+Development%22%5BJournal%5D)">CLOCK: BMAL1 is a pioneer- like transcription factor.</a> Genes and Development. 28 (1), 8-13 (2014).</li>
<li>Koike, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+architecture+and+chromatin+landscape+of+the+core+circadian+clock+in+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Transcriptional architecture and chromatin landscape of the core circadian clock in mammals.</a> Science. 338 (6105), 349-354 (2012).</li>
<li>Mure, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diurnal+transcriptome+atlas+of+a+primate+across+major+neural+and+peripheral+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Diurnal transcriptome atlas of a primate across major neural and peripheral tissues.</a> Science. 359 (6381), (2018).</li>
<li>Ruben, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+database+of+tissue-specific+rhythmically+expressed+human+genes+has+potential+applications+in+circadian+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">A database of tissue-specific rhythmically expressed human genes has potential applications in circadian medicine.</a> Science Translational Medicine. 10 (458), 1-8 (2018).</li>
<li>Zhang, R., Lahens, N. F., Ballance, H. I., Hughes, M. E., Hogenesch, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+circadian+gene+expression+atlas+in+mammals%3A+Implications+for+biology+and+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A circadian gene expression atlas in mammals: Implications for biology and medicine.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (45), 16219-16224 (2014).</li>
<li>Menet, J. S., Rodriguez, J., Abruzzi, K. C., Rosbash, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nascent-Seq+reveals+novel+features+of+mouse+circadian+transcriptional+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Nascent-Seq reveals novel features of mouse circadian transcriptional regulation.</a> eLife. 2012 (1), 1-25 (2012).</li>
<li>Miller, B. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+and+CLOCK-controlled+regulation+of+the+mouse+transcriptome+and+cell+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Circadian and CLOCK-controlled regulation of the mouse transcriptome and cell proliferation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (9), 3342-3347 (2007).</li>
<li>Cailotto, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+suprachiasmatic+nucleus+controls+the+daily+variation+of+plasma+glucose+via+the+autonomic+output+to+the+liver%3A+Are+the+clock+genes+involved%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The suprachiasmatic nucleus controls the daily variation of plasma glucose via the autonomic output to the liver: Are the clock genes involved.</a> European Journal of Neuroscience. 22 (10), 2531-2540 (2005).</li>
<li>Eckel-Mahan, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+of+the+transcriptome+and+metabolome+by+the+circadian+clock%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Coordination of the transcriptome and metabolome by the circadian clock.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (14), 5541-5546 (2012).</li>
<li>Damiola, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restricted+feeding+uncouples+circadian+oscillators+in+peripheral+tissues+from+the+central+pacemaker+in+the+suprachiasmatic+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+and+Development%22%5BJournal%5D)">Restricted feeding uncouples circadian oscillators in peripheral tissues from the central pacemaker in the suprachiasmatic nucleus.</a> Genes and Development. 14 (23), 2950-2961 (2000).</li>
<li>Saini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+recording+of+circadian+liver+gene+expression+in+freely+moving+mice+reveals+the+phase-setting+behavior+of+hepatocyte+clocks%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+and+Development%22%5BJournal%5D)">Real-time recording of circadian liver gene expression in freely moving mice reveals the phase-setting behavior of hepatocyte clocks.</a> Genes and Development. 27 (13), 1526-1536 (2013).</li>
<li>Stokkan, K. A., Yamazaki, S., Tei, H., Sakaki, Y., Menaker, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Entrainment+of+the+circadian+clock+in+the+liver+by+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Entrainment of the circadian clock in the liver by feeding.</a> Science. 291 (5503), 490-493 (2001).</li>
<li>Atger, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+and+feeding+rhythms+differentially+affect+rhythmic+mRNA+transcription+and+translation+in+mouse+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Circadian and feeding rhythms differentially affect rhythmic mRNA transcription and translation in mouse liver.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (47), 6579-6588 (2015).</li>
<li>Greenwell, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythmic+food+intake+drives+rhythmic+gene+expression+more+potently+than+the+hepatic+circadian+clock+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Rhythmic food intake drives rhythmic gene expression more potently than the hepatic circadian clock in mice.</a> Cell Reports. 27 (3), 649-657 (2019).</li>
<li>Izumo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+light+and+feeding+on+circadian+organization+of+peripheral+clocks+in+a+forebrain+Bmal1+mutant%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Differential effects of light and feeding on circadian organization of peripheral clocks in a forebrain Bmal1 mutant.</a> eLife. 3, 04617(2014).</li>
<li>Mange, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diurnal+regulation+of+RNA+polymerase+III+transcription+is+under+the+control+of+both+the+feeding-fasting+response+and+the+circadian+clock%5BTitle%5D)+AND+%22Genome+Research%22%5BJournal%5D)">Diurnal regulation of RNA polymerase III transcription is under the control of both the feeding-fasting response and the circadian clock.</a> Genome Research. 27 (6), 973-984 (2017).</li>
<li>Van Der Veen, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+behavior+on+central+and+peripheral+circadian+clocks+in+the+common+vole+Microtus+arvalis%2C+a+mammal+with+ultradian+rhythms%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Impact of behavior on central and peripheral circadian clocks in the common vole Microtus arvalis, a mammal with ultradian rhythms.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (9), 3393-3398 (2006).</li>
<li>Vollmers, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+of+feeding+and+the+intrinsic+circadian+clock+drive+rhythms+in+hepatic+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Time of feeding and the intrinsic circadian clock drive rhythms in hepatic gene expression.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (50), 21453-21458 (2009).</li>
<li>Chaix, A., Lin, T., Le, H. D., Chang, M. W., Panda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-Restricted+feeding+prevents+obesity+and+metabolic+syndrome+in+mice+lacking+a+circadian+clock%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Time-Restricted feeding prevents obesity and metabolic syndrome in mice lacking a circadian clock.</a> Cell Metabolism. 29 (2), 303-319 (2019).</li>
<li>Hatori, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-restricted+feeding+without+reducing+caloric+intake+prevents+metabolic+diseases+in+mice+fed+a+high-fat+diet%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Time-restricted feeding without reducing caloric intake prevents metabolic diseases in mice fed a high-fat diet.</a> Cell Metabolism. 15 (6), 848-860 (2012).</li>
<li>Acosta-Rodríguez, V. A., de Groot, M. H. M., Rijo-Ferreira, F., Green, C. B., Takahashi, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mice+under+caloric+restriction+self-impose+a+temporal+restriction+of+food+intake+as+revealed+by+an+automated+feeder+system%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Mice under caloric restriction self-impose a temporal restriction of food intake as revealed by an automated feeder system.</a> Cell Metabolism. 26 (1), 267-277 (2017).</li>
<li>Chung, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-restricted+feeding+improves+insulin+resistance+and+hepatic+steatosis+in+a+mouse+model+of+postmenopausal+obesity%5BTitle%5D)+AND+%22Metabolism%3A+Clinical+and+Experimental%22%5BJournal%5D)">Time-restricted feeding improves insulin resistance and hepatic steatosis in a mouse model of postmenopausal obesity.</a> Metabolism: Clinical and Experimental. 65 (12), 1743-1754 (2016).</li>
<li>Sen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultradian+feeding+in+mice+not+only+affects+the+peripheral+clock+in+the+liver%2C+but+also+the+master+clock+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Chronobiology+International%22%5BJournal%5D)">Ultradian feeding in mice not only affects the peripheral clock in the liver, but also the master clock in the brain.</a> Chronobiology International. 34 (1), 17-36 (2017).</li>
<li>Xie, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+food+intake+patterns+do+not+synchronize+peripheral+clocks%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Natural food intake patterns do not synchronize peripheral clocks.</a> BMC Biology. 18 (160), 1-11 (2020).</li>
<li>Swamy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+disruption+of+food+availability+significantly+reduces+reproductive+success+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hormones+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Circadian disruption of food availability significantly reduces reproductive success in mice.</a> Hormones and Behavior. 105, 177-184 (2018).</li>
<li>Xin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocol+for+setup+and+circadian+analysis+of+inverted+feeding+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protocols%22%5BJournal%5D)">Protocol for setup and circadian analysis of inverted feeding in mice.</a> STAR Protocols. 2 (3), 100701(2021).</li>
</ol>

Wszyscy autorzy deklarują, że nie występują w konflikcie interesów.

W ciągu ostatnich kilku dekad przeprowadzono szeroko zakrojone badania nad manipulacją rytmami karmienia i ich wpływem na fizjologię. Opisana tutaj konstrukcja i wykorzystanie systemu żywienia może być wykorzystana jako skuteczna metoda manipulowania pobieraniem pokarmu. Protokół wykorzystuje wspólny 24-godzinny timer i kubek na żywność zaprojektowany jako ośmiokomorowy organizer jako kluczowe elementy systemu. Koszyki można z łatwością zbudować przy użyciu zaledwie kilku łatwo dostępnych narzędzi, a obsługa systemu jest przyjazna dla użytkownika. Niektóre z kluczowych aspektów protokołu dostosowania systemu do manipulowania rytmicznym przyjmowaniem pokarmu obejmują codzienną zmianę kubków z jedzeniem od momentu przekręcenia zegara w ciągu 24 godzin, ręczne liczenie lub ważenie pozostałego pokarmu oraz codzienną regulację liczby granulek do karmienia AR. Zazwyczaj plastikowe wióry są widoczne, gdy myszy są głodne i nie otrzymują odpowiedniego pożywienia. Ten problem można rozwiązać, dodając kilka dodatkowych granulek żywności, przestrzegając schematu karmienia, aż nie będzie widać żadnych plastikowych wiórów. W przypadku żywienia AR, w którym należy dostosować codzienny pokarm, należy uważać, aby nie indukować rytmu przyjmowania pokarmu (ryc. 3B). Dlatego lepiej jest dodawać lub odejmować granulki w przeciwległych przedziałach, aby myszy były karmione arytmicznie.
System ten można dodatkowo ulepszyć, pokrywając kubki na żywność warstwą żywicy epoksydowej, aby zapobiec gryzieniu plastiku przez myszy, a tym samym przedłużyć żywotność kubków na żywność. Powierzchnię timera do umieszczania kubka na żywność można również zmodyfikować, aby kubek na żywność był płasko i stabilnie osadzony na zegarze. Może to zapobiec przypadkowemu zatrzymaniu timera spowodowanemu nierównomiernie umieszczonym timerem. Niektóre elementy klatki, takie jak kubki na żywność, można również wydrukować w 3D w celu obniżenia kosztów i dostosować do upodobań badacza. Może to obejmować kubki na żywność z więcej niż ośmioma przegródkami, co może zapewnić lepszą rozdzielczość czasową niż obecne okno 3 godziny.
Chociaż system ten jest bardzo wydajny, ma pewne ograniczenia, takie jak pracochłonność, ponieważ badacz nadal musi zmieniać kubki z jedzeniem co 24 godziny i wymaga od niego ręcznego liczenia/ważenia pozostałej żywności. Ponadto zegary muszą być od czasu do czasu monitorowane w celu zidentyfikowania potencjalnych problemów i/lub tego, czy przestały działać. Można to osiągnąć, licząc granulki pokarmu pozostałe po karmieniu (np. poprzez określenie, czy niektóre myszy jadły pokarm tylko w kilku komorach, a niektóre komory pozostawiały nietknięte). Innym ograniczeniem tego systemu jest to, że może on nie działać tak dobrze z samicami myszy, ponieważ kilka eksperymentów przeprowadzonych na samicach wykazało, że mają one tendencję do gromadzenia pożywienia i żucia plastiku bardziej niż samce myszy.
Niemniej jednak ten system żywienia jest bardzo skuteczny w manipulowaniu pobieraniem pokarmu, jest łatwy w budowie, obsłudze, utrzymaniu i jest niedrogi w porównaniu z drogimi automatycznymi podajnikami dostępnymi na rynku. Można go łatwo dostosować i zmodyfikować w celu dostosowania do wymagań badacza i nie wymaga specjalnego szkolenia do obsługi systemu. Co ważne, timery wytwarzają tylko niewielką ilość stałego białego szumu, co uniemożliwia myszom kojarzenie jakichkolwiek dźwięków z dostępnością pożywienia.
Podsumowując, w artykule opisano innowacyjny system żywienia, który może być stosowany do monitorowania dziennego spożycia pokarmu u myszy i może być dostosowany do karmienia myszy według różnych paradygmatów, takich jak karmienie ograniczone czasowo, karmienie arytmiczne i karmienie na diecie wysokotłuszczowej. System ten uzupełnia listę narzędzi, które można wykorzystać do odpowiedzi na ważne pytania w dziedzinie rytmicznego przyjmowania pokarmów i jego wpływu na fizjologię.

Zegar okołodobowy występuje powszechnie u różnych gatunków i dostarcza mechanizmu odmierzającego czas, który pomaga organizmom dostosować się do ich rytmicznie zmieniającego się środowiska. Główny rozrusznik okołodobowy znajduje się w jądrze nadskrzyżowaniowym (SCN) podwzgórza. SCN jest przede wszystkim porywany przez środowiskowy cykl światło-ciemność i synchronizuje zegary peryferyjne obecne w prawie każdej komórce ciała za pomocą wielu wskazówek, w tym sygnałów neuronalnych i hormonalnych, karmienia i temperatury ciała1,2,3,4,5,6,7,8. U ssaków molekularny zegar okołodobowy opiera się na heterodimerycznym czynniku transkrypcyjnym CLOCK: BMAL19,10, który kontroluje ekspresję genów zegara rdzeniowego o nazwach Period (Per1, Per2 i Per3) i Cryptochrome (Cry1 i Cry2) w celu zainicjowania transkrypcyjnej pętli sprzężenia zwrotnego, która ma kluczowe znaczenie dla generowania rytmów okołodobowych9,11,12. Zegar molekularny reguluje również rytmiczną transkrypcję tysięcy genów, które kontrolują rytmiczność praktycznie każdej funkcji biologicznej13,14,15. Ponad 50% genomu u ssaków ulega rytmicznej ekspresji w co najmniej jednym typie tkanki16,17,18, a tkanki takie jak wątroba u myszy mają około 25%-30% transkryptomu wyrażonego rytmicznie18,19. Rytmiczna ekspresja genów ma kluczowe znaczenie dla aktywacji ważnych procesów biologicznych, takich jak kontrola cyklu komórkowego20, homeostaza glukozy21 i metabolizm aminokwasów22 o odpowiedniej porze dnia w celu zwiększenia sprawności organizmu.
W ciągu ostatnich kilku dekad pojawiło się coraz więcej dowodów sugerujących, że przyjmowanie pokarmu może działać jako silna wskazówka synchronizująca do utrwalania rytmów ekspresji genów w wielu tkankach, w tym w wątrobie23,24. Co ważne, wykazano, że karmienie porywa rytmy w wątrobie niezależnie od SCN lub cyklu światło-ciemność25, a rytmiczne karmienie może napędzać rytmiczną ekspresję genów bez angażowania zegara molekularnego26,27,28,29,30,31. Karmienie ograniczone do okresu nieaktywności myszy (w ciągu dnia) odwraca fazę ekspresji genów zegara rdzeniowego i wielu genów rytmicznych31. Wykazano, że żywienie ograniczone czasowo (TRF), które jest interwencją żywieniową, w której dzienne spożycie kalorii jest ograniczone do okresu 8-10 godzin, chroni przed otyłością, hiperinsulinemią, stłuszczeniem wątroby i zespołem metabolicznym32,33. Wszystkie powyższe eksperymenty polegające na manipulacji przyjmowaniem pokarmu wymagają od eksperymentatora wykorzystania skutecznych metod dostarczania pokarmu o odpowiedniej porze dnia.
Opracowano różne metody dostarczania żywności, które mają kilka zalet i wad29,34,35,36,37,38,39 (Tabela 1). Niektóre automatyczne karmniki zostały zaprojektowane do działania w oparciu o oprogramowanie, które kontroluje ilość, czas trwania i czas dostępności pokarmu, jednocześnie rejestrując karmienie i dobrowolną aktywność biegania na kółkach u myszy34. Kilka innych metod polega na umieszczeniu myszy w różnych klatkach dla różnych warunków karmienia, przy czym eksperymentator ręcznie dodaje granulki pokarmu w wymaganym czasie38,39. Inny system wykorzystuje zautomatyzowany system podajnika sterowany przez komputer, w którym pneumatycznie napędzana osłona uniemożliwia dostęp do żywności i która może być kontrolowana przez odstępy czasowe lub masę żywności35. Wszystkie te metody albo wymagają użycia i konfiguracji skomputeryzowanego oprogramowania, które może być drogie i wymagać pewnego szkolenia w zakresie prawidłowego działania instrumentu, albo są pracochłonne, ponieważ eksperymentator musi być obecny w określonych godzinach, aby ręcznie zmienić warunki karmienia. Systemy komputerowe również mają swój udział w problemach, w tym nieprawidłowe działanie dźwigni lub drzwi, które wypuszczają żywność, granulki żywności utknęły w gniazdkach i awaria oprogramowania. Co więcej, dźwięk, który może być wytwarzany podczas otwierania drzwi lub dźwigni, stwarza ryzyko uwarunkowania myszy do kojarzenia ich z dostarczaniem jedzenia, utrudniając w ten sposób interpretację skutków manipulacji jedzeniem jako spowodowanych wyłącznie dostępem do pożywienia lub wpływem na inne rytmy behawioralne, takie jak cykl snu / czuwania. Ogólnym celem tego badania było opracowanie niedrogiego i wydajnego systemu manipulowania długoterminowym rytmicznym przyjmowaniem pokarmu, który pomógłby złagodzić wiele z tych wyżej wymienionych problemów. Po pierwsze i najważniejsze, urządzenie podające, które zostało opracowane i opisane poniżej, może być zbudowane przy bardzo minimalnych kosztach w porównaniu z maszynami zautomatyzowanymi (tabela 2) i nie wymaga zaawansowanego szkolenia w zakresie obsługi, obsługi i konserwacji. Po drugie, system karmienia wytwarza tylko biały szum w tle i nie słychać głośnych dźwięków podczas dostarczania pokarmu, zapobiegając w ten sposób warunkowaniu Pawłowa. Ogólnie rzecz biorąc, ten system żywienia jest ekonomiczny, bardziej dostępny i niezawodny dla badaczy, a jednocześnie skuteczny w manipulowaniu rytmicznym przyjmowaniem pokarmu.

<table><tbody><tr><td>#6 x 0,75 cala śruba z blachy ze stali nierdzewnej z stożkowym Phillips (50 sztuk)</td><td>Everbilt</td><td>#800172</td><td></td></tr><tr><td>#8 x 1,5 cala śruba z blachy ocynkowanej Phillips z stożkowym (100 sztuk)</td><td>Everbilt&nbsp;</td><td>#801622</td><td></td></tr><tr><td>0,25 cala szary arkusz PVC (24 cale x 48 cali)</td><td>USPlastic</td><td>#45088</td><td></td></tr><tr><td>4-calowa rura PVC (10 stóp)</td><td>Home Depot</td><td>#531103</td><td></td></tr><tr><td>45 mg bezpyłowe precyzyjne pelety</td><td>Bio-Serv</td><td>#F0165</td><td></td></tr><tr><td>6 ft. Przedłużacz</td><td>HDX</td><td>HD#145-017</td><td></td></tr><tr><td>Pojemnik na żywność (ośmiokomorowy organizer na biżuterię)&nbsp;</td><td>JewelrySupply</td><td>#PB8301</td><td></td></tr><tr><td>Indoor Basic Timer</td><td>General Electric</td> <td># 15119</td><td></td></tr><tr><td>Oatey 4-calowa nasadka testowa do rur ABS z nokautem</td><td>Home Depot</td><td>#39103D</td><td></td></tr><tr><td>Dieta dla gryzoni z 45 kcal% tłuszczu (z czerwonym barwnikiem)</td><td>Diety badawcze</td><td>#D12451</td><td></td></tr></tbody></table>

manipulacja rytmicznym przyjmowaniem pokarmu u myszy za pomocą niestandardowego systemu żywienia

Manipulation of Rhythmic Food Intake in Mice Using a Custom-Made Feeding System

Rytmiczna ekspresja genów jest cechą charakterystyczną rytmu okołodobowego i jest niezbędna do napędzania rytmiczności funkcji biologicznych o odpowiedniej porze dnia. Badania przeprowadzone w ciągu ostatnich kilku dekad wykazały, że rytmiczne przyjmowanie pokarmu (tj. czas, w którym organizmy spożywają pokarm w ciągu 24 godzin na dobę) znacząco przyczynia się do rytmicznej regulacji ekspresji genów w różnych narządach i tkankach w całym ciele. Wpływ rytmicznego przyjmowania pokarmów na zdrowie i fizjologię jest od tego czasu szeroko badany i ujawnił, że ograniczenie spożycia pokarmu przez 8 godzin w fazie aktywnej łagodzi choroby metaboliczne wynikające z różnych diet otyłych. Badania te często wymagają stosowania kontrolowanych metod określania czasu dostarczania pokarmu zwierzętom. Manuskrypt ten opisuje projekt i zastosowanie taniego i wydajnego systemu, zbudowanego we własnym zakresie do pomiaru dziennego spożycia pokarmu, a także manipulowania rytmicznym przyjmowaniem pokarmu przez myszy. System ten zakłada wykorzystanie przystępnych cenowo surowców do budowy klatek przystosowanych do dostarczania żywności, zgodnie z przyjazną dla użytkownika procedurą obsługi. System ten może być skutecznie stosowany do karmienia myszy różnymi schematami żywienia, takimi jak ad libitum, harmonogramy ograniczone czasowo lub arytmiczne, a także może obejmować dietę wysokotłuszczową w celu zbadania jej wpływu na zachowanie, fizjologię i otyłość. Przedstawiono opis, w jaki sposób myszy typu dzikiego (WT) przystosowują się do różnych schematów żywienia.

Opisany powyżej system karmienia może być wykorzystywany do długoterminowej manipulacji rytmicznym pobieraniem pokarmu u myszy. System ten w zasadzie udostępnia myszy nowy przedział z pokarmem co 3 h, co pozwala badaczowi na specyficzne manipulowanie pokarmem w każdym przedziale. Jednym z zastosowań była analiza profilu pobierania pokarmu w okresie 24 h. Dane wskazują, że myszy WT karmione standardową karmą ad libitum zjadają około 75% pokarmu w nocy (Rycina 2A). Co więcej, większość pokarmu zjadanego w ciągu dnia jest spożywana w ciągu 3 h przed wygaszeniem światła.
Myszy karmione dietą wysokotłuszczową (HFD) ad libitum spożyły więcej pokarmu w ciągu pierwszych 2 dni ekspozycji, prawdopodobnie ze względu na nowość diety HFD (Rycina 2A). Po 2 dniach spożycie HFD pozostało rytmiczne, jednak z mniejszą amplitudą w porównaniu do karmienia standardową paszą ad libitum. Podczas gdy zarówno samce, jak i samice myszy WT karmione były dietą HFD, stwierdzono, że samice gromadziły dużą ilość pokarmu na pokrywie urządzenia do karmienia oraz w klatce, podczas gdy u samców nie zaobserwowano wyraźnego gromadzenia pokarmu. Jak wspomniano powyżej, gromadzenie pokarmu może prowadzić do błędnego obliczenia spożycia i skutkować błędną interpretacją danych. Dodatkowo samice myszy częściej gryzły plastikowe krawędzie miseczek z pokarmem, zwłaszcza w przedziałach nocnych. Samce myszy wykazały znaczący przyrost masy ciała po 1 tygodniu karmienia ad libitum standardową paszą oraz po 1 tygodniu diety HFD (Rycina 2E). Podobną tendencję zaobserwowano u samic, jednak nie osiągnięto istotnych wartości p, prawdopodobnie częściowo ze względu na mniejszą liczbę samic w porównaniu do samców.
Myszy wprowadzone na dietę NR spożywają całkowitą dzienną liczbę kalor wyłącznie w nocy, bez znaczącego spadku spożycia kalor w ciągu pierwszych 3-5 tygodni (Rysunek 3A). Dłuższa ekspozycja na schemat NR obniża średnie dzienne spożycie kalor o 10%-15% w porównaniu do myszy karmionych ad libitum, co opisano w innym opracowaniu34. Myszy wprowadzone na dietę AR spożywały całkowitą dzienną liczbę kalor w równych ilościach w ciągu dnia, co doprowadziło do drastycznego stłumienia dobowego rytmu przyjmowania pokarmu (Rysunek 3B). Podobnie jak w przypadku schematu karmienia NR, średnie dzienne spożycie kalor nie jest zmienione przez schemat karmienia AR w ciągu pierwszych 3-5 tygodni ekspozycji, lecz spada przy dłuższym czasie trwania. Myszy wykazały przyrost masy ciała po zastosowaniu schematów NR (Rysunek 3C) oraz AR (Rysunek 3C).
<img alt="Schemat układu doświadczalnego do badania węchu u gryzoni z zmodyfikowanym filtrem powietrza i systemem czasowym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64624/64624fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Projekt i konstrukcja systemu aparatu do karmienia. (A) Wymiary podstawy z PVC dla systemu karmienia oraz opis miejsc, w których należy wywiercić otwory do zamocowania timera. (B) Timer 24-godzinny przed i po modyfikacji przewodów oraz nawierceniu otworów pod śruby do umieszczenia pojemnika z pokarmem. (C) Zmontowana szara podstawa i timer wraz z rurą PVC o średnicy 4 cali. (D) Ośmioelementowy pojemnik z pokarmem po przycięciu krawędzi zewnętrznych. (E) Końcowy układ klatek z pojemnikiem z pokarmem przykrytym nakrętką o średnicy 4 cali w taki sposób, aby w danej chwili dostępna była tylko jedna przegródka. (F) Transport wielu pojemników z pokarmem podczas eksperymentu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/64624fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Porównanie zachowań żywieniowych myszy na normalnej i wysokotłuszczowej diecie; wykresy, wyniki analizy danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64624/64624fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Profile żywieniowe przy różnych reżimach dietetycznych. (A) Profil żywieniowy samców myszy WT karmionych ad libitum standardową karmą (NC) przez 7 dni oraz dietą wysokotłuszczową (HFD) przez kolejne 7 dni. Kolorowe linie reprezentują indywidualne profile myszy (n = 7), a linia czarna wskazuje średnią ± SEM dla siedmiu myszy. (B) Dieta wysokotłuszczowa przed i po pokrojeniu. (C) Średnia dobowa konsumpcji pokarmu co 3 h ± SEM (n = 7). Średnią obliczono z ostatnich 5 dni harmonogramu żywienia NC lub HFD. (D) Średnia (lewo) i procent (prawo) spożycia pokarmu w ciągu dnia i nocy dla myszy karmionych NC lub HFD. Wartości reprezentują średnią z siedmiu myszy ± SEM i zostały obliczone na podstawie danych o spożyciu pokarmu z ostatnich 5 dni harmonogramów żywienia NC lub HFD. * p &lt; 0,05 pomiędzy dwiema grupami (test t dla prób zależnych). (E) Średnia masa ciała myszy użytych w eksperymencie po 1 tygodniu NC i 1 tygodniu HFD. Dane dla samców (lewo) i samic (prawo) przedstawiono z * p &lt; 0,05 pomiędzy dwiema grupami (test t dla prób zależnych). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/64624fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres wzorców karmienia; ad libitum, przejście na karmienie nocne i arytmiczne; wykres masy ciała." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64624/64624fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Manipulacja dziennym rytmem pobierania pokarmu. (A) Profil karmienia samców myszy WT karmionych standardową karmą ad libitum przez 2 dni, przejście na reżim karmienia ograniczonego do nocy (NR) przez 3 dni i utrzymywanie karmienia NR przez 8 nocy. Kolorowe linie reprezentują profile poszczególnych myszy (n = 18), a linia czarna wskazuje średnią ± SEM dla 18 myszy. Szary gwiazdka oznacza awarię timera dla danej myszy w tym konkretnym dniu, w którym timer przestał działać. (B) Profil karmienia samców myszy WT karmionych standardową karmą ad libitum przez 2 dni, przejście na arytmiczny (AR) reżim karmienia przez 1 dzień i utrzymywanie karmienia AR przez 8 nocy. Kolorowe linie reprezentują profile poszczególnych myszy (n = 18), a linia czarna wskazuje średnią ± SEM dla 18 myszy. (C) Średnia masa ciała myszy wykorzystanych w eksperymencie po 2 tygodniach stosowania diet NR i AR. Dane przedstawiono z * p &lt; 0.05 pomiędzy dwiema grupami (sparowany test t). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/64624fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Tabela 1: Zalety i wady istniejących systemów karmienia. Tabela przedstawiająca różne systemy karmienia stosowane do manipulacji spożyciem pokarmu, wraz z krótkim opisem zalet i wad każdego z systemów. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/Table1_JoVE_Sahasrabudhe%20et%20al_R1_RE.xlsx" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
Tabela 2: Koszt materiałów niezbędnych do zbudowania systemu karmienia. Tabela zawierająca koszty elementów wymaganych do konstrukcji systemu karmienia opisanego w niniejszej pracy wraz z szacunkowym kosztem budowy w przeliczeniu na jedną klatkę. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64624/Table2_JoVE_Sahasrabudhe%20et%20al_RE.xls" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>

Ograniczenie czasu przyjmowania pokarmu okazało się obiecującą interwencją mającą na celu złagodzenie chorób metabolicznych wywołanych przez dietę. Manuskrypt ten szczegółowo opisuje budowę i zastosowanie zbudowanego we własnym zakresie wydajnego systemu do pomiaru i manipulowania rytmicznym przyjmowaniem pokarmu przez myszy.

Manipulacja rytmicznym przyjmowaniem pokarmu u myszy za pomocą niestandardowego systemu żywienia

Rhythmic gene expression is a hallmark of the circadian rhythm and is essential for driving the rhythmicity of biological functions at the appropriate ...

Ograniczenie czasu przyjmowania pokarmu okazało się obiecującą interwencją mającą na celu złagodzenie chorób metabolicznych wywołanych dietą. Protokół ten szczegółowo opisuje konstrukcję i wykorzystanie wydajnego systemu, zbudowanego we własnym zakresie, do pomiaru i manipulowania rytmicznym pobieraniem pokarmu przez myszy. Główną zaletą systemu jest to, że jest to tani i wydajny system, który można zbudować przy użyciu niedrogich materiałów, a jednocześnie jest przyjazny dla użytkownika.System ten może być używany do karmienia myszy według różnych schematów żywienia, takich jak ad libitum, harmonogramy ograniczone czasowo lub arytmiczne, a także może obejmować dietę wysokotłuszczową w celu zbadania ich wpływu na fizjologię. Aby rozpocząć, zaopatrz się w cztery kawałki arkuszy PVC o grubości 0,25 cala. Wytnij i przyklej cztery kawałki PVC, aby uzyskać podstawę.Następnie otwórz timer, aby wyjąć wtyczkę i nawiąż połączenie za pomocą standardowego przedłużacza lub przewodu elektrycznego. Umieść timer na podstawie z PVC, aby wyrównać go z wywierconymi w nim otworami i przymocuj za pomocą 1.5 cala. Wywierć cztery otwory na górze timera i przykręć 0.75 cala, aby przytrzymać ośmiokomorowy pojemnik na żywność.Użyj klatki dla myszy o szerokości większej niż 4.5 cala i wytnij 4.5-calowy otwór na dnie klatki za pomocą otwornicy. Następnie zrób dozownik żywności za pomocą czterocalowego, ośmiokomorowego organizera na biżuterię. Przytnij krawędź pojemnika tak, aby ładnie pasowała do rury.Użyj czterocalowej zaślepki rury PVC i wytnij otwór odpowiadający rozmiarowi pojedynczej komory dozownika, aby utworzyć otwór, który odsłania tylko jedną z ośmiu komór na raz. Po ustawieniu wszystkich klatek ostateczna konfiguracja jest gotowa. Aby ułatwić transport, weź trzy kawałki rury PVC o średnicy 0,25 cala, wywierć otwór o średnicy 0,625 cala pośrodku dwóch kawałków i sklej je ze sobą.Następnie przeprowadź przez nie rurę PVC o średnicy 0,625 cala. Kubki na żywność można następnie układać w stosy na tym zestawie. Oceń timery przed wprowadzeniem myszy, podłączając zestaw do gniazdek elektrycznych.Umieść kawałek gniazda w jednej komorze w zarejestrowanym czasie i monitoruj pozycję gniazda sześć godzin później, aby upewnić się, że zegar obraca się szybko. Przenieś mysz do pokoju eksperymentalnego i zaaklimatyzuj je do zestawu cykli światło-ciemność, jak opisano w manuskrypcie. Zapisz wagę myszy przed umieszczeniem jej indywidualnie w klatkach karmnika i upewnij się, że mysz ma ad libitum dostęp do wody, ściółki i gniazd.Dodaj 1.5 grama jedzenia do wszystkich ośmiu przegródek kubka do karmienia i umieść kubek do karmienia na timerze. Następnie załóż pokrywkę na kubek karmnika tak, aby odsłonięta była tylko jedna komora. Cztery przedziały reprezentują punkty dzienne, a pozostałe cztery reprezentują punkty nocne.Zmieniaj karmę codziennie o tej samej porze i policz liczbę granulek pozostałych w każdej komorze, aby obliczyć ilość spożytego pokarmu. Monitoruj profil żywieniowy przez tydzień, aby uzyskać wyjściowy profil żywieniowy myszy karmionych ad libitum i dla diety ograniczonej nocą. Po trzech do siedmiu dniach diety ad libitum umieść mysz na diecie przejściowej, stopniowo zmniejszając liczbę granulek w przedziałach dziennych.Monitoruj spożycie pokarmu przez dwa tygodnie po tym, jak mysz przystosuje się do schematu ograniczonego nocą. W tym okresie dostosuj ilość jedzenia podawanego każdej myszy, aby lepiej odpowiadała jej całkowitemu spożyciu pokarmu. Zważ mysz pod koniec dwóch tygodni, aby monitorować wszelkie zmiany masy ciała spowodowane schematem karmienia.Po tygodniu diety ad libitum oblicz średnie dzienne spożycie pokarmu i ilość pokarmu, która ma być dostarczana w każdym przedziale, zgodnie z opisem w manuskrypcie. Osiągnij arytmiczne karmienie, upewniając się, że myszy otrzymują równą ilość pokarmu we wszystkich ośmiu przedziałach w ciągu dnia. Następnie umieść myszy na diecie przejściowej, stopniowo zmniejszając ilość pokarmu podawanego na przedział, przez trzy do pięciu dni, aby znieść jakikolwiek rytm przyjmowania pokarmu.Podczas diety arytmicznej codziennie dostosowuj pokarm, aby upewnić się, że myszy zostawiają tylko kilka granulek i otrzymują odpowiednią ilość pokarmu. Dokonaj poprawek zgodnie z opisem w manuskrypcie. Aby monitorować wszelkie zmiany masy ciała spowodowane schematem karmienia, zważ mysz pod koniec dwóch tygodni.Profil żywieniowy wskazuje, że myszy typu dzikiego karmione normalną karmą ad libitum zjadają około 75% swojego pożywienia w nocy. Myszy karmione dietą wysokotłuszczową ad libitum jadły więcej pokarmu w ciągu pierwszych dwóch dni ekspozycji, prawdopodobnie z powodu nowości diety wysokotłuszczowej. Średnie dzienne spożycie pokarmu co trzy godziny.Średnia i procent spożycia pokarmu w ciągu dnia i nocy dla myszy karmionych normalną karmą lub dietą wysokotłuszczową były porównywalne. Samce myszy wykazały znaczny przyrost masy ciała po tygodniu normalnej diety ad libitum i diety wysokotłuszczowej. Myszy, które przeszły na dietę ograniczoną nocą, spożywały całkowitą dzienną ilość kalorii tylko w nocy, bez znacznego zmniejszania spożycia kalorii przez pierwsze trzy do pięciu tygodni.Myszy, które przeszły na dietę arytmiczną, spożywały całkowitą dzienną ilość kalorii w równych ilościach w ciągu dnia, dramatycznie tłumiąc ich dzienny rytm przyjmowania pokarmu. Myszy wykazywały przyrost masy ciała po nocnym i arytmicznym reżimie karmienia. Najważniejszą rzeczą, o której należy pamiętać podczas korzystania z tego systemu karmienia, jest upewnienie się, że timery działają prawidłowo przez cały czas trwania eksperymentu.Korzystając z tego systemu żywienia, naukowcy mogą dostosować dostarczanie żywności do swoich wymagań, co może ostatecznie pomóc im odpowiedzieć na pytania dotyczące wpływu różnych pór posiłków na zdrowie i chorobę.

manipulation-rhythmic-food-intake-mice-using-custom-made-feeding

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Niniejszy raport szczegółowo opisuje protokół wykorzystany do pomiaru efektów nagradzających wysokotłuszczowej diety u myszy z wykorzystaniem zadania warunkowania sprawczego o stosunku progresywnym.

Reagowanie w schemacie progresywnego stosunku wzmocnień dla smakołyków o wysokiej zawartości tłuszczów i cukrów u myszy

W pełni zautomatyzowany system do pomiaru fizjologicznie istotnych właściwości mechanizmów pośredniczących w lokalizacji przestrzennej, lokalizacji czasowej, czasie trwania, szacowaniu szybkości i prawdopodobieństwa, ocenie ryzyka, impulsywności oraz dokładności i precyzji pamięci, w celu oceny wpływu manipulacji genetycznych i farmakologicznych na podstawowe mechanizmy poznawcze u myszy.

Zautomatyzowane, ilościowe badania poznawczo-behawioralne myszy: do genetyki, farmakologii, poznania zwierząt i nauczania na studiach licencjackich

Celem tego protokołu jest przeprowadzenie testu behawioralnego, takiego jak zadanie zmiany nastawienia uwagi (AST), aby ocenić elastyczność poznawczą za pośrednictwem kory przedczołowej u myszy.

Zadanie zmiany zestawu uwagi: miara elastyczności poznawczej u myszy

Feeding Experimentation Device (FED) to urządzenie typu open source do pomiaru spożycia pokarmu u myszy.  FED może również synchronizować pomiary spożycia żywności z innymi technikami za pośrednictwem wyjścia cyfrowego w czasie rzeczywistym. Tutaj przedstawiamy samouczek krok po kroku dotyczący budowy, walidacji i użytkowania FED.

Feeding Experimentation Device (FED): Budowa i walidacja urządzenia typu open source do pomiaru spożycia pokarmu przez gryzonie

Ten protokół opisuje użycie bardzo smacznej diety stołówkowej w stylu zachodnim do modelowania przejadania się i otyłości u gryzoni. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy zarys selekcji, przygotowania i pomiaru żywności oraz wyjaśniamy czynniki metodologiczne, które pomagają w generowaniu solidnego i powtarzalnego fenotypu.

Smaczna dieta stołówkowa w stylu zachodnim jako niezawodna metoda modelowania otyłości wywołanej dietą u gryzoni

Prezentowany tutaj jest protokół do badania zachowań podobnych do depresji i anhedonów u szczurów. Łączy dwie dobrze znane metody behawioralne, preferencję sacharozy i testy hipofagii wywołanej nowością, z automatycznym systemem monitorowania spożycia żywności i płynów, aby pośrednio badać zachowanie gryzoni przy użyciu parametrów zastępczych.

Testy preferencji sacharozy i hipofagii wywołanej nowością u szczurów przy użyciu zautomatyzowanego systemu monitorowania spożycia pokarmu

Ogólnym celem tej procedury jest opisanie metody samodzielnego podawania leków, które mogą być używane w mysich modelach żywienia i otyłości.

Samodzielne podawanie leków w mysich modelach żywienia i otyłości

Ten artykuł szczegółowo opisuje projekt, montaż i protokół dla automatycznego systemu karmienia wraz z alternatywną modyfikacją pokrywy i klatki, która może być zaimplementowana na standardowych klatkach dla gryzoni z minimalnymi modyfikacjami dla eksperymentów optogenetycznych lub fotometrii światłowodowej na uwięzi. System żywienia oferuje ekonomiczne narzędzie do karmienia w czasie i/lub ograniczania kalorii.

System "zrób to sam" do planowego karmienia gryzoni laboratoryjnych w ich domowej klatce

Model objadania się został ustalony u myszy korzystających z przerywanego dostępu do M&amp;M's (bardzo smacznego pokarmu składającego się z tłuszczu i cukru). Myszy z przerywanym dostępem do tego wysokotłuszczowego i bogatego w cukier pokarmu wykazywały zachowania podobne do stresu, zwiększone spożycie kalorii i preferencję dla tego pokarmu w stosunku do standardowej karmy w porównaniu z myszami z ciągłym dostępem do pokarmu lub bez niego.

Model przerywanego napadowego spożycia u myszy

Przedstawiamy metodę wizualizacji kutykuli u żywych C. elegans z wykorzystaniem czerwonego fluorescencyjnego barwnika lipofilowego DiI (perchloran 1,1'-dioctadecylo-3,3,3',3'-tetrametyloindokarbocyjaniny), który jest powszechnie stosowany u C. elegans do wizualizacji neuronów eksponowanych na działanie czynników zewnętrznych. Dzięki temu zoptymalizowanemu protokołowi alae oraz pierścieniowe struktury kutykularne zostają zabarwione przez DiI i poddane obserwacji przy użyciu mikroskopu złożonego.

Wizualizacja struktur kutykularnych Caenorhabditis elegans z użyciem lipofilowego barwnika witalnego DiI

Poznaj metodę manipulacji rytmicznym przyjmowaniem pokarmu u myszy przy użyciu niestandardowego systemu żywienia. To tanie i przyjazne użytkownikowi narzędzie pozwala precyzyjnie kontrolować harmonogramy karmienia oraz badać wpływ czasu spożywania posiłków na zdrowie metaboliczne.

Manipulacja rytmicznym przyjmowaniem pokarmu u myszy za pomocą niestandardowego systemu żywienia

Przeglądaj więcej filmów