Summary
Мы описываем модели средней и тяжелой степени ишемии-реперфузии индуцированного повреждения почек, в которых мышам пройти односторонних почечной ножки зажима последующим одновременным или задержкой контралатеральной почки, соответственно. Эти модели неизменно приводят к дисфункции почек и после травмы фиброзом, но тяжесть травмы и выживание зависят от оборудования мыши фона, возраста и хирургическое.
Abstract
Ишемии-реперфузии индуцированной острой почечной (IR-AKI) широко используется в качестве модели AKI на мышах, но результаты зачастую весьма переменная с высокими, часто сообщается, что смертность, могут затруднить анализов. Двусторонние почечной ножки зажимной обычно используется, чтобы вызвать ИК-AKI, но разница между эффективной давления зажима и / или почечной ответ на ишемию между почки часто приводит к более различные результаты. Кроме того, сокращение времени зажима как известно, вызывают более изменчивы трубчатых травмы, и то время как мыши проходят двусторонние травмы с большим временем зажим разработке более последовательных трубчатых травмы, они часто умирают в течение первых 3 дней после травмы в связи с тяжелой почечной недостаточностью. Для улучшения после травмы выживания и получения более последовательными и предсказуемыми результатами, мы разработали две модели односторонних ишемии-реперфузии последующим контралатеральной почки. Обе операции выполняются с использованием спинной подход, снижение стресса в результате хирургического FROM вентральной лапаротомия, обычно используются для мыши IR-AKI операций. Для индукции средней тяжести BALB / с мышами пройти одностороннего пережатия почечной ножки в течение 26 мин, а также проходят одновременные контралатеральной почки. Используя этот подход, 50-60% мышей развивается умеренными AKI 24 часа после травмы, но 90-100% мышей выжить. Чтобы вызвать более серьезные AKI, BALB / с мышами пройти почечной ножки зажима в течение 30 мин, после чего контралатеральной почки 8 дней после травмы. Это позволяет функциональной оценки почечной восстановления после травмы с 90-100% выживания. Ранние после травмы трубчатых повреждения, а также фиброз после травмы весьма последовательно с использованием этой модели.
Introduction
Различных экспериментальных моделях острого повреждения почек (AKI) были разработаны в соответствии с разнообразием и сложностью условий жизни человека (см. ссылку для недавней, всеобъемлющий обзор 1). Каждая из этих моделей имеет свои сильные и слабые стороны, и в то время как каждый имитирует соответствующие человеческих условиях с различной эффективностью, ни один не точно моделировать патофизиологии и их человеческие аналоги. Ишемия реперфузии (ИК)-индуцированной ОПН, было разработано в качестве модели острого ишемического повреждения почек у грызунов. В то время как тяжесть повреждение почечных канальцев видел в этой модели редко наблюдается у больных с почечной гипоперфузии травмы 2, несмотря на свою ограниченность и в значительной степени из-за относительно воспроизводимых характер этой модели, ее широкое использование оказывала и, как ожидается, будет продолжаться предоставить важную информацию о многих общих основных механизмов AKI, ремонт и терапии 3. ИК хирургии требует FAMiliarity с анатомией почки мыши, который мы иллюстрировали в упрощенном виде на рисунке 1. Почечная ишемии-реперфузии (ИК) травмы операция может быть выполнена через вентральный (лапаротомия) или спинного (забрюшинного) подходов. Мы используем подход спинной, так как это менее травматично, позволяя быстрее время восстановления и улучшение выживаемости (особенно при первом изучении процедуры). Почечная ИК травма может быть выполнена в одностороннем порядке или на двусторонней основе. Тем не менее, различие между эффективной давление зажима (что может привести посреднических perihilar жира между зажимными губками) и / или различий в ответах на почечную ишемию между сторонами приводит к более различные результаты. Хотя это не является непреодолимой проблемой, он может увеличить изменчивость между экспериментами, что является серьезной проблемой для этой модели. Односторонние ИК могут быть выполнены с противопоказаниями боковые почки. Это наш метод выбора, так как он снижает вариабельность зажима между ножек, и в то же времяllows одной оценить функцию почек, которая не влияет с односторонним ИК одиночку. Там была дискуссия о том, что является наиболее практичным по сравнению с оптимальным методом для оценки функции почек у мышей. Азот мочевины крови (АМК) позволяет определить функцию почек и является полезным "первый взгляд" маркером в некоторых моделях AKI, в том числе ИК травмы. Однако уровней азота мочевины может зависеть от объема состояние мышей, которые могут пострадать, особенно после травмы вентральной подход IR, когда задержки с восстановлением снижает пероральный прием жидкости в течение нескольких дней после операции. Креатинин сыворотки менее подвержены влиянию гидратации статус, но явно влияют мышечной массы. Одна из трудностей, с измерениями креатинина сыворотки были проблемы с обнаружением некреатининовых хромогенами в мышиной сыворотке использованием пикриновой кислоты на основе методов. В качестве альтернативы, ряд центров разработали ВЭЖХ на основе количественного метода определения креатинина мышь, которая не влияет на этот артефакт 4. Тем не менее, УНЛIKE АМК и креатинина пикриновой кислоты анализов, которые требуют только 5-10 мкл сыворотки, ВЭЖХ-анализов требуют ~ 25 мкл сыворотки на анализ, который, если оно проводится в двух экземплярах и потребует примерно 100 мкл цельной крови на анализ. Это может быть предельными для мыши исследований. Некоторые центры разработали более чувствительны ВЭЖХ и масс-спектрометрии на основе методов, которые позволяют анализ меньший объем пробы 5, 6. Тем не менее, эти технологии не являются широко доступными. Альтернативным, ферментативный анализ каскада (который требует лишь 5-10 мкл сыворотки) была оценена на мышах и крысах образцы сыворотки и показано тесно параллельно ВЭЖХ измерение сывороточного креатинина в то время как пикриновой кислоты анализов всегда переоценить креатинина 7. При этом анализе не используется широко в литературе AKI, анализ является коммерчески доступным, простым в использовании, и мы находим дает достоверных результатов с этой моделью ИК-индуцированной AKI у мышей.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
- Автоклав всех хирургических инструментов до операции. Заметим, что если один выполняет несколько операций на разных мышей, промыть инструменты после использования, а затем стерилизовать с помощью горячего шарика стерилизатора. Они не являются достаточными, чтобы отдохнуть в 70% этанола.
- Дайте 0,5 мл S / C стерильным физиологическим раствором до операции и сразу после операции, чтобы компенсировать потерю жидкости организма во время операции.
- Взвесьте мышей.
- Обезболить Ксилазин мыши, используя IP / Кетамин смеси. Обычно это занимает 3-5 мин для мышей, чтобы достичь хирургической анестезии плоскости.
- Бритье места хирургической операции достаточно приграничный район сохранить волосы от загрязнения разреза. Это должно быть выполнено в подготовительном районе, где операция выполняется.
- Применение глазной мази смазочное действие на глаза, чтобы предотвратить высыхание во время процедуры.
- Наведите ничком на нагретую поверхность покрыта абсорбирующей прокладки скамейку. Лента ноги к хирургическому поверхности.
- При использованииСистема водяной бане, установить тепла при 38 ° С за 1 час до операции.
- Асептические препарат использованием Бетадин раствор тампон палки: скраб от центра участка к периферии 3x, каждый раз последующей очистки с Nolvasan, чтобы удалить Бетадин. Все Бетадин должны быть удалены из операционного поля до разрез промывкой Nolvasan. Перед началом асептических перчатки процедура должна быть изменена, чтобы быть стерильными.
- Обложка операционного поля стерильным хирургической простыне. Это позволит предотвратить выбившиеся волосы от входа в операционном поле и обеспечить область, на которой лежали стерильные инструменты во время операции.
- Пропальпируйте расположения почек через кожу.
- Разрежьте кожу на спине, вдоль средней линии мышей (примерно 1,5 см) с использованием ножниц и щипцов.
- Отдельные кожу и подкожные слои над левой и правой стороны спинного Через этот разрез путем отслаивания с помощью ножниц и щипцов.
- Сделайте небольшой надрез через правую FLАНК мышцы и фасции выше почек и экстериоризироваться правой почки.
- Осторожно рассекают верхнего и нижнего полюса почки свободный от окружающих тканей. Обратите внимание, что жировая ткань со всего верхний полюс содержит надпочечников проведении собственный источник крови, которые можно сдвинуть с почками, но, очевидно, не должны быть удалены от мыши (рис. 1). После освобождения почки от окружающих тканей, свяжите 4-0 шелковых шва вокруг воротах правой почки с использованием двойной хирургического узла. Оставьте один конец шва ~ 2 в длинные, чтобы поддержать почки, как вы резки дистальной к узлу поэтому вы можете просматривать сайт, чтобы быть сокращены. Промывать пень стерильным физиологическим раствором.
- Закройте мышечный слой, используя рассасывающиеся нити.
- Сделайте небольшой надрез через левый фланг и мышц лицевой панели над почек и экстериоризироваться левой почки (рис. 2А).
- Тщательно держите почки использованием тупых щипцов при освобождении почечнойножки из окружающих жировую ткань с помощью щипцов (рис. 2B-2F). Слишком большое давление на почки помощью тупого пинцета может вызвать повреждение почек поэтому необходимо помнить об этом при проектировании "фиктивных" управления для исследований. Если вы обнаружите, что ваш обман управления развития почечной травмы (о чем свидетельствует рост уровня креатинина сыворотки крови), альтернативный метод, вы можете рассмотреть, чтобы освободить окружающих жировую ткань от почечной ножки является осторожно поворачивайте ткань с солевым пропитанной стерильным ватным- тампоны. По нашему опыту, жир довольно плотно прикреплена к почечной ножки и не могут быть легко удалены с ватными тампонами, так что это не может быть первый подход, вы хотели бы использовать. Однако, как и другие аспекты этой модели, это то, что вам придется установить для себя с практикой и опытом.
- Зажмите левой почечной ножки с использованием не травматическое сосудистого зажима использованием щипцов проведения (для облегчения размещения зажим), используйте таймер для различных CLAТ. пл раз в зависимости от штамма мыши и тяжести травмы требуется (см. таблицу 1).
- Накройте левой почки с кожей (рис. 2H).
- Обложка разрез кожи с солевым пропитанной марли.
- Экстериоризироваться почки, подтверждает равномерный темный внешний вид и снимите зажим после указанного раз и убедитесь, что появление темной меняет равномерно по всей почке (рис. 2I / г). Если почки не быстро и равномерно повторно заливать (розовый вверх) мыши должны быть исключены из дальнейшего анализа. Аккуратно вставьте обратно в почку забрюшинного пространства.
- Закрыть мышечного слоя использованием рассасывающиеся нити.
- Закройте кожи слой с помощью нейлоновой мононити, не рассасывающиеся нити.
- Администрирование бупренорфин обезболивания.
- Передача мышей от хирургического поля на грелку, пока они не просыпаются.
- Вернуться мышей к животным комнате.
- Внимательно следить за мышами и дать дополнительные дозыбупренорфина, как указано выше, каждые 8-12 ч в течение боли или дискомфорта. Клинические признаки в результате анальгетиков включают в себя депрессию или другие изменения в поведении, нарушение внешнего вида, или позы, такие как Pilo-эрекции, сгорбленная поза, отсутствие ухода и приема пищи, или неподвижности.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Умеренный IR-индуцированной AKI. Односторонние ИК с одновременным контралатеральной почки существенно снижает вариабельность результатов, но с более короткими зажим раз необходимо для мышей, чтобы выжить этой процедуры, мы все еще обнаружили, что только 50-60% мышей развивались ожидаемым почечной недостаточностью 24 часа в сутки после травмы (рис. 3А). В практическом плане это создает трудности, если оценки данных этих исследований не включать схем лечения, которые могут быть инициированы по крайней мере 24 часов после травмы, что позволяет время, чтобы оценить функцию почек и отбросить мышей, которые не развиваются почечная недостаточность.
Тяжелые IR-индуцированной AKI. Помимо выполнения односторонних ИК с одновременным контралатеральной почки, мы выполняем односторонних ИК одиночку. Мыши могут выдержать более длительных периодов ишемии и имеют тенденцию к развитию более тяжелых посттравматических фиброза. С тем же периодом ишемии, мышей, подвергнутых односторонней ишемии развиЛоб более выраженным фиброзом, чем ишемия двусторонних или односторонних ишемии почки с 8, так что эта модель также используется в качестве модели пост-AKI фиброза. Недостатком является то, что это не представляется возможным оценить функциональное восстановление после односторонней ИК травмы так что нет никакого способа оценки тяжести травмы без уборки тканях почек и что не может быть возможно на более длительный срок исследований. По этой причине мы разработали протокол для индукции тяжелые травмы односторонних ИК и оценки почечного функционального восстановления, выполнив контралатеральной почки 8 дней после первоначальной травмы. Используя этот подход 90-100% мышей пережить травмы, но, что важно мышей развивается очень последовательно повреждения почек и может быть оценен для восстановления функций после AKI начиная с 9 дня и далее (рис. 3В). Эти данные согласуются с результатами исследований на крысах, указывающий, что больше почечной ножки зажима раз вызывают более субъектов повреждение почечных канальцев, чем короткие зажим Ti MES призваны побудить легкой до умеренной AKI 9. Кроме того, в соответствии с предыдущими исследованиями, 8, эти мыши последовательно развивать после травмы фиброза почек (которые мы оценивали на 28 день). Это не связано с протеинурия крайней мере, на линии BALB / C фоне: после тяжелых IR-AKI на 28 день после травмы мочевого альбумин / креатинин соотношение составляет 0,8 ± 0,04 (среднее значение ± SEM в мкг / мг). Неизвестно, является ли тяжелые IR-AKI модель приводит к протеинурии на других фонов.
Рисунок 1. Анатомия мыши почечной рубчик. Иллюстрируя положения почечных сосудистой оболочки по отношению к мочеточника, перинефрального жировых отложений и надпочечников с кровоснабжения. Черный круг отмечает место микро-зажимом.
50495/50495fig2.jpg "/>
Рисунок 2. Экспозиция и зажимные почки мыши сосудистой оболочки (A), воздействие на левой почке после рассечения кожи и мышечного слоя;. (B - E), левой почки проводится мягко использованием тупым пинцетом а перинефрального жир осторожно удаляют с помощью пинцета. (F), Exposed левой почечной ножки (зеленая стрелка). Белая пунктирная линия отмечает ожидаемое положение мочеточника в perihilar жировой ткани. Этот регион следует избегать с сосудистым зажимом. (G), Micro-зажим, применяемый к левой почке. (H), зажатый левая почка покрыта кожей. (I), (G), внешний вид почек до (А), в течение (I) и после (G) после удаления сосудистых зажима.
fig3.jpg "/>
Рисунок 3. Функциональное восстановление после AKI. Изменения креатинина в сыворотке крови (ферментативный анализ) после средней тяжести ИК (26 мин зажим времени) и контралатеральной почки (А), изменения уровня креатинина после индукции серьезной травме (30 мин зажим времени) и контралатеральной почки при День 8 (B). Исследования, проведенные в BALB / с мышей, п = 6 на группу. Результаты выражены в виде среднего + /-SEM сывороточного креатинина в мг / дл, измеряли с помощью ферментного анализа.
| Линии мышей | Примерный возраст мыши | Приблизительный вес мыши | Зажим типа | Компания и номер по каталогу | Ишемия время для тяжелой травмой | Ишемия время для средней тяжести | Температура Грелка-подушка |
| BALB / C 4-5 месяцев | 25-28 г | Сосудистый зажим (795 г давлением) | Roboz, RS-5459 | 30 мин (или более) | 26 мин | 38 ° C | |
| C57BL / 6 | 4-5 месяцев | 24-27 г | Сосудистый зажим (795 г давлением) | Roboz, RS-5459 | 29 мин (или более) | 26 мин | 38 ° C |
| CD1 | 4-5 месяцев | 36-39 г | Сосудистый зажим (75-85 г давлением) | ФСТ, 18055-02 | 29 мин (или более) | 26 мин | 38 ° C |
Таблица 1. Рекомендуем сосудистых зажимов, ишемия раз, и мышь штаммы, которые мы оценили.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Дается описание двух моделей IR-AKI для изучения влияния средней и тяжелой степени поражения почек. Эти модели позволяют вызывать последовательной и предсказуемой травмы с низким уровнем смертности. Наш протокол излагаются многие трудности и подводные камни традиционно ассоциируется с этой моделью. Кроме того, было показано, что в зависимости от длины почечной ножки зажимной, модель вызывает основном обратимым легкой и умеренной AKI или более тяжелых AKI с неполное восстановление и стойким почечный фиброз. Посттравматический фиброз в суровых IR-AKI модель может быть результатом того, что мыши способны выживать с более тяжелой почечной травмы, чем было бы возможно, если это больше ишемических раз была выполнена на двусторонней основе. Тем не менее, есть также свидетельства, что наличие неповрежденной контралатеральной почки в течение первых нескольких дней после ИК усиливает пост-AKI фиброза 8. Таким образом, в то время как механизмы перекрестных помех между неповрежденных и поврежденных почек остаются устаlished, этот механизм также может объяснить расширение посттравматического фиброза, которые мы наблюдаем в этой модели. Хотя по-прежнему, чтобы определить, являются ли результаты, используя эти модели могут быть переведены в терапевтических средств для лечения болезней человека, они обеспечивают надежную моделей для изучения механизмов и терапии в ИК-AKI и предотвращения последующей AKI фиброза почек, клиническая проблема, которая становится основной вклад в прогрессивное хроническое заболевание почек 10, 11.
Есть целый ряд важнейших вопросов, которые могут влиять на тяжесть AKI после ИК травмы, которые должны быть обязаны соблюдать: 12 линия мышей, пол 13, 14 лет и вес мыши, сосудистый зажим использованы и отопления 15. Выбор правильного сосудистых зажимов может быть проблемой. Эффективность зажимов оценивается во время хирургической процедуры как почка должна стать равномерно черным в течение 5-10 мин зажим размещения. Тем не менее, это также ИМПОrtant что вся почка повторной перфузии (гвоздики вверх) быстро после снятия зажима. Мы нашли некоторые тяжелые зажимы хорошо работать с некоторыми штаммами (например, линии BALB / C и C57BL / 6), а в других эти зажимы вызвать повреждение сосудов и почечной реперфузии часто является неполной (например: CD1). Краткое изложение сосудистые зажимы, зажим массы (давление) и мышей, которые мы оценили, перечисленных в таблице 1. Для систем отопления, ряд исследователей использовать авто-регулируемых грелки с датчиков температуры для контроля и поддержания постоянной температуры тела. Хотя теоретически выгодно, мы нашли это системы отопления может привести к большим колебаниям температуры тела в течение операции, что приводит к довольно разные результаты. Кроме того, эти системы являются относительно дорогостоящими Это может ограничивать в количестве мышей можно оперировать в любой момент времени. После долгих проб и ошибок мы переехали в постоянной температуре оборотной воды АЭМTing системы. Основным преимуществом является то, что нагревательный платформа дает стабильную температуру (38 ° С) в течение операции. С большой площади платформы также можно работать на количество мышей на поверхности в любой момент времени (который является практическим требованием для большинства ИК-AKI исследований). Сказав это, мы находим там все еще в значительной изменчивостью после травмы умеренные (но не тяжелая) IR-AKI. Это не проблема для исследований, в которых лечение начинают через 24 часа или более после травмы, так как мышей развивается недостаточно или чрезмерно тяжелой травмы могут быть удалены из исследования до рандомизации с помощью анализа сывороточного креатинина. Однако, если Мышей лечат до травмы или генетической модели используется, дополнительные элементы управления на экспериментальных изменчивость, возможно, должны быть введены. Так как колебания температуры тела, вероятно, будет основной причиной изменчивости в ИК травмы в этой модели, один из подходов для ограничения изменчивости бы мonitor основной температурах с использованием ректального зонда с целью определения соответствующих животных включить или исключить в последующем анализе. Заключительные соображения являются мыши возраста, веса и пола. Большинство наших опыт был с BALB / с мышами, и мы получили лучшие результаты, когда мышам достичь стабильной массы тела на 4-5 месяцев, с массой тела 25-28 г ~. Наконец, так как мужчины имеют большую склонность к IR-AKI 13, чем у женщин, мы выполняем все наши исследования с использованием только самцов мышей. Тем не менее, существуют дополнительные переменные, которые трудно контролировать, так что каждый лаборатории и каждый исследователь будет необходимо установить точное время зажима и условия, чтобы вызвать тяжесть травм они желают в штамм мыши по своему выбору.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют конфликта интересов раскрывать.
Acknowledgments
Лаборатория доктора де Caestecker получает поддержку от NIH 1RO1 HL093057-01 и 1RC4DK090770-01. Лаборатория доктора Харриса поддерживается DK38226, DK51265, DK62794 и финансирование от администрации ветеранов. Поддержка мыши ушиб почки операции, креатинина сыворотки, и фиброз анализы также предоставляется Вандербильта О'Брайен ушиб почки центр грант 1P30 DK079341.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ketamine (anesthetic) | Webster Veterinary | 07-881-9413 (100 mg/ml) | Final concentration 30 mg/ml Ketamine with 3 mg/ml Xylazine administered at 3-4 ml/kg (100 mg/kg Ketamine and 10 mg/kg Xylazine) |
| Xylazine (analgesic) | Webster Veterinary | 07-808-1939 (100 mg/ml) | As above |
| Antisedan (anti-Xylazine) | Webster Veterinary | 07-867-7097 (5 mg/ml) | Optional: to reverse effects of Xylazine in order to increase the rate of recovery after surgery Use 0.5-0.7 mg/kg |
| Buprenorphine (analgesic) | Bedford Laboratories | NDC 55390-100-10 (0.3 mg/ml) | Dose 0.05-0.1 μg/g every 8-12 hr. Make up a 1:5 dilution in sterile normal saline preoperatively and give 2.5-5 μl/g of the diluted solution. |
| Ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Betadine swab sticks | Purdue Products L.P. | NDC 67618-153-01 | |
| Nolvasan Surgical Scrub | Pfizer Animal Care | 300253 | |
| Table 2. Drugs and solutions for I/R surgery. | |||
| Iris Scissors | Integra Miltex | VWR 21909-404 | For skin and muscle dissection |
| Curved iris forceps | FST | 11065-07 | To hold skin and muscle, to remove peri-nephric fat |
| Blunt forceps | ROBOZ | RS-5228 | To manipulate kidneys |
| Vascular clamp (795 g pressure) | ROBOZ | RS-5459 | Good for C57BL/6 and BALB/c mice strains |
| Schwartz clip applying forceps | ROBOZ | RS-5450 | For RS-5459 clamps |
| Vascular clamp (75-85 g pressure) | FST | 18055-02 | Optimal for CD1 mice strain, but also can be used for C57BL/6 and BALB/c |
| Micro-Serrefine Clamp Applicator-14 cm with Lock | FST | 18056-14 | For FST 18055-02 clamps |
| Gayman T/Pump (water-bath heated platform) | Braintree Scientific | TP-650 | The water heater is set at 38 °C 1 hr prior surgery |
| 15" W x 24" Heated platform | Braintree Scientific | HHP-2 | Connect to Gayman heated water pump |
| Heating pad | Braintree Scientific | Model 39DP | Uses microwave for heating. This is useful for warming during recovery |
| Absorbable suture (Vicryl 5-0) | ETHICON | VCP834G | For fascia and muscle |
| Non-absorbable suture: monofilament nylon MONOMID 6/0 660B) | CP Medical | CP-B660B-03 | For skin |
| Halsey needle holder: Tungsten Carbide/13 cm | FST | 12501-13 | To hold suture needles |
| Timer | FST | 06-662-3 | To quantify ischemia time |
| Hot bead sterilizer | FST | 18000-45 | To sterilize instruments between mice if you are performing multiple surgeries (it is not sufficient to soak instruments in ethanol) |
| Electric razor | Braintree Scientific | CLP-22965 | |
| Tape | Durapore | 1538-0 | |
| 1 ml Syringe | EXELint | 26044 | |
| Sterile cotton tipped applicators | Kendall | 8884541300 | |
| Absorbent BenchPad | VWR | 56617-014 | |
| Surgical drapes | VWR | 21902-985 | Need to be autoclaved |
| 2’’ x 2’’ Gauze Pads | Medi-First | 60673 | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | 2D7251 | |
| Table 3. Equipment and instruments for I/R surgery. | |||
References
- Singh, A. P., Junemann, A., Muthuraman, A., Jaggi, A. S., Singh, N., Grover, K., Dhawan, R. Animal models of acute renal failure. Pharmacological reports: PR. 64, 31-44 (2012).
- Heyman, S. N., Rosenberger, C., Rosen, S. Experimental ischemia-reperfusion: Biases and myths-the proximal vs. Distal hypoxic tubular injury debate revisited. Kidney Int. 77, 9-16 (2010).
- Lieberthal, W., Nigam, S. K. Acute renal failure. II. Experimental models of acute renal failure: Imperfect but indispensable. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 278, F1-F12 (2000).
- Dunn, S. R., Qi, Z., Bottinger, E. P., Breyer, M. D., Sharma, K. Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice. Kidney Int. 65, 1959-1967 (2004).
- Yuen, P. S., Dunn, S. R., Miyaji, T., Yasuda, H., Sharma, K., Star, R. A. A simplified method for HPLC determination of creatinine in mouse serum. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 286, F1116-F1119 (2004).
- Hetu, P. O., Gingras, M. E., Vinet, B. Development and validation of a rapid liquid chromatography isotope dilution tandem mass spectrometry (LC-IDMS/MS) method for serum creatinine. Clin. Biochem. 43, 1158-1162 (2010).
- Keppler, A., Gretz, N., Schmidt, R., Kloetzer, H. M., Groene, H. J., Lelongt, B., Meyer, M., Sadick, M., Pill, J. Plasma creatinine determination in mice and rats: An enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay. Kidney Int. 71, 74-78 (2007).
- Yang, L., Besschetnova, T. Y., Brooks, C. R., Shah, J. V., Bonventre, J. V. Epithelial cell cycle arrest in G2/M mediates kidney fibrosis after injury. Nat. Med. 16, 535-543 (2010).
- Shanley, P. F., Rosen, M. D., Brezis, M., Silva, P., Epstein, F. H., Rosen, S. Topography of focal proximal tubular necrosis after ischemia with reflow in the rat kidney. Am. J. Pathol. 122, 462-468 (1986).
- Chawla, L. S., Amdur, R. L., Amodeo, S., Kimmel, P. L., Palant, C. E. The severity of acute kidney injury predicts progression to chronic kidney disease. Kidney Int. 79, 1361-1369 (2012).
- Lo, L. J., Go, A. S., Chertow, G. M., McCulloch, C. E., Fan, D., Ordonez, J. D., Hsu, C. Y. Dialysis-requiring acute renal failure increases the risk of progressive chronic kidney disease. Kidney Int. 76, 893-899 (2009).
- Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model. Transplantation. 69, 1023-1025 (2000).
- Muller, V., Losonczy, G., Heemann, U., Vannay, A., Fekete, A., Reusz, G., Tulassay, T., Szabo, A. J. Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: Possible role of endothelin. Kidney Int. 62, 1364-1371 (2002).
- Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury. J. Am. Soc. Nephrol. 19, 2375-2383 (2008).
- Oxburgh, L., de Caestecker, M. P.
