Summary
Protocolos para preparação eficiente de amostras homogêneas de ácaros, infestação de plantas experimentais e avaliação de danos às plantas, como requerido para estudos de interação planta-praga foram desenvolvidos.
Abstract
O ácaro-rajado, Tetranychus urticae, é um herbívoro de artrópodes polífagas onipresente que se alimenta de uma notavelmente ampla gama de espécies, com mais de 150 de valor econômico. É uma das principais pragas das culturas de estufa, especialmente em Solanaceae e Cucurbitaceae (por exemplo, tomates, beringelas, pimentos, pepinos, abobrinha) e plantas ornamentais de efeito estufa (por exemplo, rosas, crisântemos, cravos), culturas anuais (como o milho, o algodão, soja e açúcar de beterraba) e em culturas perenes (alfafa, morangos, uvas, frutas cítricas, e ameixas) 1,2. Além do polyphagy extremo que torna uma importante praga agrícola, T. urticae tem uma tendência para desenvolver a resistência a uma vasta gama de insecticidas e acaricidas que são usados para o seu controlo 3-7.
T. urticae é um excelente organismo experimental, uma vez que tem um ciclo de vida rápido (7 dias a 27 ° C)e podem ser facilmente mantidas a uma densidade elevada no laboratório. Métodos de Ensaio para a expressão do gene (incluindo a hibridização in situ e a coloração do anticorpo) e para inactivar a expressão dos genes endógenos de ácaros de aranha com RNA de interferência foram desenvolvidos 8-10. Recentemente, toda a seqüência do genoma de T. urticae foi relatado, criando uma oportunidade para desenvolver este herbívoro de pragas como um organismo modelo com recursos equivalentes genômicos que já existem em algumas de suas plantas hospedeiras (Arabidopsis thaliana eo Solanum lycopersicum tomate) 11. Juntos, esses organismos modelo pode fornecer insights sobre bases moleculares das interações planta-praga.
Aqui, um método eficiente para a coleta rápida e fácil de um grande número de ácaros adultos do sexo feminino, a sua aplicação em uma planta hospedeira experimental ea avaliação dos danos planta devido à alimentação ácaro são descritos. O protocolo apresentado enables recolha rápida e eficiente de centenas de pessoas, em qualquer estádio de desenvolvimento (ovos, larvas, ninfas, machos adultos e fêmeas) que pode ser utilizado para aplicação experimental subsequente.
Introduction
Interação planta-praga é um tema de grande importância científica e econômica. Foi estudado historicamente usando as duas plantas de cultivo (como o tomate) e da planta modelo, A. thaliana. Em ambos os casos, a suscetibilidade da planta de herbívoros pode ser medido diretamente por meio de avaliação de fenótipo da planta após o ataque herbívoro ou indiretamente, por meio da avaliação do desempenho de pragas.
Medidas diretas de suscetibilidade da planta foram utilizados anteriormente para um número de espécies de insetos-praga usando uma variedade de métodos. Por exemplo, pragas de larvas de lepidópteros é medido como uma estimativa da porção de tecido da planta consumida por qualquer Plutella xylostella (traça de Diamondback) ou Trichoplusia ni (lagarta da couve), a olho nu, com a ajuda de uma grelha 12. Além disso, existem métodos que utilizam a imagem digital de dano foliar com posterior análise de imagem quantitativa. Tais métodos foram utilizados emestudos de A. interação thaliana com Frankliniella occidentalis (tripes flor ocidentais) 13, Scaptomyza flava (drosófila folha de mineração) 14, e T. ni 15.
As medidas indiretas de suscetibilidade da planta são amplamente utilizados em estudos de interação planta-praga. Por exemplo, a susceptibilidade de A. thaliana de pêssego pulgão Myzus persicae herbivoria normalmente é avaliada através da análise de fecundidade pragas e descrição da morfologia de uma planta após interação 16,17. Outro indicador indirecto típico de A. thaliana suscetibilidade à praga é uma avaliação de peso seco ou molhado do herbívoro. Este parâmetro é utilizado para caracterizar a herbivoria de lepidoterans, como Pieris rapae (pequeno branco), P. xylostella, ou T. ni em seu larval ou de pupa encena 15,17.
Ácaros são-conteúdo da célula feEders. Induzida por danos Mite é reconhecida como uma coleção de manchas cloróticas que variam em cor do branco ao verde pálido. A susceptibilidade de uma planta hospedeira para ácaro herbivoria foi previamente avaliada quer indirectamente através da análise de desempenho ácaro dias pós-infestação 18,19, ou diretamente usando morfologia de plantas semanas pós-infestação de 18 ou usando uma imagem digital de folhas expostas aos ácaros por dias com posterior análise de imagem automatizado 19. Estes métodos foram sendo desenvolvidos e utilizados para estudos de interações entre plantas de tomate e T. urticae, e normalmente usado um pequeno número de ácaros (5-15 por tratamento) que foram coletados a partir da população de ácaros mista e foram colocados na superfície da folha, utilizando uma escova de cerdas macias. No entanto, estes métodos não são adequados para estudos em que um maior número de ácaros precisam de ser aplicados. Além disso, durante o processamento direto de imagens de folhas de software de análise de imagemcomo o Adobe Photoshop (San Jose, CA) ou ImageJ 20 pode ser utilizado para a análise de danos tomate, estes protocolos de modificação precisa, a fim de ser aplicado a folhas, que têm uma maior reflectividade da superfície ou são levemente coloridas e possuem tricomas altamente visíveis ( por exemplo, A. thaliana) que interferem com a seleção automática de manchas cloróticas que marcam danos às plantas. Além disso, a fase de desenvolvimento de ácaros que podem ser facilmente utilizados com os métodos anteriores, é limitada às fêmeas adultas mais prevalentes e facilmente identificáveis e opõe-se a utilização de outras fases de desenvolvimento.
O primeiro passo crítico para análise de alto rendimento de interação planta-ácaro aranha é estabelecer, protocolos simples e robustas reprodutíveis para desafiar plantas com ácaros e confiável avaliar os resultados de interação.
Neste vídeo, um método eficiente para a coleta rápida e fácil de um grande númemero de ácaros fêmeas adultas, a sua aplicação em uma planta hospedeira experimental ea avaliação dos danos planta devido à alimentação ácaro são descritos. O protocolo apresentado permite a recolha rápida e eficiente de centenas de pessoas, em qualquer estádio de desenvolvimento (ovos, larvas, ninfas, machos adultos e fêmeas) que pode ser utilizado para aplicação experimental subsequente. Além disso, estes protocolos podem ser aplicados a qualquer planta hospedeira ácaro, mas são especificamente demonstrado no caso de A. thaliana.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Manutenção da Mite População Aranha
NOTA: Ácaros são criados na Califórnia feijão vermelho (Phaseolus vulgaris).
- Cultivar plantas a partir de sementes de feijão por 2-3 semanas antes da infestação.
- Intermix essas plantas com plantas infestadas; ácaros adultos vão colonizar rapidamente o material vegetal fresco.
- Remover velhas plantas de feijão infestados cada 7-10 dias, substituindo-os com plantas frescas.
2. Coleta Adulto Feminino Ácaros
- Mite coleção usando o método de lavagem
- Para a coleta de ácaros, coloque uma planta de feijão fresco em contato com plantas infestadas de 1 a 2 dias antes do experimento.
- Utilize de 20 a 30 plantas de feijão frescos para coletar 1.000 a 2.000 ácaros adulto do sexo feminino.
- Prepare uma solução de Tween 20 a 0,001%, utilizando a água da torneira à temperatura ambiente.
- Lavar feijoeiro infestadas na solução de Tween 20, utilizando 2-3 plantas de cada vez.
- Complete a etapa 2.1.4 dentro de 10 min para evitar a mortalidade dos ácaros.
- O isolamento da fêmea adulta ácaros por filtração da suspensão Mite através de peneiras de malha Tamanho Definido
- Preparar os seguintes peneiras de tamanhos de malha: 500 um (para remover os detritos) e 300 um (para recolher os ácaros adultos fêmeas) (Figura 1A).
- Filtrar a suspensão através do crivo de 500 mM.
- ReFilter a suspensão através da peneira de 300 mM. Ácaros fêmeas adultas serão retidos.
- Mergulhe uma peneira 300 mm com ácaros fêmeas adultas em água corrente limpa para remover o Tween 20.
- Espalhe ácaros em uma única camada na parte inferior da peneira.
- Use papel toalha para remover o excesso de água da rede e dos lados da peneira. NOTA: Isso é feito porque os ácaros precisam secar rapidamente, a fim de se recuperar.
- Preparar um conjunto tal como mostrado na Figura 1B; isso permitirá que os ácaros se mover livremente, mas vai impedi-los de escapar.
- Coloque a peneira com ácaros no topo do crivo que é usado como um suporte.
- Cerque-peneira de fundo com água para evitar os ácaros da dispersão. NOTA: Os ácaros vai começar a recuperar depois de cerca de 5 min. Após aproximadamente 30 minutos, o número de ácaros que se deslocam é suficiente para iniciar a recolha (Figura 1D). Ácaros devem ser recolhidos no prazo de 1 hora, como eles produzem seda que irá interferir com a coleção.
3. Fábrica infestação com ácaros
NOTA: Uma vez que os ácaros fêmeas adultas se recuperaram, eles podem ser usados para a infestação de plantas. Há dois métodos utilizados para infestar as plantas experimentais com ácaros fêmeas adultas: a) usando um pincel fino (seção de protocolo 3.1) e b), utilizando uma bomba ou linha de vácuo (seção de protocolo 3.2).
- Mite Infestação usando uma escova
NOTA: infestação do ácaro aranhacom uma escova é utilizado para a aplicação de até 30 ácaros para cada planta.- Use uma escova de cabelo redonda arte suave de tamanho 00 ou mais fino.
- Molhe a escova com água da torneira RT.
- Gentilmente pegar ácaros da peneira usando a ponta do pincel e transferi-los para a planta.
- Infestação do ácaro usando uma bomba
NOTA: infestação de plantas com ácaros coletados por uma linha de bomba / vácuo é utilizada quando mais de 30 ácaros são aplicadas. Para este método, uma bomba de vácuo para componentes microelectrónicos captador ou uma linha de vácuo pode ser usado. É importante manter o constante do fluxo de ar e uma resistência suficiente (2-4 psi).- Anexar uma ponta de pipeta de 1 ml para o tubo que liga a linha da bomba de vácuo ou usando um corte de 1,5 ml tubo de centrífuga, na parte inferior, como um adaptador entre o tubo de bomba / vácuo e a ponta.
- Coloque um pedaço de toalha de papel entre a ponta da pipeta e o adaptador (1,5 ml tubo de centrifugação). Nota: O objetivo deste é a ácaros armadilha dentro tele ponteira durante o processo de aspiração e também para reduzir o fluxo de ar (Figura 1C).
- Colete ácaros diretamente da peneira usando a ponta da pipeta.
- Alternativamente, recolher os ácaros, um por um a partir de folhas infestadas, usando um estereoscópio.
- Quando foi recolhido o número necessário de ácaros, remover a ponta da pipeta a partir do tubo, fazendo com que o pedaço de toalha de papel na parte de trás da ponta da pipeta não é perturbada.
- Colete ácaros tocando a ponta da pipeta e aglomeração dos ácaros juntos. Em seguida, coloque-os na folha; dentro de segundos, os ácaros vai começar a dispersar-se na folha.
4. Gravação e avaliação dos danos Planta
- Danos às plantas de gravação
NOTA: Para A. thaliana, planta dano é avaliada após 4 dias de alimentação do ácaro. O dano é registrada como a superfície total das manchas cloróticas. Para a medição de danos, toda a roseta é cortado e digitalizada.Parâmetros de verificação descritos são para um scanner Epson V30, mas vai agir como um bom ponto de partida para qualquer scanner de mesa similar. Mantenha parâmetros de digitalização constantes para todos os experimentos, permitindo a comparação entre experimentos corridas individuais.- Cubra scanner com a folha de transparência para evitar a contaminação da superfície do scanner com material vegetal.
- Corte uma roseta inteira e lugar na mesa do scanner para que lado adaxial (superior) de folhas estão enfrentando a fonte de luz do scanner e elemento de captura. Alternativamente, se rosetas são muito densos para capturar folhas individuais, sem sobreposição, dissecar a roseta em folhas individuais ou grupos de folhas que não se sobrepõem com uma tesoura fina antes de colocar na mesa do scanner. Vários rosetas podem ser digitalizados simultaneamente.
- Cubra rosetas ou folhas com um pedaço de papel branco para evitar a adesão e contaminação da tampa do scanner.
- Feche a tampa do scanner e executar uma varredura com os seguintes parâmetros: Resolução: 1,200 dpi; Modo de cor: Adobe RGB; Brilho: 25; Tipo de Arquivo: JPEG máxima qualidade.
- Salve arquivos de imagem para análise de danos subseqüentes.
- Danos Planta Quantificação
NOTA: A área de dano é calculado manualmente usando o Photoshop. Devido às grandes diferenças em forma de folha e a intensidade da cor dos sintomas, como resultado da alimentação de ácaro, métodos automáticos eram fiáveis. Assim, um método que serve para avaliar os danos planta:- Abra a imagem da planta com Photoshop.
- Crie uma nova camada, em seguida, sobrepor imagem digitalizada com uma grade de 0,25 mm x 0,25 mm divisões (Ver ou Display - Show - Grade, atalho de teclado Ctrl + ').
- Em uma camada sobreposta, marque área foliar danificada usando um ponto (use a ferramenta "Pencil", atalho de teclado B). Usar um único ponto para cada quadrado da grelha abaixo dos quais não é o dano que cobre mais do que uma metade da unidade de grelha. O tamanho do ponto é definido em pixels (isto é,
- Quando todos os quadrados da grade que mostram danos às plantas que cubram pelo menos metade da unidade grade são marcados com um ponto, use a ferramenta histograma (Janela - Histograma) para determinar o número total de pixels na camada. A ferramenta permite que um histograma para medir o número de pixels. Uma vez que cada ponto é representado por um número constante e conhecida de pixels, a ferramenta histograma vai medir o número total de pixels, que representa o número total de pontos, e, por extensão, o número total de quadrados marcados.
- Calcular o número de "pontos" marcadas por meio da seguinte fórmula:
Número de pontos = número total de pixels / número de pixels por ponto. - Calcula-se a área total de lesões através da multiplicação do número de pontos marcados sobre a imagem da área de um quadrado da grelha, tal como um ponto corresponde a um quadrado da grelha.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Usando 20 a 30 plantas de feijão infestados, pode-se coletar cerca de 2.000 ácaros adulto do sexo feminino usando peneiras. O tempo necessário para infestar 10 plantas com 20 ácaros por planta é de aproximadamente 15 minutos se estiver usando um pincel para transferir ácaros. Combinações de coleta e os métodos de aplicação são mostrados na Figura 2.
Este protocolo gera resultados reprodutíveis de danos às plantas, demonstrando que os ácaros coletados são do estado fisiológico semelhante e (Figura 3 A) adequado para estudos de interação planta-ácaro aranha. Para avaliar a reprodutibilidade do protocolo, os ácaros fêmeas adultas foram coletadas usando o método de lavagem, onde 20 ácaros foram colocados em folhas de roseta de três semanas de idade A. plantas thaliana (adesão Col-0) com um pincel molhado. As plantas tratadas foram varridas quatro dias postinfestation e área de danos foi quantificado utilizando as técnicas descritas acima. Comparação dos resultados repetidos experimento foi feito usando ANOVA.
Como exemplo de aplicação experimental, avaliou-se a variação natural na suscetibilidade à herbivoria ácaro através de 3 A. thaliana adesões por aplicação de 20 ácaros fêmeas por planta, utilizando um pincel molhado e danos gravação 4 dias após a infestação. Aparência típica de danos nas imagens digitalizadas é mostrado na Figura 3B. Depois disso, a quantificação de dados de dano podem ser apresentados como um gráfico de barras ou um boxplot e analisadas pelo método de análise estatística de escolha (Figura 3C). Neste exemplo, a análise de variância, seguida pelo teste de Tukey HSD foram usadas para análise de dados.
Figura 1. Experimental configurar para o isolamento de ácaros fêmeas adultas. (A) Conjunto de peneiras para permitir a separação de diferentes desenvolvimento ácaroetapas. (A. 0,5 mm de abertura - remove os restos de suspensão ácaro b 0,3 milímetros -.. Coleta ácaros fêmeas adultas c 0,2 milímetros -.. Coleta fêmeas jovens, do sexo masculino, e ninfas d 0,16 milímetros -.. Coleta larvas e ninfas e.. (C) Setup recolhe ovos) (B) Configuração usada para permitir que os ácaros se recuperar sem fugir após a lavagem e filtragem usado para coletar ácaros usando a bomba (D) Peneira com movimento ácaros adulto fêmea pronto para ser recolhido - 0,1 mm....
Figura 2. Estratégias possível isolar ácaros fêmeas adultas, de acordo com o número de ácaros que se aplicam. Se a delineamento experimental requer a utilização de um elevado número de ácaros fêmeas adultas, a abordagem mais eficaz é a utilização do método de recolha da bomba de vácuo directamente a partir de folhas de feijoeiro.Se um ensaio requer a utilização de uma fase de desenvolvimento diferente de fêmeas adultas ou um pequeno número de indivíduos precisam de ser cuidadosamente colocados em plantas jovens, é recomendável realizar a recolha e fraccionamento de ácaros de aranha com os estágios de desenvolvimento da abordagem de lavagem utilizando peneiras seguido por infestação com uma escova.
Figura 3. Resultados representativos. (A) A reprodutibilidade dos resultados experimentais. Área de danos medida nas três semanas de idade A. plantas thaliana, adesão Col-0, 4 dias após a aplicação de 20 ácaros feminino. Comparação dos resultados repetidos experimento foi feito usando ANOVA (n = 6, F = 0,621, P = 0,735). (B e C) a variação natural na suscetibilidade ao ácaro herbivoria através de 3Adesões A. thaliana: Col-0, Ler-0, e ws2 (B) Aparecimento de plantas após ácaro herbivoria.. As setas vermelhas apontam para áreas danificadas típicas. (C) As diferenças na susceptibilidade ao ácaro herbivoria avaliadas pela área de dano. Suscetibilidade ao ácaro herbivoria varia significativamente entre os acessos (ANOVA, n = 6, F = 13,4, P = 0,0004). Letras indicam diferenças significativas entre os genótipos em P <0,05 (teste de Tukey HSD). Os valores são representados graficamente média ± erro padrão da média.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Este vídeo demonstra protocolos utilizados para isolar e infestam plantas com grandes números de ácaros fêmeas adultas. Embora nós apresentamos esse protocolo usando A. thaliana, ele pode ser usado para qualquer sistema de interação planta-ácaro aranha e atualmente está sendo aplicado com sucesso também em plantas de tomateiro e videira (Vitis vinifera). Os rendimentos de protocolo de resultados reprodutíveis, indicando que os ácaros coletados são do estado fisiológico comparável (Figura 3).
Embora estes protocolos são simples de executar, vários passos críticos requerem atenção especial como eles vão afetar a recuperação ácaro. Ácaros lavagem das folhas deve ser feito em até três plantas de feijão em simultâneo e tem que ser concluída dentro de 10 min com água à temperatura ambiente. Além disso, os ácaros tem que ser espalhada sobre uma peneira de secagem rápida. Se a recuperação ácaro é insatisfatório, é importante verificar se a quantidade recomendada de detergente Tween 20 foi-nosed e se o detergente foi completamente removido durante o passo de enxaguamento.
Existem duas grandes limitações para o protocolo apresentados: a) coleta de ácaro por bomba funciona bem para as coleções de mais de 30 ácaros, mas coleção de um menor número de ácaros requer o uso de um pincel e é relativamente lento; no entanto, a coleta e concentração de ácaros adultos através do método de lavagem facilita muito a sua aplicação; b) análise de danos por meio de marcar a superfície de manchas cloróticas pode ser um tempo e passo demorado esforço; futuros esforços devem estabelecer na identificação de genes de marcadores que podem ser utilizados como uma medida de alimentação de ácaro.
Em comparação com as metodologias publicadas anteriormente, o método apresentado de coleção ácaro oferece uma vantagem de coletar um grande número de indivíduos viáveis e separação eficiente dos estágios de desenvolvimento em uma única etapa. Além disso, a avaliação dos danos planta fenótipo em interação planta-praga através inspecti visuaisem ou análise de imagem digital é normalmente o primeiro passo de uma análise complexa que envolve alguma forma de leitura molecular-out (como análise de expressão gênica ou metabólito profiling). Os protocolos atuais são adequados para a aplicação de alguns ácaros e coleta de materiais dias pós-infestação que são valiosos para a análise das interações de longo prazo entre plantas e pragas; No entanto, este protocolo permite que se aplique centenas de ácaros simultaneamente para capturar eficazmente respostas das plantas que ocorrem durante um período mais curto de tempo (h) e no local de alimentação.
Em resumo, foram descritos métodos para aplicar os ácaros adultos fêmeas em plantas hospedeiras e avaliação de danos às plantas. Estes protocolos são essenciais para experimentos que visam a compreensão da base genética e molecular da interação entre plantas e do ácaro-rajado.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Plant material: | |||
| California red kidney bean | Stokes, Thorold, ON, Canada | 2 week old, well infested with spider mites 2 or 3 days before use. Other cultivars of Phaseolus vulgaris can be used. | |
| Chemicals: | |||
| Tween 20 | Sigma-Aldrich | P9416 | 1% stock solution is prepared to simplify aliquoting |
| Tap water | At room temperature, heat- and cold-shock affect mite survival rate and performance | ||
| Other materials and equipment: | |||
| Plastic tray | |||
| Set of scissors | |||
| 2 L beakers | |||
| Paper towels | |||
| Sets of sieves | Manufactured in house | Detailed instructions are available | |
| Thin brush | |||
| Pipettes | |||
| Pipette tips | 0.2 and 1 ml | ||
| 1.5 ml centrifuge tubes | |||
| Air pump | Aquarium type pump with inverted air flow. Vacuum line can be used. Required pressure drop is approx. 2-4 psi | ||
| Stereoscope | |||
| Scanner | Epson | V30 | Any flatbed scanner allowing necessary degree of control over scan quality. We use Epson V30 for our experiments. |
| Computer | Windows or OS X PC which is compatible with scanner hardware and Adobe Photoshop software. | ||
| Adobe Photoshop software | Adobe Systems Inc., San Jose, CA, USA | various | Any version with Histogram tool included. |
References
- Jeppson, L. R., Keifer, H. H., Baker, E. W. Mites injurious to economic plants. , University of California Press. (1975).
- Migeon, A., Dorkeld, F. Spider Mites Web: a comprehensive database for the Tetranychidae. http://www.montpellier.inra.fr/CBGP/spmweb. , (2013).
- Croft, B. A., Vandebaan, H. E. Ecological and Genetic-Factors Influencing Evolution of Pesticide Resistance in Tetranychid and Phytoseiid Mites. Exp Appl Acarol. 4, 277-300 (1988).
- Van Leeuwen, T., et al. Mitochondrial heteroplasmy and the evolution of insecticide resistance: Non-Mendelian inheritance in action. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 5980-5985 (2008).
- Van Leeuwen, T., Vontas, J., Tsagkarakou, A., Dermauw, W., Tirry, L. Acaricide resistance mechanisms in the two-spotted spider mite Tetranychus urticae and other important Acari: A review. Insect Biochem Molec. 40, 563-572 (2010).
- Dermauw, W., et al. The cys-loop ligand-gated ion channel gene family of Tetranychus urticae: Implications for acaricide toxicology and a novel mutation associated with abamectin resistance. Insect Biochem Molec. 42, 455-465 (2012).
- Van Leeuwen, T., et al. Population bulk segregant mapping uncovers resistance mutations and the mode of action of a chitin synthesis inhibitor in arthropods. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109, 4407-4412 (2012).
- Dearden, P. K., Donly, C., Grbic, M. Expression of pair-rule gene homologues in a chelicerate: early patterning of the two-spotted spider mite Tetranychus urticae. Development. 129, 5461-5472 (2002).
- Khila, A., Grbic, M. Gene silencing in the spider mite Tetranychus urticae: dsRNA and siRNA parental silencing of the Distal-less gene. Development genes and evolution. 217, 241-251 (2007).
- Grbic, M., et al. Mity model: Tetranychus urticae, a candidate for chelicerate model organism. BioEssays : news and reviews in molecular, cellular and developmental biology. 29, 489-496 (2007).
- Grbic, M., et al. The genome of Tetranychus urticae reveals herbivorous pest adaptations. Nature. 479, 487-492 (2011).
- Kliebenstein, D., Pedersen, D., Barker, B., Mitchell-Olds, T. Comparative analysis of quantitative trait loci controlling glucosinolates, myrosinase and insect resistance in Arabidopsis thaliana. Genetics. 161, 325-332 (2002).
- Abe, H., et al. Function of jasmonate in response and tolerance of Arabidopsis to thrip feeding. Plant & cell physiology. 49, 68-80 (2008).
- Whiteman, N. K., et al. Mining the plant-herbivore interface with a leafmining Drosophila of Arabidopsis. Molecular ecology. 20, 995-1014 (2011).
- Goodspeed, D., Chehab, E. W., Min-Venditti, A., Braam, J., Covington, M. F. Arabidopsis synchronizes jasmonate-mediated defense with insect circadian behavior. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 4674-4677 (2012).
- Kim, J. H., Lee, B. W., Schroeder, F. C., Jander, G. Identification of indole glucosinolate breakdown products with antifeedant effects on Myzus persicae (green peach aphid). The Plant journal : for cell and molecular biology. 54, 1015-1026 (2008).
- Adio, A. M., et al. Biosynthesis and defensive function of Ndelta-acetylornithine, a jasmonate-induced Arabidopsis metabolite. Plant Cell. 23, 3303-3318 (2011).
- Li, L., et al. The tomato homolog of CORONATINE-INSENSITIVE1 is required for the maternal control of seed maturation, jasmonate-signaled defense responses, and glandular trichome development. Plant Cell. 16, 126-143 (2004).
- Kant, M. R., Ament, K., Sabelis, M. W., Haring, M. A., Schuurink, R. C. Differential timing of spider mite-induced direct and indirect defenses in tomato plants. Plant Physiol. 135, 483-495 (2004).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9, 671-675 (2012).
