Name: Model zwierzęcy pulpitisu oparty na szczepie myszy wyhodowanych i jego analizie histologicznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-02-27T14:35:00.000+00:00
Duration: 5 min 6 s
Description: Poznaj standaryzowany model zapalenia miazgi zęba u myszy NMRI z analizą histologiczną. Ta metoda umożliwia ilościową ocenę postępu zapalenia w czasie do 72 godzin.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Badanie było samofinansowane. Autorzy dziękują panu Muhammadowi Adeelowi z Wydziału Histologii Dow University of Health Sciences w zakresie histologii.

Niniejsze badanie na zwierzętach zostało zaprojektowane zgodnie z wytycznymi ARRIVE. Instytucjonalna Komisja Przeglądowa ds. Badań i Etyki Zwierząt Dow University of Health Sciences zatwierdziła to badanie (pismo nr AR.IRB-06/DUHS/Approval/2016/05). W protokole uwzględniono łącznie 70 myszy NMRI. Zwierzęta pozyskano z Central Animal House Facility of Dow Institute for Advanced Biological and Animal Research. Wielkość próby w tym protokole oparto na poprzednim badaniu8.
1. Zwierzęta
UWAGA: Zwierzęta wybrane do badania ważyły 26-30 g i były utrzymywane w standardowych klatkach w następujących warunkach: temperatura ±21 °C, wilgotność względna ±55% oraz 12-godzinny cykl światła/ciemności, z nielimitowanym dostępem do filtrowanej wody i standardowej karmy (dieta chow). Regularnie monitorowano występowanie wszelkich oznak agresji, dyskomfortu lub podrażnienia. W przypadku wystąpienia bólu lub dyskomfortu stosowano diklofenak sodowy (200 µL podskórnie, 167-192&#160;mg/kg w zależności od masy ciała zwierzęcia wynoszącej 26–30 g). Przed rozpoczęciem jakichkolwiek eksperymentów zwierzęta poddano dwutygodniowej aklimatyzacji. Po dziesięć zwierząt utrzymywano w odpowiednio oznakowanych klatkach. W celu identyfikacji zwierzęcia na jego ogonie umieszczono marker.
<ol>
	<li>Podziel zwierzęta (n=70) losowo na dwie grupy: grupę A (n=35) i grupę B (n=35).</li>
	<li>W grupie A wywołaj zapalenie miazgi poprzez samą ekspozycję miazgi (patrz kroki od 4.1.1 do 4.1.9).</li>
	<li>W przypadku zwierząt z grupy B nanieś roztwór Zymosan na odsłoniętą miazgę (patrz kroki od 4.2.1 do 4.2.3).</li>
</ol>
2. Roztwór zymosanu
<ol>
	<li>Przygotować roztwór zymosanu zgodnie z wcześniej opisaną metodą, przedstawioną poniżej18.</li>
	<li>Użyć soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS), aby przygotować roztwór o stężeniu 1 mg/mL z 1 mL zymosanu.</li>
	<li>Autoklawować roztwór w temperaturze 121 °C przez 15 min.</li>
	<li>Pozostawić roztwór do ostygnięcia w temperaturze pokojowej przez 1 h.</li>
	<li>Wirować roztwór w temperaturze 4 °C przy 300 x g przez 10 min.</li>
	<li>Odlać nadosad i trzykrotnie przemyć osad poprzez ponowne wirowanie z użyciem lodowatego, sterylnego PBS.</li>
	<li>Przechowywać roztwór w temperaturze 4 °C do czasu użycia. 
	UWAGA: Roztwór należy zużyć w ciągu 30 dni, po czym można go zutylizować.</li>
</ol>
3. Klips do retrakcji żuchwy
<ol>
	<li>Do wykonania klipsa do retrakcji żuchwy należy użyć ortodontycznego drutu ze stali nierdzewnej o średnicy 0,7 mm.</li>
	<li>Należy odciąć drut o długości 100 mm i uformować w jego środkowej części pętlę o średnicy 5 mm.</li>
	<li>Oba ramiona drutu należy zagiąć pod kątem prostym, bez ostrych załamań, w odległości 5 mm od pętli, wykonując zgięcie o całkowitej długości 15 mm.</li>
	<li>W odległości 25 mm od zgięcia należy wykonać wcięcie i wygiąć pozostały koniec na zewnątrz. Jako pomoc posłuży Rysunek 1A.</li>
</ol>
4. Model zwierzęcy
<ol>
	<li>Grupa A (n = 35)
	<ol>
		<li>Zanieść zwierzęta poprzez doszpryniowy wtrysk 0,1 mL/20 g koktajlu Ketamina-Ksylazyna (87,5 mg/kg Ketaminy + 12,5 mg/kg Ksylazyny).</li>
		<li>Wszystkie procedury przeprowadzać przy użyciu stereomikroskopu z 10-krotnym powiększeniem i pochylonym długim ramieniem (Rysunek 1B). Ustawić pochylone ramię w taki sposób, aby uzyskać bezpośredni widok na odsłonięte zęby szczękowe zwierzęcia (Rysunek 1C).</li>
		<li>Ścisnąć zacisk i umieścić jego wyciętą część między siekaczami górnymi a dolnymi po obu stronach zacisku.</li>
		<li>Po zwolnieniu zacisku zabezpieczyć jego końce za pomocą taśmy klejącej (Rysunek 1C).</li>
		<li>Używając pęsety stomatologicznej, rozszerzyć policzki zwierzęcia ręką niedominującą (Rysunek 1D,E). 
		UWAGA: Należy unikać nadmiernego nacisku. Uraz spowodowany pęsetą może doprowadzić do śmiertelnego krwawienia i śmierci zwierzęcia.</li>
		<li>Pod 10-krotnym powiększeniem, używając okrągłego wiertła węglikowego #1/4 z wolnoobrotową końcówką typu E w elektrycznym mikrosilniku, wywiercić w centrum prawego pierwszego trzonowca górnego otwór o głębokości połowy jego wysokości, aby utworzyć jamę klasy 1. W tym momencie może być widoczny cień miazgi (Rysunek 1D,E).</li>
		<li>Wiertłem pracować delikatnie, z niską prędkością, wykonując ruchy zamiatające. Do kontroli prędkości obrotowej (RPM) używać silnika elektrycznego.</li>
		<li>Użyć endodontycznej igły K typu nr 15, aby odsłonić miazgę (Rysunek 2B). 
		UWAGA: Operowanie ręcznym instrumentem endodontycznym #15 musi być niezwykle delikatne, w przeciwnym razie dojdzie do perforacji w obrębie furkacji, co okaże się widoczne dopiero po przygotowaniu preparatów histologicznych. Średnica okrągłego wiertła węglikowego #1/4 wynosi 0,25 mm, a igły typu #15K 0,15 mm. Zatem rozmiar odsłonięcia miazgi będzie wynosił 0,15 mm (Rysunek 2C).</li>
		<li>Pozostawić odsłoniętą miazgę otwartą w celu indukowania zapalenia miazgi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Grupa B (n = 35)
	<ol>
		<li>Powtórzyć wszystkie kroki opisane w punkcie 4.1, z dodaniem następujących czynności.</li>
		<li>Używając mikropipety (0,2-2 µL), nanieść 0,2 µL wcześniej przygotowanego roztworu Zymosanu na odsłoniętą miazgę. 
		UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność podczas dozowania roztworu Zymosanu. Przypadkowe przedostanie się roztworu do jamy ustnej może spowodować śmierć zwierzęcia. Dlatego ząb należy owinąć gazą, aby nadmiar roztworu Zymosanu został przez nią wchłonięty (Rysunek 2D).</li>
		<li>Pozostawić miazgę po zabiegu otwartą w celu indukowania zapalenia miazgi za pomocą roztworu Zymosanu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Przygotowanie próbek
<ol>
	<li>Uśmierć pięć zwierząt z każdej grupy w 0, 6, 9, 12, 24, 48 i 72 h poprzez inhalację dwutlenku węgla19.</li>
	<li>Użyj komory do eutanazji o pojemności 7,25 L&#160;.</li>
	<li>Nie napełniaj wstępnie komory CO2.</li>
	<li>Umieść zwierzęta bezpośrednio w komorze.</li>
	<li>Podawaj 100% CO2 z szybkością napełniania od 30 do 70% objętości komory na minutę.</li>
	<li>Utrzymuj przepływ CO2 na poziomie 5 L/min.</li>
	<li>Podgrzej CO2 i pozostaw do wymieszania z powietrzem znajdującym się w komorze.</li>
	<li>Obserwuj zwierzęta pod kątem oznak utraty przytomności w ciągu 23 minut.</li>
	<li>Monitoruj zwierzęta aż do ustania oddychania i poszarzenia oczu.</li>
	<li>Utrzymuj przepływ CO2 przez co najmniej jedną minutę po ustaniu oddychania.</li>
	<li>Potwierdź śmierć zwierząt przed wyjęciem ich z komory. Upewnij się, że oddychanie ustało, a oczy są blade.</li>
	<li>Oddziel głowy zwierząt niezwłocznie po eutanazji.</li>
	<li>Jako kontrolę wykorzystaj nieleczony pierwszy trzon górny z lewej strony zwierzęcia uśmierconego w 0 h.</li>
	<li>Do przechowywania szczęk przez 2 dni użyj 10% buforowanej formaliny w odpowiednio oznakowanych stożkowych probówkach o pojemności 15 mL.</li>
</ol>
6. Histologia
<ol>
	<li>Odwapniać utrwalone żuchwy w 10% kwasie mrówkowym przez 3 dni. 
	UWAGA: Po trzecim dniu sprawdzić, czy żuchwa daje się przeciąć skalpelem. Jeśli nadal nie jest wystarczająco miękka, ponownie zanurzyć ją w 10% kwasie mrówkowym i sprawdzać codziennie, aż będzie można ją przeciąć skalpelem.</li>
	<li>Przeciąć żuchwę ostrzem nr 22. Wykonać cięcie równolegle do płaszczyzny okluzyjnej, wzdłuż płaszczyzny strzałkowej, prowadząc ostrze bezpośrednio po stronie podniebiennej guzków podniebiennych zębów trzonowych szczęki górnej (Rysunek 3A).</li>
	<li>Zaznaczyć powierzchnię okluzyjną wszystkich zębów tuszem chińskim. 
	UWAGA: Zaznaczenie to pomoże zidentyfikować powierzchnię okluzyjną podczas sekcjonowania (Rysunek 3B).</li>
	<li>Zatopić przeciętą żuchwę w parafinie w stalowej kasecie do zatapiania, kładąc ją płasko na dnie formy, tak aby powierzchnia cięcia była skierowana w stronę dna. 
	UWAGA: Zatopienie w ten sposób gwarantuje, że powierzchnia cięcia zostanie najpierw wprowadzona do mikrotomu, orientacja próbki będzie prawidłowa, a przekroje strzałkowe zostaną wykonane zgodnie z Rysunkiem 3E.</li>
	<li>Wyjąć kasetę z zatopioną żuchwą z formy i umieścić ją w mikrotomie.</li>
	<li>Wyciąć przekroje strzałkowe o grubości 3 µm i umieścić je na czystym, naładowanym szkiełku mikroskopowym (Rysunek 3C).</li>
	<li>Obserwować niebarwione preparaty pod mikroskopem świetlnym. 
	UWAGA: Kontynuować obserwację wyciętych przekrojów, aż na powierzchni okluzyjnej pojawi się jama zęba. Jeśli przekroje zostały prawidłowo wykonane wzdłuż płaszczyzny strzałkowej wzdłuż osi długiej pierwszego trzonowca szczęki górnej, widoczna będzie cała przestrzeń miazgi z jednym lub dwoma korzeniami oraz komorą miazgi (Rysunek 3E). Od tego momentu teoretycznie można wykonać 50 szkiełek z jednego przekroju, ponieważ wielkość ekspozycji wynosi 0.15 mm. (3 µm = 0.003 mm, 0.003 x 50 = 0.15)</li>
	<li>Wykonać standardowe etapy barwienia hematoksyliną i eozyną dla wybranych szkiełek, na których widoczny jest jeden lub dwa korzenie wraz z całą komorą miazgi.</li>
	<li>Obserwować zbarwione preparaty pod mikroskopem świetlnym.</li>
	<li>Wybrać pięć najlepszych szkiełek dla każdego odstępu czasu, które pozwolą na obserwację maksymalnej przestrzeni miazgi.</li>
</ol>
7. Analiza statystyczna
<ol>
	<li>Przeprowadzić analizę statystyczną przy użyciu standardowego oprogramowania statystycznego. 
	UWAGA: W przypadku ilościowej analizy histomorfologicznej preparaty obserwowane w każdym odstępie czasu oceniano zgodnie z wcześniej opublikowanym kryterium (Tabela 1)8. Do porównania wyników z różnych odstępów czasu zastosowano test H Kruskala-Wallisa z korektą Bonferroniego przy p=0,0018. Do porównania grup A i B zastosowano test U Manna-Whitneya przy p ≤ 0,05. Wszystkie porównania wykonano przy użyciu standardowego oprogramowania statystycznego.</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Obecny protokół po raz pierwszy w opisanej literaturze przedstawia opracowanie modelu urazu zębowego typu 3 (nieodwracalne zapalenie miążzki) u myszy NMRI. Opisuje również analizę histologiczną zapalenia miąższy wywołanego Zymosanem oraz zapewnia powtarzalną metodę przygotowania szkiełek histologicznych ze szczęk zwierzęcych.
Zgodnie z tym protokołem opracowano model urazu zębowego typu 3 u myszy NMRI. Wcześniejsze badania prowadzono na szczurach, królikach i psach...

Do badania pulpitis 1,2,3,4 wykorzystano różne modele zwierzęce. Wśród nich modele myszy oparte na C57BL/6 i BALB/c są wyłącznie opisane w badaniach pulpitis 5,6,7,8. Obie są inbredne i mają surowe wymagania hodowlane 7,9. Myszy NMRI stosowane w obecnym protokole to linia wyhodowana, oferująca wiele przewag nad liniami inbrednymi. Ma niskie koszty montażu i konserwacji. Wysoka rozrodczość, lepsza odporność i niska śmiertelność skutkują wcześniejszą i większą rotacją kolonii10. Dlatego jest to logistycznie i finansowo bardziej wykonalne11. Co więcej, nasze wyniki wskazują, że profil choroby zapalenia miazgi wywołany w tym modelu jest podobny do wcześniej zgłaszanych modeli na myszach inbrednych 5,6,8. Ponadto myszy NMRI mogą wytrzymać ekspozycję miążzu na działanie Zymosana nawet do 72 godzin, rozwijając obserwowalny profil chorobowy. Jest to realna alternatywa dla innych rodów sobnych do badania pulpitis12.
Zymosan jest ekstraktem ze ściany komórkowej Saccharomyces cerevisiae i składa się głównie z chityny, mannanów, mannoproteinów oraz ß-glukanów13. Zymosan i Candida albicans mają podobną strukturę ściany komórkowej i są wykrywane przez wrodzoną odporność gospodarza za pomocą lektyny typu C, receptora rozpoznawającego patogeny, Dectin-1,14. Dectin-1 jest głównie wyrażany przez komórki dendrytyczne i makrofagi. Wykrywa ß-glukany w patogenach grzybowych i wykorzystuje szlak Syk/CARD9 do tworzenia mediatorów zapalnych15. Dlatego Zymosan jest realną alternatywą do badania wpływu narażenia C. albicans na chorobę miazgi zamiast stosować organizm16. Potwierdzają to nasze wcześniej opublikowane wyniki, które pokazują wczesne wykrycie transkryptów Dectin-1 w miazgi wystawionej na Zymosan. Podobnie zaobserwowano makrofagi Dectin-1 ekspresyjne CD68+ve12.
Techniki histologiczne opisane w poprzednich publikacjach często są niewystarczające, by początkujący badacze mogli je z pewnością odtworzyć. W konsekwencji dochodzi do intensywnych prób i błędów, prowadzących do niepotrzebnych utrat zwierząt podczas optymalizacji procedur histologicznych. Obecny protokół standaryzuje technikę przygotowania preparatów i został z powodzeniem zastosowany również u szczurów17. Tutaj szczegółowo opisano wszystkie kluczowe etapy modelu pulpitis, w tym powtarzalną metodę cofania szczęki, wywołanie pulpitisu przez ekspozycję na miazgę, indukcję zapalenia miazgi za pomocą Zymosana oraz późniejszą analizę histologiczną.

<table><tbody><tr><td>Forma bazowa</td><td>Laboratoria Histo-liniowe, Włochy</td><td>R4166C2:D23</td><td>Do osadzenia próbki w parafinie</td></tr><tr><td>Nabój węglika #1/4</td><td>Środkowy Zachód, Wichita Falls, Teksas</td><td>389101</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop złożony Motic BA310</td><td>Motic Inc. Co. Ltd, Hongkong</td><td>https://moticmicroscopes.com/products/ba310e</td><td></td></tr><tr><td>Diklofenak sodu 25 mg/mL</td><td>Indus Pharma (DYCLO)</td><td>https://sahar.ph/product/dyclo-diclofenac-sodium-25-mg-ml-im-iv/</td><td>200&mikro; L podskórnie</td></tr><tr><td>Rękodzieło typu E typu wolnego biegu Rose201-M4</td><td>Bycie Foshan, Chiny</td><td>https://www.beingfoshan.com/en/h-pd-353.html</td><td></td></tr><tr><td>Osadzanie kaset&nbsp;</td><td>Laboratoria Histo-liniowe, Włochy</td><td>R4004</td><td></td></tr><tr><td>Komora Eutanazji</td><td>ConductScience, Illinois, USA</td><td>CS-EUTH2A</td><td>Pojemność 7,25 litra, dla myszy i szczurów [do 500g]</td></tr><tr><td>Rurki Falcon 15 ml</td><td>Gniazdo</td><td>188271</td><td></td></tr><tr><td>Formalina &nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany Zjednoczone</td><td>158127</td><td>buffered&nbsp;</td></tr><tr><td>Kwas mrówkowy &nbsp;</td><td>BDH Laboratory Supplies Poole, Anglia &nbsp;</td><td>28428</td><td>10%</td></tr><tr><td>Homogenizator&nbsp;</td><td>Omni Mixer Homogenizer, Omni International, Georgia USA</td><td>https://omni-inc.com/high-shear-lab-homogenizers/omni-th-0-2ml-100ml/omni-tissue-homogenizer-th</td><td></td></tr><tr><td>India Ink</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany Zjednoczone</td><td>198285</td><td></td></tr><tr><td>K typ numer 15 plik endodontyczny</td><td>Mani, Japonia</td><td>https://www.mani.co.jp/en/product/dental_01.html</td><td></td></tr><tr><td>Koktajl ketaminowo-ksylazynowy</td><td>Brookes Pharma Pvt Ltd / Mylab (Pvt.) Ltd.</td><td></td><td>87,5 mg/kg ketaminy + 12,5 mg/kg ksylazyny</td></tr><tr><td>Microtome HM 315 R</td><td>Microm, Niemcy</td><td>901100</td><td></td></tr><tr><td>Maraton mikromotorowy III</td><td>BT-Marathon, Saeyang Microtech Co., Ltd. Korea</td><td>https://www.saeyang.com/theme/basic/sub/product/view.php?it_id=1752202111</td><td>Używaj przy 1/3 maksymalnej prędkości</td></tr><tr><td>Mikropipeta 0,2-2 &; L&nbsp;</td><td>Gilson, Francja</td><td>https://www.gilson.com/default/ pipetman-p2-0-2-2-micro-l-metal -ejector.html?srsltid=AfmBOoobE 0iSWY_902ZHGZ7AoJ6wzN5PI 0H4V4vkxHQgK1mq7Wg2kkbS</td><td>0,2-2 & mikro; L&nbsp;</td></tr><tr><td>Fosforanem buforowana sól fizjologiczna&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany Zjednoczone</td><td>P4417</td><td></td></tr><tr><td>Pakiet statystyczny dla nauk społecznych</td><td>IBM, Armonk, Nowy Jork</td><td>SPSS dla Maca w wersji 23.0&nbsp; &nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Stereomikroskop BMK-3 LED</td><td>Meiji techno, Japonia</td><td>https://meijitechno.com/product/bmk-3-led-stereo-microscope/</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgiczne ostrze nr 22</td><td>Feather Surgical Blade, Feather Safety Razor Co Ltd., Osaka, Japonia</td><td>FB. 12</td><td></td></tr><tr><td>Zymosan A</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, Stany Zjednoczone</td><td>Nr katalogu Z4250</td><td>1 mg/mL z 1 mL Zymosan</td></tr></tbody></table>

model zwierzęcy pulpitisu oparty na szczepie myszy wyhodowanych i jego analizie histologicznej

An Animal Model of Pulpitis Based on an Outbred Mice Strain and Its Histological Analysis

Myszy Naval Medical Research Institute (NMRI) nie były wcześniej zgłaszane jako osoby tworzące model zapalenia miazgi zębów. W tym protokole przedstawiamy model zwierzęcy wykorzystujący myszy NMRI oraz przedstawiamy szczegółowe procedury histologiczne dla modelu pulpitis, aby zapewnić powtarzalność. Uwzględniliśmy 70 myszy NMRI losowo podzielonych na dwie grupy: Grupa A (n=35), w której pulpitis był wywołany wyłącznie przez ekspozycję na miąższę, oraz Grupa B (n=35), która otrzymała ekspozycję na miąższę, a następnie zastosowano Zymosan. Po odsłonięciu miazgi prawego trzonowca szczęki zwierzęta były ofiarowane w określonych odstępach czasowych (0, 6, 9, 12, 24, 48 i 72 godziny). Szczęka szczękowa została pobrana do histologii i ilościowej analizy histomorfologicznej. W analizie histologicznej zaobserwowano stopniowy wzrost stanu zapalnego zależny od czasu, w obu grupach. Oba modele zwierzęce umożliwiały badanie stanu zapalnego do 72 godzin. Technika przedstawiona w tym artykule jest powtarzalna i pomoże ujednolicić badania histologiczne zapalenia miozly.

W niniejszym protokole przedstawiamy szczegółową procedurę krok po kroku dla dwóch modeli zwierzęcych stanu zapalnego miazgi zębowej u myszy NMRI, wraz z odpowiadającymi im metodami histologicznymi. Użycie odpowiedniego sprzętu jest niezbędne dla powodzenia protokołu. W tym względzie kluczowym elementem wyposażenia jest stereomikroskop z długim ramieniem i nachyleniem 10x. Przygotowanie ubytku klasy 1 wykonano przy użyciu mikromotora elektrycznego przy prędkości wynoszącej około jednej trzeciej jego prędkości maksymalnej...

Przedstawiamy tutaj protokół tworzenia modelu pulpitis u myszy NMRI (Naval Medical Research Institute). Dodatkowo opisane są kroki dotyczące wykonania klipsa do wycofania szczęki oraz przygotowania preparatów do histologii ze szczęki zwierzęcia. Stosując standardowy protokół, można uniknąć różnic w metodologii i wynikach.

Model zwierzęcy pulpitisu oparty na szczepie myszy wyhodowanych i jego analizie histologicznej

The Naval Medical Research Institute (NMRI) mice have not been reported previously for creating a dental pulp inflammation model. In this protocol, we ...

Niniejsze badanie ustanawia mysz szczepu NMRI jako model do badania rozwoju i progresji zapalenia miazgi oraz leżących u jego podstaw mechanizmów. Dotychczasowe metody nie zawierają wystarczającej liczby szczegółów, co prowadzi do metody prób i błędów oraz niepotrzebnych strat zwierząt. Niniejszy protokół standaryzuje indukcję i analizę zapalenia miazgi.Na początek należy wziąć stalowy drut ortodontyczny o długości 100 mm i średnicy 0,7 mm, a następnie uformować pętlę o rozmiarze 5 mm w jego centralnej części. Oba ramiona drutu należy zgiąć pod kątem prostym w odległości 5 mm od pętli, unikając gwałtownych zagięć. Odliczając 25 mm od każdego zgięcia kątnego, należy wykonać nacięcie, a wolne końce wygiąć na zewnątrz.W celu indukcji zapalenia miazgi, najpierw podziel odpowiednią liczbę myszy na grupy A i B. Po znieczuleniu myszy, ustaw stereomikroskop z długim ramieniem (powiększenie 10x), aby uzyskać bezpośredni widok odsłoniętych zębów szczękowych. Następnie ściśnij klips i umieść jego wcięty segment pomiędzy siekaczami górnymi a dolnymi po obu stronach. Zwolnij klips i zabezpiecz wolne końce taśmą klejącą. Po zamocowaniu klipsa, użyj pęsety stomatologicznej, aby rozszerzyć policzk

an-animal-model-pulpitis-based-on-an-outbred-mice-strain-its

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Mutageneza celowana całych plazmidów to prosty sposób na stworzenie nieco odmiennych wariantów oryginalnego plazmidu. W niniejszej pracy demonstrujemy łatwą i kosztowo efektywną metodę wprowadzania substytucji zasad w plazmidzie przy użyciu standardowych odczynników.

Własna metoda mutagenezy celowanej całych plazmidów

Opracowaliśmy model naprzemiennego odciążenia kończyn tylnych u myszy. Główną zaletą naszej metody odciążania kończyn tylnych z wykorzystaniem pierścienia ogonowego w stosunku do konwencjonalnej techniki trakcji ogona Morey-Holton jest prosta i bezpośrednia procedura, która minimalizuje stres u zwierzęcia.

Alternatywna metoda dla tradycyjnego modelu odciążenia kończyn tylnych według NASA u myszy

Glikoliza jest definiującym markerem metabolicznym w wielu systemach biologicznych. Monitorowanie glikolizy poprzez pomiar zewnątrzkomórkowego strumienia H+ jest powszechne, ale wymaga korekty, aby była ilościowa i jednoznaczna. W tym miejscu pokazujemy, jak zbierać i korygować dane dotyczące strumienia zewnątrzkomórkowego, aby odróżnić oddechowe i glikolityczne źródła zakwaszenia zewnątrzkomórkowego.

Pomiar i analiza produkcji kwasu zewnątrzkomórkowego w celu określenia szybkości glikolitycznej

Przedstawiamy protokół izolowania pęcherza słuchowego, torebki i kosteczek słuchowych od myszy po urodzeniu w celu przeprowadzenia całego wierzchowca i analizy histologicznej.

Rozwarstwienie pęcherza słuchowego u myszy po urodzeniu: izolacja kości ucha środkowego i analiza histologiczna

Wiele zabiegów i mutacji genetycznych wpływa na czas dojrzałości płciowej i płodności. Protokół ten opisuje nieinwazyjną metodę oceny początku dojrzewania u myszy i szczurów przed rozpoczęciem badania płodności u zwierząt dojrzałych płciowo.

Określenie kompetencji rozrodczych poprzez potwierdzenie początku dojrzewania i przeprowadzenie testu płodności u myszy i szczurów

Ubikwitylacja CENP-A jest ważnym wymogiem dla depozycji CENP-A w centromerze, dziedziczonym przez dimeryzację między podziałami komórkowymi i nieodzownym dla żywotności komórki. Tutaj opisujemy analizę spektrometrii mas w celu identyfikacji ubikwitylacji białka CENP-A (EYFP-CENP-A) znakowanego EYFP.

Analiza spektrometrii mas w celu identyfikacji ubikwitylacji CENP-A znakowanego EYFP (EYFP-CENP-A)

W tym badaniu, system żywienia dla nimfalnych i larwalnych stadiów kleszcza twardego został opracowany za pomocą kapsułki dołączonej do myszy laboratoryjnej. Kapsuła do karmienia jest wykonana z elastycznych materiałów i pozostaje mocno przymocowana do myszy przez co najmniej tydzień i umożliwia wygodne monitorowanie żerowania kleszczy.

Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych

Technika swobodnego pływania pozwala badaczom na wykonywanie barwień histologicznych, w tym immunohistochemii na stałych odcinkach tkanki, w celu wizualizacji struktur biologicznych, typu komórki oraz ekspresji i lokalizacji białek. Jest to wydajna i niezawodna technika histochemiczna, która może być przydatna do badania wielu tkanek, takich jak mózg, serce i wątroba.

Barwienia histologiczne z wykorzystaniem swobodnie unoszących się skrawków tkanek

Ten protokół opisuje prostą i minimalnie inwazyjną metodę przeszczepiania i obrazowania komórek NIT-1 u myszy z nieotyłym cukrzycą (NOD) z ciężkim niedoborem odporności, którym podano splenocyty oczyszczone z myszy NOD z spontaniczną cukrzycą.

Bioluminescencyjne monitorowanie przeżywalności przeszczepu w adoptywnym modelu transferowym cukrzycy autoimmunologicznej u myszy

Tutaj oferujemy praktyczną procedurę preparowania i przeprowadzania analiz histologicznych oraz analiz ekspresji genów mysiej brunatnej tkanki tłuszczowej nadobojczykowej.

Rozwarstwienie, przetwarzanie histologiczne i analiza ekspresji genów mysiej brunatnej tkanki tłuszczowej nadobojczykowej

Poznaj standaryzowany model zapalenia miazgi zęba u myszy NMRI z analizą histologiczną. Ta metoda umożliwia ilościową ocenę postępu zapalenia w czasie do 72 godzin.

Model zwierzęcy pulpitisu oparty na szczepie myszy wyhodowanych i jego analizie histologicznej

Przeglądaj więcej filmów