Preparação de oócitos fixos de Drosophila para imunocoloração: um método de alto rendimento para fixar e remover a membrana externa

0 vistas4:39 min • April 30th, 2023

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- Comece pulsando Drosophila anestesiada junto com tampão em um liquidificador para quebrar as moscas em pequenos pedaços. Filtre a mistura através de uma malha para remover as partes grandes do corpo. Em seguida, deixe os ovos afundarem enquanto os fragmentos maiores permanecem na superfície e podem ser removidos.

Repita esse processo usando uma malha menor para remover detritos adicionais. Colete os ovos em um frasco e, se os ovos forem tratados com um medicamento, faça-o neste momento. Em seguida, remova o líquido e substitua-o por fixador. Adicione heptano para ajudar o fixador a penetrar na membrana que envolve o ovo.

Em seguida, lave o fixador com PBS. Para corar os oócitos, remova as membranas externas protetoras para permitir a penetração de anticorpos. Pipete os oócitos na parte fosca de uma lâmina de vidro. Coloque uma lamínula sobre os ovos e role suavemente a lamínula em um movimento para frente e para trás para separar mecanicamente o córion e a membrana vitelina do ovo. Os oócitos estão agora prontos para serem corados.

No protocolo de exemplo, estaremos preparando oócitos em meiose I para corar e visualizar o aparelho fusiforme.

- Para começar, pré-corte o interior de um tubo de 5 mililitros e uma pipeta Pasteur com PTB para evitar que os oócitos grudem nas superfícies. Adicione 100 mililitros de tampão de Rob a um liquidificador e, em seguida, adicione 100 a 300 moscas anestesiadas e pulse três vezes por um segundo.

Filtrar a pasta resultante num copo de 250 mililitros através de uma malha grande com poros de cerca de 1500 micrómetros. Deixe o filtrado repousar durante cerca de dois minutos e aspire depois a camada superior, removendo o maior número possível de partes grandes do corpo. Filtrar novamente o chorume para um copo de 250 mililitros através de uma malha mais pequena com poros de 300 micrómetros.

Lavar o primeiro copo com tampão adicional na pipeta revestida para recolher os restantes ovócitos. Deixe a pasta repousar por três minutos e, em seguida, aspire tudo, exceto os 10 mililitros inferiores. Despeje o máximo possível dos 10 mililitros no tubo revestido de 5 mililitros. Deixe a pasta repousar por cerca de dois minutos e, em seguida, remova cuidadosamente o líquido.

Adicione o restante dos 10 mililitros de pasta e deixe a mistura repousar novamente antes de remover o líquido. Lave os oócitos restantes do béquer usando tampão adicional na pipeta revestida. Deixe o enxágue repousar no tubo de 5 mililitros por três a cinco minutos.

Para fixar os ovários, primeiro aspire todo o líquido dos tecidos e adicione imediatamente 1 mililitro de mistura fixa. Coloque os lenços em um nutador por dois minutos e meio. Em seguida, adicione 1 mililitro de heptano, virtex o tubo por um minuto e deixe os oócitos assentarem por mais um minuto.

Remova todo o líquido do tecido sedimentado e adicione 1 mililitro de 1x PBS. Vortex o tubo por 30 segundos e, em seguida, deixe os oócitos assentarem por um minuto. Depois disso, retire todo o líquido do tubo e encha-o com cinco mililitros de 1x PBS.

Usando a pipeta revestida, adicione cerca de 500 a 1.000 oócitos a uma lâmina de vidro fosco. Remova quaisquer partes ou materiais estranhos do corpo usando uma pinça. Coloque uma lamínula em cima do tecido e role suavemente os oócitos até que todas as membranas sejam removidas. Arrastar a borda da lamínula pelos oócitos funciona bem. Verifique o progresso da remoção da membrana ao microscópio periodicamente. Muita pressão destruirá os oócitos.

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Última atualização: 15 agosto 2026