Entrega de agentes terapêuticos Através intracerebroventricular (ICV) e injecção intravenosa (IV) em ratos

Neste vídeo, os métodos de injeção intracerebroventricular e intravenosa serão demonstrados em camundongos neonatais. Para injeção intracerebroventricular, o camundongo anestesiado é primeiro colocado em cima de uma fonte de luz de fibra óptica para iluminar os seios sagital e de transferência. O inóculo é então cuidadosamente injetado em um ponto lateral à sutura sagital e rostral à sutura coronária.

Se realizado corretamente, o inóculo será distribuído primeiro no ventrículo injetado e eventualmente chegará ao outro ventrículo para injeção intravenosa. O mouse é preso a um transiluminador de forma que a veia facial fique exposta. O inóculo é então injetado lentamente diretamente na veia e se distribui sistemicamente.

As implicações dessas técnicas se estendem à terapia de muitas doenças e distúrbios, pois permitem a colocação ideal da terapêutica. A técnica ICV fornece um meio de atravessar a barreira hematoencefálica, enquanto a técnica IV permite a administração terapêutica sistêmica. Primeiro, prepare a solução de injeção em um tubo de microcentrífuga.

Neste exemplo, os inóculos contêm azul de triam para melhor visualização do local da injeção. Para injetar camundongos, use uma agulha de micropipeta de vidro esterilizada e calibrada presa a uma série de tubos de plástico, aumentando gradualmente de diâmetro e terminando em uma seringa de plástico de três mililitros. Usando uma pinça de ponta plana, quebre a ponta da agulha de vidro para que ela tenha três milímetros de comprimento.

Isso permitirá uma penetração de pelo menos dois milímetros no cérebro. Carregue cuidadosamente a solução a ser injetada na agulha de micropipeta de vidro, colocando-a diagonalmente no tubo de microcentrífuga e puxando o êmbolo da seringa. Pare de puxar o êmbolo assim que o carregamento da agulha estiver concluído.

Para evitar contaminar o tubo, remova a seringa do sistema de tubos conectado à micropipeta de vidro. Estenda o êmbolo completamente e recoloque a agulha com firmeza. Segure a agulha de vidro do microtubo entre o polegar e o indicador.

Coloque a seringa entre o dedo anelar e os dedos mindinhos com um êmbolo tocando a palma da mão injetante crioanestesiar o rato de dois dias de idade. Em seguida, segure firmemente o rato anestesiado choro pela pele na base da cabeça e coloque-o em uma fonte de luz de fibra óptica para iluminar os seios sagital superior e de transferência. O local da injeção está localizado a cerca de um quarto de milímetro lateralmente a cada lado da confluência desses seios que seguram a seringa perpendicularmente à superfície do crânio.

Insira a agulha penetrando dois milímetros de profundidade. Usando a palma da mão injetadora, empurre lentamente o êmbolo para baixo para injetar a solução. Aguarde 15 segundos antes de remover a agulha para evitar o refluxo e monitore o mouse quanto a inchaço craniano ou sinais de vasos rompidos.

Depois que o mouse for injetado, coloque-o em um recipiente pré-aquecido por cinco a 10 minutos para permitir que ele se recupere. Compare o mouse injetado com um mouse não injetado. 10 a 15 minutos após a injeção intracerebroventricular de inóculo contendo azul de triam.

O fluido deve ser distribuído no lado injetado do cérebro após 60 minutos devido à conectividade dos ventrículos cerebrais, distribuição uniforme do azul triam em ambos os hemisférios cerebrais e bulbos olfatórios deve ser visível. Finalmente, após 12 horas, o inóculo será visível no canal espinhal central rostral. Prepare a solução injetável e adicione corante alimentar verde em uma diluição de um a 100.

Para visualizar a injeção, prenda uma pequena isca de plástico na extremidade de uma seringa Hamilton de vidro de 100 microlitros. Encaixe a seringa com uma agulha hipodérmica de calibre 33 de 0.25 polegadas e certifique-se de que todas as peças estejam conectadas com segurança. Carregue a seringa com o volume a ser injetado.

Certifique-se de remover quaisquer bolhas de ar do inóculo, pois a injeção de ar por via intravenosa é letal. Use fita cirúrgica e gaze para prender o recém-nascido ao transiluminador. Primeiro prendendo o antebraço e o corpo ao transiluminador e, em seguida, prendendo a cabeça para que a veia facial fique visível.

Certifique-se de que a fita esteja solta o suficiente para que o animal ainda possa respirar. Usando uma lupa de 2,25 x para permitir uma melhor visualização, insira lentamente a agulha na veia. Como a veia é superficial, a agulha permanecerá visível sob a pele.

Infundir lentamente o inóculo na veia. Aguarde 15 segundos antes de remover a agulha para permitir que todo o fluido seja expelido. Uma vez removida a agulha, use um pedaço de gaze para aplicar pressão no local da injeção até que o sangramento pare.

Retorne o recém-nascido para um local quente e aguarde cinco minutos para que ele se recupere. Monitore-o em busca de sinais de angústia. Se a injeção foi realizada corretamente, o animal não deve mostrar sinais de desconforto.

Assim que o mouse for recuperado, devolva-o à sua gaiola. Se a injeção intravenosa tiver sido realizada corretamente, o recém-nascido ficará verde. Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como administrar injeções ICV e IV em camundongos neonatais.

Essas técnicas podem ser usadas como meio de injetar o agente terapêutico de sua escolha.