Name: Entrega de agentes terapêuticos Através intracerebroventricular (ICV) e injecção intravenosa (IV) em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-03T12:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 55 s
Description: Aprenda técnicas de injeção intracerebroventricular e intravenosa em camundongos neonatos para entrega de agentes terapêuticos ao sistema nervoso central.

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Os autores gostariam de agradecer a John Marston para especialista em animais de criação e Marco A. Dr. Passini para assistência técnica nas fases iniciais deste projeto. Este trabalho foi financiado por subvenções dos Institutos Nacionais da Saúde para CLL (R01NS41584; R01HD054413).

1. Injeção intracerebroventricular <ol><li> O primeiro passo é a preparação das soluções estoque de injeção; estas soluções são vetor viral, o DNA do plasmídeo, drogas, e deve ser injetado sob condições estéreis. </li><li> Misture um título desejado do vetor viral (total mL 5-7) com 0,05% w / v azul de tripano em PBS para a visualização do local da injeção. </li><li> Solução de DNA plasmidial (5 total de l mL) contém D-(+)-glicose a 20% (w / v) (1 mL), azul de tripano (0,05%) PBS (1 mL), plasmídeo (~ 5 ~ g / L ~ ) (2 ~ L), e 2,5 kDa linear PEI homopolímero (150 mm) (1 ~ L). </li><li> Imobilizar o PND dois recém-nascidos através de crio-anestesia por 1-2 minutos. </li><li> A agulha usada para esta injeção é uma micro-litros micropipeta de vidro calibrado esterilizados que é anexado a uma seringa de 3 mL 3ml Hamilton através de um tubo longo. </li><li> Quebre a ponta da agulha (com espátula) para ajustar para 2 milímetros de penetração no crânio. Coloque a agulha na diagonal no tubo de microcentrífuga contendo a solução de injeção. Carregue a solução de injeção na agulha puxando cuidadosamente o êmbolo da seringa. </li><li> Após a absorção da solução, desassociar a seringa do tubo; puxar o êmbolo até mais longe e, em seguida, anexar a agulha novamente. </li><li> Segure a agulha na mão direita entre o polegar eo dedo indicador e coloque a seringa entre os dedos médio e anelar com o êmbolo tocar a palma da mão direita. </li><li> Segure o rato imobilizado firmemente pela pele atrás da cabeça usando a mão esquerda e coloque em uma luz de fibra ótica para iluminar estruturas anatômicas relevantes que podem ser usados ​​como um guia. </li><li> Inserir a agulha 2 mm de profundidade, perpendicular à superfície do crânio, em um local de aproximadamente 0,25 mm lateral à sutura sagital e 0,50-0,75 milímetros rostral à sutura coronária neonatal (Figura 1A). Em seguida, empurre o êmbolo usando a palma da mão direita de forma muito lenta e cuidadosamente. Monitor para vasos rompidos ou inchaço facial. </li><li> Remova a agulha de 15 segundos após a interrupção do movimento de êmbolo para evitar o refluxo. </li><li> Para recuperar, manter os ratos por 5-10 minutos em um recipiente aquecido até que o movimento ea capacidade de resposta geral é restaurado. </li></ol> 2. Injeção intravenosa através da veia temporal / facial <ol><li> A solução a ser injetada deve ser preparado e suplementadas com corante verde em filtrada diluição 1:100 e injetado em condições estéreis. </li><li> Anexar um plástico pequeno luer para o fim de uma seringa de vidro de 100 mL Hamilton. Ao luer, anexar a 33 gauge agulha hipodérmica 0,25 polegadas. Assegurar que todas as partes estão bem conectados. </li><li> Carregar a seringa com o volume a ser injetado, garantindo que não há ar na seringa como a injeção de ar para dentro do navio é letal. Muitas vezes, é útil para pipeta o volume a ser injetado até um pedaço de parafilme. Isto permite a visualização clara de absorção da solução para a seringa. </li><li> A Visão Transilluminator Wee é usado para visualizar facilmente a veia temporal superficial, ou veia facial, no recém-nascido (Figura 2A). Antes da injecção, segura o recém-nascido para o transiluminador com fita cirúrgica. Gaze deve ser colocado entre o recém-nascido e da fita para evitar que a fita de danificar a pele do animal. Seguro do animal para o transiluminador de lado, garantindo que a fita não impede a respiração. Pescoço do neonato deve ser suavemente girado de modo que a veia facial é facilmente visível eo nariz deve ser gravado para estabilizar a cabeça. </li><li> Usando uma lupa headband 2.25X, para facilitar a visualização, insira lentamente a agulha na veia. A veia é muito superficial para que a agulha deve permanecer visível sob a pele. </li><li> Infundir lentamente o volume de solução na veia. O corante verde permite a fácil visualização da injeção. </li><li> Aguarde 15 segundos antes de remover a agulha como há uma defasagem entre o deprimente totalmente êmbolo da seringa e da expulsão da solução restante devido ao furo de agulha extremamente estreito. </li><li> Depois de remover a agulha, use uma gaze para aplicar pressão no local da injeção até que a hemorragia cessa. </li><li> Monitorar o recém-nascido para os sinais de aflição. Após uma injecção adequada, sem angústia manifesta devem ser observadas. O recém-nascido deve ser dado a cerca de 5 minutos para se recuperar antes de ser devolvido para a jaula. </li><li> Lave a unidade de agulha / seringa com PBS entre injeções de sangue na agulha rapidamente entupi-lo devido a furo pequeno. </li></ol> 3. Resultados representativos: ICV injecção: O cérebro pode ser colhida em diferentes pontos do tempo pós-injeção e visualizados para demonstrar técnica de injeção de sucesso. Se o corante não é adicionado à solução injectável, será difícil para verificar a precisão do emprojecção. Injeção adequada de um dos ventrículos vai permitir a distribuição do azul tripan no lado do cérebro injetados cerca de 10-15 minutos após a injecção (Figura 1B). A distribuição uniforme de azul de tripano em ambos os hemisférios direito e esquerdo cerebral e os bulbos olfativos serão visíveis cerca de 60 minutos após a injeção (Figura 1C). Isto é devido à conectividade dos ventrículos cerebrais que irá permitir a difusão do corante azul para o ventrículo adjacente. Injeções precisas também pode ser visualizado pela dispersão do corante azul no canal central da coluna rostral aproximadamente dentro de 12 horas pós-injeção (Figura 1D). Injeções imprecisos podem ser distinguidos pela ausência de cor azul em hemisférios cerebrais. Neste caso, a profundidade da agulha não foi suficiente ea solução de injeção, provavelmente, distribuído sob a pele. Uma possibilidade alternativa é que a agulha penetrou muito profundamente no cérebro, assim, passando para além do ventrículo ea solução é esvaziado sob os ventrículos cerebrais. IV injeção: injeção veia precisa e eficiente temporal / facial podem ser visualizados imediatamente após a injeção. Como a solução é injetada, o corante verde permite a visualização da solução que entram e que flui através da veia facial (Figura 2A). Além disso, a cor da pele alterada do mouse será observado após a injecção. Cor normal do neonato rosa é convertido em verde, devido à presença de corante alimentar verde na solução de injeção (Figura 2B). A extensão da mudança de cor verde observado no recém-nascido é dependente da concentração de corante utilizado. Para visualização simples de injeção e durante um período de prática, uma diluição de 1:50 é recomendado. No entanto, o tom de pele dramaticamente alterada muitas vezes resulta em que o filhote ser rejeitado pela mãe e, portanto, a remoção do corante ou uma concentração significativamente reduzidos deve ser considerada durante os procedimentos experimentais. Uma injeção imprecisas irá resultar no acúmulo de corante verde sob a pele no local da injeção. Injeção incompleta, que ocorre quando a abertura da agulha não está totalmente inserido dentro da veia, é visto quando alguma solução fluxos na veia e alguns se acumula sob a pele. Se isso for constatado, a agulha deve ser inserida mais para o navio. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Demonstração de injeções ICV sucesso em PDN2 camundongos. A esquemática) de locais de injecção utilizado em injeções ICV para os ventrículos. B) Cérebro de ICV Pup injetado com azul de tripano em PBS em ventrículo esquerdo, foto tirada 15 minutos após a injeção. C ) Cérebro do ICV Pup injetado com azul de tripano em PBS no ventrículo esquerdo, foto tirada 60 minutos após a injeção. D) Rostral centrais canal espinhal é mostrado na ICV filhote injetado com azul de tripano em PBS no ventrículo esquerdo, foto tirada 12 horas após a injeção. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Demonstração de injeções de sucesso na IV PDN2 camundongos. A esquemática) da veia facial utilizado para injeções IV. B) IV injetado Pup com corante verde em PBS em comparação com não-injetada ninhada, Foto tirada imediatamente após a injeção.

<ol><li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li>
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<li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li>
<li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene.+Ther%22%5BJournal%5D)">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 Forthcoming.</li>
<li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+a+read-through+inducing+compound%2C+TC007%2C+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol.+Genet%22%5BJournal%5D)">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li>
<li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li>
<li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li>
<li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene.+Ther%22%5BJournal%5D)">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Pesquisa utilizando modelos de ratos da doença muitas vezes exige a administração de medicamentos ou outras substâncias para recém-nascidos. Neste vídeo, demonstramos o passo-a-passo os procedimentos que envolvem dois tipos de estratégias de injeção que pode ser usado para atingir o SNC: 1) injeção direta no sistema nervoso central utilizando injeção intracerebroventricular (ICV), ou 2) injeção IV visando a / temporal veia facial. O timing destas injeções é de grande importância. Desde que as injeções ICV estão à mão li...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome do reagente </th><th> Companhia </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentários (opcional) </th></tr><tr><td> Verde Alimentos Dye </td><td> McCormick </td><td> n / a </td><td> Deve ser filtrado </td></tr><tr><td> Hamilton Seringa de vidro (100 mL) </td><td> Sigma Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> Tópico LuerMxF Estilo Nylon Branco </td><td> Peças pequenas, Inc. </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> Agulhas hipodérmicas calibre fino </td><td> Popper </td><td> 7111 </td><td> Tamanho: 33 (SWG) x ¼ &quot;(6,35 MM) </td></tr><tr><td> Transilluminator Visão Wee </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25X Headband Lupa </td><td> MagEyes </td><td> Modelo No. 5 </td><td> Selecione a ampliação para atender as preferências individuais </td></tr></tbody></table>

entrega de agentes terapêuticos através intracerebroventricular (icv) e injecção intravenosa (iv) em ratos

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Apesar do papel protetor que barreira hematoencefálica desempenha na proteção do cérebro, que limita o acesso ao sistema nervoso central (SNC), que na maioria das vezes resulta em falha da terapêutica potencial projetado para 1,2 doenças neurodegenerativas. Doenças neurodegenerativas como a Atrofia Muscular Espinhal (SMA), em que os neurônios motores inferiores são afetados, pode beneficiar muito com a introdução de agentes terapêuticos para o CNS. O objetivo deste vídeo é demonstrar dois paradigmas de injecção diferentes para entregar materiais terapêuticos em ratos neonatal logo após o nascimento. Um desses métodos é injetar diretamente cerebral ventrículos laterais (intracerebroventricular) que resulta na entrega de materiais para o sistema nervoso central através do fluido cerebrospinal 3,4. O segundo método é uma injeção de veia temporal (intravenosa) que podem introduzir terapêutica diferente para o sistema circulatório, levando a administração sistêmica incluindo os 5 CNS. Transdução generalizada do SNC é possível se um vetor viral adequada e sorotipo viral é utilizado. Visualização e utilização da veia temporal para injeção é viável até dia pós-natal 6. No entanto, se o material entregue é objetivo de atingir o sistema nervoso central, essas injeções deve ocorrer enquanto a barreira hematoencefálica é mais permeável devido a seu status imaturos, de preferência antes do dia pós-natal 2. A barreira cérebro-sangue totalmente desenvolvido limita bastante a eficácia da administração intravenosa. Ambos os sistemas de entrega são simples e eficaz uma vez que a aptidão cirúrgica seja alcançado. Eles não requerem qualquer dispositivo cirúrgica extensa e pode ser realizada por uma única pessoa. No entanto, estas técnicas não são sem desafios. A pequena dimensão do pós-parto dia 2 filhotes e os subseqüentes áreas-alvo pequenas podem fazer as injeções de difícil execução e, inicialmente, um desafio para replicar.

Este artigo demonstra dois métodos muito diferentes de injecção: 1) para o cérebro (intracerebroventricular) e 2) sistêmica (intravenosa) para introduzir a agentes terapêuticos para o sistema nervoso central de camundongos recém-nascidos.

Entrega de agentes terapêuticos Através intracerebroventricular (ICV) e injecção intravenosa (IV) em ratos

Apesar do papel protetor que a barreira hematoencefálica desempenha ao blindar o cérebro, ela limita o acesso ao sistema nervoso central (SNC), o qual a maioria...

Neste vídeo, serão demonstrados os métodos de injeção intra-ventricular cerebral e intravenosa em camundongos neonatos. Para a injeção intra-ventricular cerebral, o camundongo anestesiado é inicialmente colocado sobre uma fonte de luz de fibra óptica para iluminar os seios sagital e transverso. Em seguida, o inóculo é cuidadosamente injetado em um ponto lateral à sutura sagital e rostral à sutura coronal.Se realizado corretamente, o inóculo será distribuído inicialmente no ventrículo injetado e eventualmente alcançará o outro ventrículo para injeção intravenosa. O camundongo é fixado a um transiluminador de forma que a veia facial fique exposta. O inóculo é então injetado lentamente diretamente na veia e passa a se distribuir sistemicamente.As implicações dessas técnicas estendem-se à terapia de diversas doenças e distúrbios, pois permitem o posicionamento ideal de agentes terapêuticos. A técnica ICV fornece um meio para atravessar a barreira hematoencefálica, enquanto a técnica IV permite a administração terapêutica sistêmica. Primeiro, prepare a solução de injeção em um tubo de microcentrífuga.Neste exemplo, os inóculos contêm triam azul para melhor visualização do local de injeção. Para injetar os camundongos, utilize uma pipeta de vidro esterilizada e calibrada acoplada a uma série de tubos plásticos, com diâmetro progressivamente crescente e terminando em uma seringa plástica de três mililitros. Com pinças de ponta plana, quebre a ponta da pipeta de vidro de modo que fique com três milímetros de comprimento.Isso permitirá uma penetração de pelo menos dois milímetros no cérebro. Carregue cuidadosamente a solução a ser injetada na agulha de micropipeta de vidro colocando-a diagonalmente no tubo de microcentrífuga e puxando o êmbolo da seringa. Pare de puxar o êmbolo assim que o carregamento da agulha for concluído.Para evitar contaminar a tubulação, remova a seringa do sistema de tubos conectado ao micropipeta de vidro. Estenda completamente o êmbolo e reconecte a agulha firmemente. Segure a agulha de vidro da micropipeta entre o polegar e o indicador.Coloque a seringa entre os dedos anelar e mínimo, com o êmbolo encostado na palma da mão que faz a injeção, e anestesie criogenicamente o camundongo de dois dias de idade. Em seguida, segure firmemente o camundongo anestesiado criogenicamente pela pele na base da cabeça e coloque-o sobre uma fonte de luz de fibra óptica para iluminar os seios sagital superior e transverso. O local da injeção está localizado a cerca de um quarto de milímetro lateralmente em ambos os lados da confluência desses seios, mantendo a seringa perpendicular à superfície do crânio.Insira a agulha penetrando dois milímetros de profundidade. Usando a palma da mão que segura a seringa, empurre lentamente o êmbolo para baixo para injetar a solução. Aguarde 15 segundos antes de remover a agulha para prevenir refluxo e observe o camundongo quanto a inchaço craniano ou sinais de vasos rompidos.Após a injeção no camundongo, coloque-o em um recipiente pré-aquecido por cinco a 10 minutos para permitir sua recuperação. Compare o camundongo injetado com um camundongo não injetado. 10 a 15 minutos após a injeção intra-cerebroventricular do inóculo contendo triamcianoblue.O fluido deve ser distribuído no lado injetado do cérebro após 60 minutos, devido à conectividade dos ventrículos cerebrais; a distribuição uniforme do azul de triam em ambos os hemisférios cerebrais e nos bulbos olfatórios deve ser visível. Por fim, após 12 horas, o inóculo estará visível no canal espinhal central rostral. Prepare a solução de injeção e adicione corante alimentício verde em uma diluição de um para 100.Para visualizar a injeção, fixe uma pequena isca plástica na extremidade de uma seringa de vidro Hamilton de 100 microlitros. Adapte à seringa uma agulha hipodérmica de 33 graus e 0,25 polegadas e certifique-se de que todas as peças estão firmemente conectadas. Carregue a seringa com o volume a ser injetado.Certifique-se de remover todas as bolhas de ar do inóculo, pois injetar ar intravenosamente é letal. Use fita cirúrgica e gaze para fixar o neonato ao transluminador. Primeiro fixe o antebraço e o corpo ao transluminador e, em seguida, fixe a cabeça de modo que a veia facial fique visível.Certifique-se de que a fita esteja solta o suficiente para que o animal ainda possa respirar. Usando uma lupa de cabeça 2,25 x para permitir uma melhor visualização, insira lentamente a agulha na veia. Como a veia é superficial, a agulha permanecerá visível sob a pele.Infunda lentamente o inóculo na veia. Aguarde 15 segundos antes de remover a agulha para permitir que todo o fluido seja expelido. Após a remoção da agulha, utilize um pedaço de gaze para aplicar pressão no local da injeção até que o sangramento pare.Retorne o neonato a um local aquecido e aguarde cinco minutos para que se recupere. Monitore-o em busca de sinais de desconforto. Se a injeção foi realizada corretamente, o animal não deve apresentar sinais de desconforto.Uma vez que o camundongo se recuperar, devolva-o à sua gaiola. Se a injeção intravenosa tiver sido realizada corretamente, o neonato ficará verde. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como administrar injeções ICV e IV em camundongos neonatos.Essas técnicas podem ser usadas como um meio de injetar o agente terapêutico de sua escolha.

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Medicine

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Este vídeo demonstra a injeção intracerebroventricular mediada por ommaya em um modelo de camundongo. O método permite a entrega localizada de potenciais candidatos a medicamentos e evita a barreira hematoencefálica.

Injeção intracerebroventricular em camundongo: um método de administração direta de medicamentos mediado por Ommaya para administrar medicamentos aos ventrículos cerebrais do cérebro de camundongos

Neste vídeo, descrevemos um método para implantar um cateter na veia jugular de um modelo de camundongo através do qual agentes experimentais, como drogas e corantes traçadores, podem ser administrados por via intravenosa in vivo. Tal arranjo, quando conectado a outros sistemas, também pode ser usado para monitorar hemodinâmica e amostragem de sangue.

Injeção intravenosa baseada em cateter de agentes experimentais: uma técnica para administração de agentes experimentais por via intravenosa através da veia jugular em modelo de camundongo

Fonte: Li, D., et al. Injeção intratecal direta de vírus adeno-associados recombinantes em camundongos adultos. J. Vis. Exp. (2019)Este vídeo demonstra o procedimento para a injeção intratecal de vírus adeno-associados (AAV) no líquido cefalorraquidiano (LCR) de um camundongo acordado, abrangendo a preparação da seringa, o alinhamento da coluna vertebral e a inserção precisa da agulha. Este método valida a entrega de genes direcionados, apoiando seu potencial para terapias do SNC.

Entrega intratecal de vírus em um modelo de camundongo para tratamento de doenças do sistema nervoso central

Modelos animais de doença pediátrica pode experimentar início precoce e progressão da doença agressiva. Clinicamente entrega terapia relevantes para jovens modelos de mouse pode ser tecnicamente difícil. Este protocolo descreve um método de injecção intravenosa não-invasiva para a ratinhos recém-nascidos nos dois primeiros dias pós-natais de vida.

Injeções intravenosas em Neonatal Ratos

Aqui, descrevemos um método simples de injeção intracerebroventricular e intravascular de partículas virais ou microesferas fluorescentes no cérebro de camundongos neonatais. O padrão de localização do vírus e das nanopartículas pode ser detectado por avaliação microscópica ou por hibridização in situ.

Intracerebroventricular e intravascular A injeção de Viral partículas e fluorescentes microesferas no cérebro Neonatal

Um método para fornecer células-tronco neurais, adaptáveis para soluções ou suspensões injetáveis, através da artéria carótida comum (mouse) ou artéria carótida externa (rato) após o derrame isquêmico ser relatado. As células injetadas são distribuídas amplamente por todo o parenchyma cerebral e podem ser detectadas até 30 d após o parto.

Entrega intra-arterial de células-tronco neurais ao cérebro de ratos e ratos: aplicação à isquemia cerebral

Aqui, uma abordagem simples e rápida para a realização de injeções intracerebroventriculares em camundongos usando uma abordagem à mão livre (ou seja, sem um dispositivo estereotáxico) é descrita.

Injeções intracerebroventriculares à mão livre em camundongos

O presente protocolo descreve instruções passo a passo para a realização de injeções intratecais em camundongos neonatais para edição gênica e liberação de drogas.

Injeção Intratecal de Camundongos Recém-Nascidos para Edição do Genoma e Liberação de Fármacos

O reparo da artéria intracarótida em um modelo de camundongo após a injeção retorna o fluxo sanguíneo para a artéria sem afetar negativamente a distribuição do material injetado. O reparo no local da injeção facilita as injeções subsequentes através da mesma artéria e previne a isquemia cerebral em cepas de camundongos que não possuem um Círculo de Willis completo.

Facilitando injeções intracarotídeas repetidas em modelos de camundongos por uma nova técnica de reparo no local da injeção

Uma injeção intratecal lombar representa uma via de administração translacionalmente relevante para administrar terapia gênica ao sistema nervoso central. Este protocolo padronizado abrangente para injeções intratecais lombares em camundongos e ratos neonatais, juvenis e adultos visa orientar os pesquisadores na adoção dessa técnica para estudos pré-clínicos de terapia gênica.

Injeção intratecal lombar de vetores de terapia gênica para direcionamento do sistema nervoso central em camundongos e ratos

Aprenda técnicas de injeção intracerebroventricular e intravenosa em camundongos neonatos para entrega de agentes terapêuticos ao sistema nervoso central.

Entrega de agentes terapêuticos Através intracerebroventricular (ICV) e injecção intravenosa (IV) em ratos

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