Name: sorting b cells from spleen with facs
Uploaded: 2023-04-30T07:07:22.000Z
Duration: 17 min 7 s
Channel: JoVE

1. Подготовка
<ol>
	<li>Перед началом работы наденьте лабораторные перчатки и соответствующую защитную одежду. </li>
	<li>Простерилизуйте все инструменты для вскрытия, сначала с помощью моющего средства, а затем с помощью 70% этанола, а затем тщательно высушите. </li>
	<li>Приготовьте 50 мл сбалансированного солевого раствора Хэнка (HBSS), содержащего 2% фетальной сыворотки теленка (FCS). </li>
</ol>
2. Вскрытие
<ol>
	<li>Используя систему доставки углекислого газа, усыпьте мышь путем гипоксии. Закрепите усыпленную мышь на диссекционной пластине в положении лежа на спине и проведите продольную лапаротомию с помощью ножниц и щипцов. </li>
	<li>С помощью щипцов переместите кишечник и желудок с правой стороны живота, чтобы обнажить живот и селезенку. Селезенка прикрепляется к желудку. </li>
	<li>С помощью щипцов осторожно отделите селезенку от желудка и поместите ее в чашку Петри, содержащую 5 мл HBSS 2% FCS. </li>
</ol>
3. Выделение иммунных клеток
<ol>
	<li>Поместите селезенку в ситечко размером 40 мкм над той же чашкой Петри. Раздавите селезенку поршнем, чтобы диссоциировать ее в той же посуде. </li>
	<li>Перенесите диссоциированную селезенку и жидкость в центрифужную пробирку объемом 15 мл. </li>
	<li>Центрифугируйте пробирку при 370 x g в течение 7 минут при 10°C и выбросьте надосадочную жидкость, избегая гранул. </li>
	<li>Ресуспендируйте гранулу в 2 мл ацетата калия для лизиса эритроцитов. Подождите 2 минуты, а затем доведите объем до 15 мл с помощью HBSS 2% FCS. </li>
	<li>Снова центрифугируйте пробирку при 370 x g в течение 7 мин при 10°C. Выбросьте надосадочную жидкость и повторно суспендируйте гранулу в 5 мл HBSS 2% FCS. </li>
	<li>Подсчитайте клетки с помощью теста на окрашивание трипановым синим и отрегулируйте концентрацию клеток до 107 клеток/мл с использованием соответствующего объема HBSS 2% FCS. </li>
</ol>
4. Окрашивание клеток
<ol>
	<li>Перенесите 200 мкл клеточной суспензии в шесть пробирок FACS, помеченных от 1 до 6. </li>
	<li>Центрифугируйте пробирки при давлении 370 x g в течение 7 минут при 10°C и выбросьте надосадочную жидкость, избегая гранул. </li>
	<li>Затем приготовьте шесть новых смесей антител, добавив соответствующее количество антител к 200 мкл HBSS 2% FCS в соответствии с таблицей 1. </li>
	<li>Затем перенесите эти смеси антител в соответствующие пронумерованные пробирки FACS. </li>
	<li>Инкубируйте клеточные суспензии, смешанные с антителами, в течение 20 минут на льду в темноте. </li>
	<li>Добавьте 1 мл HBSS 2% FCS в каждую пробирку, а затем снова центрифугируйте при 370 x g в течение 3 минут при 10°C.</li>
	<li>Выбросьте надосадочную жидкость и повторно суспендируйте гранулу в 200 мкл HBSS 2% FCS. </li>
	<li>Перенесите ресуспендированные гранулы в новые трубки FACS. </li>
</ol>
<img alt="Table 1" src="/files/ftp_upload/10494/10494table1.jpg"> 
Таблица 1: Состав смеси антител. Для эксперимента было приготовлено шесть смесей 200 мкл антител HBSS +. Mix 1 предназначен для настройки PMT, смеси со 2 по 5 — для настроек компенсации, а mix 6 — для сортировки ячеек. 
5. Калибровка FACS
<ol>
	<li>Сначала включите сортировщик и выполните "Fluidics Startup."</li>
	<li>Включите струю и подождите 15 минут, пока струя стабилизируется. </li>
	<li>Отрегулируйте амплитуду потока, чтобы получить образование отрывных капель. Затем нажмите на "Sweet Spot", чтобы завершить регулировку амплитуды. </li>
	<li>Установите фильтр нейтральной плотности (N.D.) - 1.0 и откройте интерфейс "CST", который предназначен для настройки и отслеживания цитометра. </li>
	<li>Для выполнения ежедневного контроля качества сначала разбавьте шарики CST средой FACS в соответствии с инструкциями производителя, а затем выполните контроль CST. </li>
	<li>После завершения контроля CST замените фильтр N.D. 1.0 фильтром N.D. 2.0 на цитометре. </li>
	<li>Затем разбавьте шарики задержки в среде FACS, следуя инструкциям производителя, а затем загрузите в FACS. </li>
	<li>Чтобы обеспечить правильную сортировку, выполните Задержка отбрасывания -
	<ol>
		<li>Сначала нажмите "Voltage", а затем "Optical Filter". Правый квадрант должен быть равен 100%. При необходимости отрегулируйте красный лазерный винт на цитометре влево или вправо, чтобы получить 100% в правом квадранте. </li>
		<li>Далее выполните тестовую сортировку, чтобы убедиться, что поток попадает в сборную трубку. Для этого нажмите на "Waste Drawer" и запустите "Test Sort". Проверьте, чтобы боковые струи попадали в сборные трубки. Если это не так, отрегулируйте напряжение до тех пор, пока они не сработают.</li>
		<li>Перейдите к экспериментальному шаблону. Затем откройте эксперимент "Accudrop Drop Delay" и нажмите на кнопку "Sorting Layout". </li>
		<li>Измените скорость потока, чтобы получить от 1000 до 3000 событий в секунду. </li>
		<li>Нажмите "Напряжение", а затем "Оптический фильтр". Левый квадрант должен быть равен 0, а правый квадрант равен 100. </li>
		<li>В окне "Sort Layout" нажмите на "Sort", а затем нажмите "Cancel". Левый квадрант должен быть равен 100, а правый — 0. Если левый квадрант меньше 95, нажмите "Auto Delay", чтобы автоматически настроить его. </li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Проточная цитометрия и контроль чистоты
<ol>
	<li>Начните проточную цитометрию, начав с пробирки 1 (неокрашенные клетки), чтобы определить морфологию клеток и отрицательные пики флуорохров. Настройте прямое и боковое рассеяние и определите напряжения каждого флуоресцентного параметра. Поместите отрицательное население в первую декаду с помощью сетки на каждой точечной диаграмме. </li>
	<li>Далее загрузите пробирку 2 (одноцветный контроль) в цитометр. Отрегулируйте спектральное перекрытие до тех пор, пока отрицательная и положительная медианы населения не будут выровнены, или используйте программное обеспечение для автоматического расчета. Важно следить за тем, чтобы сигнал соответствовал масштабу. Управление компенсацией должно соответствовать настройкам экспериментальных флуорохромов и детекторов. Рекордные 10 000 событий. </li>
	<li>Повторите эти действия с трубками 3, 4 и 5 (другие одноцветные элементы управления). </li>
	<li>Затем загрузите трубку 6 (мультиокрашенные клетки) и определите интересующие популяции клеток с помощью определенной стратегии стробирования. </li>
	<li>В окне Схема сортировки выберите интересующую вас популяцию ячеек. Выберите пороговое значение ячейки в поле "Target Events" и уровень точности в поле "Precision". Здесь сортируется только одна популяция, однако одновременно могут быть отсортированы четыре разные популяции. </li>
	<li>Когда все будет готово, нажмите "Sort" и "OK", затем дождитесь сортировки ячеек. </li>
	<li>После завершения сортировки клеток проведите контроль чистоты, сначала пипетируя 10 мкл отсортированных клеток в новую пробирку FACS с 90 микролитрами HBSS 2% FCS. </li>
	<li>Затем загрузите в трубку цитометр. Запишите и проанализируйте фенотипы клеток, чтобы убедиться, что стратегия стробирования сработала так, как задумано. </li>
</ol>
7. Анализ данных
<ol>
	<li>Откройте программу 'FlowJo' и перетащите файлы для каждой трубки в окно "Все образцы". </li>
	<li>Дважды щелкните файл, чтобы открыть его в новом окне. </li>
	<li>Нажмите на "Polygon" и воссоздайте ранее использованную стратегию стробирования. </li>
	<li>Повторите эти шаги со всеми остальными файлами. </li>
	<li>Чтобы визуализировать точечные графики, нажмите на "Layout editor" и перетащите интересующие популяции из трубки 6 и контроля чистоты на вкладке редактора компоновки. Клетки должны появляться только в популяции, представляющей интерес для контроля чистоты (см. Рисунок 2). </li>
	<li>Чтобы проверить чистоту В-лимфоцитов в отсортированных клетках, нажмите на "Редактор таблиц". Перетащите популяцию B-лимфоцитов из пробирки 6 и контроль чистоты в таблице. </li>
	<li>В меню "Статистика" выберите частоту клеток CD45+, чтобы проверить чистоту этой популяции клеток, затем нажмите на "Создать таблицу". </li>
	<li>Значения параметров появятся в новой таблице. В окне контроля чистоты проверьте частоту В-лимфоцитов в клетках CD45+, которая должна быть выше 98% (см. рисунок 2, нижняя панель). </li>
</ol>

Проточная цитометрия — это метод из первых рук для характеристики и сортировки популяций иммунных клеток с высокой степенью чистоты. Это незаменимый инструмент в области исследований, так как он позволяет обогащать специфические клеточные популяции и расшифровывать иммунный ответ на патогены. С увеличением количества доступных флуорохромов и цитометров количество определяемых параметров значительно увеличивается. В результате начал появляться биоинформатический анализ данных FACS, который открыл новые горизонты для прото...

Проточная цитометрия и сортировка флуоресцентно-активируемых клеток (facs): выделение В-лимфоцитов селезенки

Flow Cytometry and Fluorescence-Activated Cell Sorting (FACS): Isolation of Splenic B Lymphocytes

Источник: Перше Тибо1,2,3, Менье Сильвен1,2,3, Софи Новолт4, Рэйчел Голуб1,2,3 
1 Отделение лимфопоэза, отделение иммунологии, Институт Пастера, Париж, Франция 
2 INSERM U1223, Париж, Франция 
3 Université Paris Diderot, Сорбонна Париж Cité, Cellule Pasteur, Париж, Франция 
4 Проточная цитометрия Платфом, цитометрия и биомаркеры UtechS, Центр трансляционной науки, Институт Пастера, Париж, Франция
Общая функция иммунной системы заключается в защите организма от инфекционных организмов и других захватчиков. Белые кровяные тельца, или лейкоциты, являются ключевыми игроками иммунной системы. При заражении они активируются и инициируют иммунный ответ. Лейкоциты могут быть разделены на различные субпопуляции (например, миелоидные клетки, лимфоциты, дендритные клетки) на основе различных параметров, которые могут быть биологическими, физическими и/или функциональными (например, размер, зернистость и секреция). Один из способов охарактеризовать лейкоциты — через их поверхностные белки, которые в основном являются рецепторами. Каждая популяция лейкоцитов экспрессирует определенную комбинацию рецепторов (например, цитотоксические, активирующие, миграционные рецепторы), которые могут определять подмножества среди популяций. Поскольку иммунная система включает в себя широкий спектр клеточных популяций, важно охарактеризовать их, чтобы расшифровать их участие в иммунном ответе. 
Проточная цитометрия (ФК или ФКМ) является широко используемым методом анализа экспрессии клеточной поверхности и внутриклеточных молекул, характеризующим и определяющим различные типы клеток в гетерогенной клеточной смеси. Проточные цитометры состоят из трех основных подсистем: жидкостной, оптической и электронной. Жидкостная система транспортирует клетки в потоке таким образом, что они проходят перед лазером одна за другой. Оптическая система состоит из источников света (лазеров) для подсветки частиц, оптических фильтров для направления результирующего света и флуоресцентных сигналов к соответствующим детекторам. Наконец, электронная система преобразует обнаруженные световые сигналы в электронные сигналы, которые могут быть обработаны компьютером. Когда отдельная клетка проходит перед лазерным лучом, она рассеивает свет. Детектор перед лучом измеряет прямое рассеяние (FS), а несколько детекторов сбоку измеряют боковое рассеяние (SC). FS коррелирует с размером клеток, а SC пропорционален зернистости клеток. Таким образом, клеточные популяции часто можно различать только на основе различий в их размере и зернистости. 
В дополнение к анализу размера, формы и сложности клетки, проточная цитометрия широко используется для обнаружения экспрессии рецепторов клеточной поверхности (1). Это достигается за счет использования меченных флуорохромом моноклональных антител, которые связываются с известными клеточными рецепторами. При возбуждении эти связанные флуорохромы излучают свет определенной длины волны, называемой длиной волны излучения, который может быть обнаружен и измерен. Флуоресцентные измерения позволяют получить количественные и качественные данные о рецепторах клеточной поверхности, меченных флуорохромом. Гематологи первыми начали использовать ФК для терапевтического наблюдения за популяциями иммунных клеток (2). В настоящее время он используется для широкого спектра задач, таких как иммунофенотипирование, жизнеспособность клеток, экспрессия генов, подсчет клеток и анализ GFP. 
FACS (Fluorescent Activated Cell Sorter) — это специализированный тип проточной цитометрии, который сортирует популяцию клеток в субпопуляции с помощью флуоресцентного мечения. Так же, как и при обычной проточной цитометрии, сначала собираются данные ФС, СК и флуоресцентные данные. Затем машина подает заряд (отрицательный или положительный), и электростатическая система отклонения (электромагниты) облегчает сбор заряженных капель, содержащих клетки, в соответствующие пробирки. 
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/10494/10494fig1.jpg"> 
Рисунок 1: Схематическое изображение FACS. Образец (1) отсасывают в FACS (2) и пропускают перед лазером (3). Флуоресценция клеток определяется флуоресцентными детекторами (4). Наконец, клетки встраивают в капли, а представляющие интерес клетки отклоняют с помощью отклоняющих пластин (5) и собирают в сборную пробирку (6). Оставшиеся клетки отправляются в мусорное ведро (7). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/10494/10494fig1large.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры. </a>
Сортировочный аспект FACS имеет множество преимуществ. Многие тесты могут помочь понять роль конкретных клеток в иммунной системе, такие как анализ экспрессии генов, таких как ОТ-кПЦР, клеточный цикл или секреция цитокинов. Тем не менее, клетки должны быть очищены перед процессом для получения четких и конкретных результатов. Здесь на помощь приходит FACS, и нужные ячейки могут быть отсортированы с высокой чистотой, что дает высоконадежные и воспроизводимые результаты. FACS также может быть использован для сортировки клеток на основе ядерного или другого внутриклеточного окрашивания и в соответствии с наличием, отсутствием и плотностью поверхностных рецепторов. В настоящее время FACS является стандартным методом очистки субпопуляций клеток и имеет возможность сортировки до четырех популяций одновременно. 
Это лабораторное упражнение демонстрирует, как выделить лейкоциты селезенки, а затем как специфически сортировать В-лимфоидные клетки из смеси лейкоцитарных клеток селезенки с помощью FACS.

В этом протоколе мы очищали В-лимфоциты селезенки с помощью технологии FACS. Сначала мы выделили лейкоциты из селезенки и окрасили их. Используя комбинацию маркеров поверхности В-клеток, мы создали стратегию стробирования для их сортировки (Рисунок 2, верхняя панель). В конце эксперимента мы проверили, являются ли клетки в пробирке для сбора В-клетками с помощью «теста на чистоту». Мы придерживались той же стратегии стробирования и заметили, что более 98% клеток действительно являются В-к...

Проточная цитометрия и сортировка флуоресцентно-активируемых клеток (FACS): выделение В-лимфоцитов селезенки

Source: Perchet Thibaut1,2,3, Meunier Sylvain1,2,3, Sophie Novault4, Rachel Golub1,2,3
1 Unit for Lymphopoiesis, Department of Immunology, Pasteur ...

flow-cytometry-fluorescence-activated-cell-sorting-facs-isolation

Education

JoVE Science Education

Advanced Biology

Продвинутый курс биологии

Immunology

Иммунология

sorting b cells from spleen with facs

Flow cytometry and FACS can be used to separate B lymphocytes from a mixed spleen cell sample. The immune system protects the body from infectious organisms and other invaders. White blood cells, also called leukocytes, are the main cells involved in this defense.

Leukocytes can be grouped into subpopulations such as myeloid cells, lymphocytes, and dendritic cells. These groups can be distinguished by biological, physical, and functional features. Cell size, granularity, and secretion are examples of useful features, and surface proteins are especially important for identifying cell types.

Each leukocyte population carries a specific set of receptors on its surface. These receptor patterns help define cell subsets within a larger population. To study these cells, flow cytometry measures how individual cells behave as they pass one by one through a laser beam.

A flow cytometer has three main parts: fluidics, optics, and electronics. The fluidics system moves cells in a stream. The optics system uses lasers, filters, and detectors to collect light signals, and the electronics system turns those signals into data for a computer.

As cells pass the laser, they scatter light. Forward scatter reflects cell size, while side scatter reflects granularity. These signals can often separate cell populations before any fluorescent labeling is added. Fluorochrome-labeled monoclonal antibodies can then bind to specific receptors and produce fluorescent signals that reveal more detail about the cells.

Flow cytometry is used for immunophenotyping, cell viability studies, gene expression work, cell counting, and GFP analysis. FACS, or fluorescence-activated cell sorting, is a specialized form of flow cytometry. It collects the same scatter and fluorescence data, then gives selected droplets an electric charge so the target cells can be deflected into the right tube.

This sorting step is useful when cells must be purified before downstream tests such as RT-qPCR, cell cycle analysis, or cytokine secretion assays. Purified cells give clearer and more specific results. FACS can also sort cells based on nuclear or other intracellular staining, as well as the presence, absence, or density of surface receptors.

The method is now a standard way to purify cell subpopulations and can sort up to four populations at the same time. In this lab exercise, splenic leukocytes are first isolated. The B lymphoid cells are then sorted from that spleen cell mixture using FACS.

Sorting B Cells from Spleen with FACS

flow cytometry and fluorescence-activated cell sorting (facs): isolation of splenic b lymphocytes

Flow cytometry and FACS can be used to separate B lymphocytes from a mixed spleen cell sample. The immune system protects the body from infectious organisms and other invaders. White blood cells, also called leukocytes, are the main cells involved in this defense. Leukocytes can be grouped into subpopulations such as myeloid cells, lymphocytes, and dendritic cells. These groups can be distinguished by biological, physical, and functional features. Cell size, granularity, and secretion are...

magnetic activated cell sorting (macs): isolation of thymic t lymphocytes

magnetic-activated-cell-sorting-macs-isolation-of-thymic-t-lymphocytes

Enriching Thymic T Cells with Magnetic Sorting

Thymic T cell enrichment with magnetic sorting helps isolate a targeted immune cell group from a mixed sample. The immune system relies on many cell types, and lymphocytes are a major part of adaptive immunity. B cells usually respond to extracellular infections, such as bacterial infections, while T cells usually respond to intracellular infections, such as viral infections. Magnetic sorting enriches selected cells by using magnetic beads and antibodies against cell surface proteins. First,...

elisa assays: indirect, sandwich, and competitive

elisa-assays-indirect-sandwich-and-competitive

ELISA Methods for Detecting Antigens

ELISA methods detect antigens, antibodies, proteins, hormones, peptides, and other biomolecules in biological samples. Enzyme-linked immunosorbent assay is highly sensitive because it can detect very low antigen levels. It works by using an antigen-antibody interaction, then an enzyme-linked antibody turns a colorless substrate into a colored or fluorescent signal that a plate reader can measure. Different ELISA formats are used for different sample types and antibody setups. Indirect ELISA is...

elispot assay: detection of ifn-&#947; secreting splenocytes

elispot-assay-detection-of-ifn-secreting-splenocytes

ELISPOT Assay for Single-Cell Immune Detection

ELISPOT is a sensitive assay for detecting immune cells that release a specific protein. It is based on an ELISA, or enzyme-linked immunosorbent assay, but it shows single-cell responses as visible spots. The method was first described in 1983 by Czerkinsky to count B cell hybridomas that produce antigen-specific immunoglobulins. The assay was later adapted to measure cytokine-producing T lymphocytes. Because of that, ELISPOT is now a gold standard for measuring antigen-specific T cell...

immunohistochemistry and immunocytochemistry: tissue imaging via light microscopy

immunohistochemistry-immunocytochemistry-tissue-imaging-via-light

Antibody Staining of Tissue and Cells

Antibody staining of tissue and cells lets scientists see where a specific antigen is located. Immunohistochemistry, or IHC, uses thin tissue sections. Immunocytochemistry, or ICC, uses isolated cells or cells grown in culture. Both methods rely on antibodies that carry a chemical or fluorescent tag, such as peroxidase or rhodamine, so the target antigen can be detected under a light microscope. IHC keeps the structure of the whole tissue in place while the sample is stained. That makes it...

antibody generation: producing monoclonal antibodies using hybridomas

antibody-generation-producing-monoclonal-antibodies-using-hybridomas

Hybridoma Cell Culture for Monoclonal Antibodies

Hybridoma cell culture is used to produce monoclonal antibodies, or mAbs, with a known antigen specificity. Monoclonal antibodies come from a single clone of cells, so they recognize one target more precisely than polyclonal antibodies, which are a mixed group of antibodies against different antigenic determinants. That difference matters when similar molecules share epitopes, or antigen sites, that can confuse an antibody test. Polyclonal antisera can react with more than one related antigen.

immunofluorescence microscopy: immunofluorescence staining of paraffin-embedded tissue sections

immunofluorescence-microscopy-immunofluorescence-staining-paraffin

Fluorescent Antibody Staining of Tissue Slides

Fluorescent antibody staining lets scientists see specific proteins in thin tissue sections on glass slides. It is used to study normal tissue structure and to better understand how disease works. In many cases, the tissue comes from patient biopsies or from experimental in vivo models. The tissue is usually fixed in formalin or paraformaldehyde and embedded in paraffin wax before it is cut. This preservation method supports long-term storage and makes sectioning possible. A microtome is used...

confocal fluorescence microscopy: a technique to determine the localization of proteins in mouse fibroblasts

confocal-fluorescence-microscopy-technique-to-determine-localization

Confocal Microscopy for Protein Localization

Confocal fluorescence microscopy is used to show where proteins are located inside cells with better detail than wide-field epifluorescence microscopy. It improves image clarity by scanning the sample with lasers and using a pinhole to block out-of-focus light. This makes it easier to see whether a signal comes from the cell surface or from inside the cell. The method relies on fluorescence, which happens when a molecule absorbs light and then gives off a new photon. A fluorophore is a...

immunoprecipitation-based techniques: purification of endogenous proteins using agarose beads

immunoprecipitation-based-techniques-purification-endogenous-proteins

Protein Pull-Down with Antibodies and Beads

Immunoprecipitation uses antibodies and Protein A/G agarose beads to isolate a specific protein from a cell lysate. It is also called a pull-down assay. The term "immuno" refers to the antibody, and "precipitation" means pulling a substance out of solution. The target protein can be endogenous or recombinant. Recombinant proteins often carry epitope tags such as myc or flag, which makes purification easier because antibodies against these tags are usually strong and effective. Antibodies...

cell cycle analysis: assessing cd4 and cd8 t cell proliferation after stimulation using cfse staining and flow cytometry

cell-cycle-analysis-assessing-cd4-cd8-t-cell-proliferation-after

Tracking T Cell Division with CFSE and Flow Cytometry

Tracking T cell division with CFSE and flow cytometry shows how immune cells respond after stimulation. The cell cycle is a normal process of life. During it, a cell changes step by step and divides into two daughter cells. This happens throughout life when the body needs new cells for growth and repair. Cells that are not cycling are in the G0 phase, which means they are quiet. Once a cell enters the cycle, it moves through G1, S, G2, and M phases. G1 is a checkpoint for the resources needed...

adoptive cell transfer: introducing donor mouse splenocytes to a host mouse and assessing success via facs

adoptive-cell-transfer-introducing-donor-mouse-splenocytes-to-host

Tracking Transferred Mouse Splenocytes by FACS

Adoptive cell transfer is a method for moving cells into a host animal to study biology or help treat disease. Researchers can use it to follow cell movement and distribution, or to test how transferred cells behave in a mouse model. Tracking systems such as cell surface markers and CFSE staining can help show where the cells go after transfer. This approach has several uses in mouse studies. It can support cancer research by transferring specific cell populations as an experimental treatment...

assay for cell death: chromium release assay of cytotoxic ability

assay-for-cell-death-chromium-release-assay-of-cytotoxic-ability

Chromium Release Assay for Immune Cell Killing

The chromium release assay measures how well immune cells kill target cells in the lab. It is used to test the cytotoxic ability of T cells, NK cells, and other effector cells against infected cells or tumor cells. This assay works by labeling target cells with chromium-51, a radioactive tracer called Na2 51CrO4. The label quickly marks cellular proteins inside the target cells. When effector cells damage the target-cell membrane, the labeled proteins are released into the culture supernatant...

immunology

This collection covers many staple techniques of immunology labs, including the labeling and sorting of immune cells. It also demonstrates proliferation methods for immune cells and antibodies, as well as common assays for immune activity including ELISA. Finally, it demonstrates staining and imaging of immune tissue and cell samples.

Learn how flow cytometry and FACS separate B lymphocytes from splenic leukocytes using light scatter and fluorescent antibody labeling.

Sorting B Cells from Spleen with FACS

Description

Transcript