August 21st, 2012
Цистометрия является эффективным методом для оценки функции мочевого пузыря мелких животных В естественных условиях. Мочевой пузырь постоянно переплетаются со скоростью управляется через внутрипузырного катетер, в то время как мочеиспускательный канал остается свободным для мочеиспускания. Это позволяет для повторного наполнения и опорожнения мочевого пузыря, в то время как внутрипузырного давления и объема мочеиспускания записываются.
Целью данной процедуры является определение влияния химических соединений на функции накопления и опорожнения мочевого пузыря. Это достигается путем имплантации катетера в мочевой пузырь. После короткого восстановительного периода через катетер вводится контрольный раствор в течение 30 минут.
Поскольку внутрипузырное давление и объем мочеиспускания регистрируются в течение еще 30 минут, животному вводят интересующее его соединение. В конечном счете, полученные результаты могут показать, как раздражающие химические вещества также влияют на характер выделения с помощью анализа частоты выделения. Основное преимущество этой методики перед существующими методами, такими как регистрация сократительной способности изолированного мочевого пузыря, заключается в том, что функция этого органа может быть изучена в более физиологических условиях.
Например, сохраняется регуляторная деятельность центральной нервной системы. Визуальная демонстрация этого метода имеет решающее значение, поскольку этапы операции сложны для изучения, потому что существует ряд технических деталей и маневров, которые необходимо соблюдать, чтобы обеспечить успех эксперимента. Чтобы подготовить трубку, которую вы хотите имплантировать в мочевой пузырь, сначала отрежьте трубку PE 50 нужной длины и наденьте небольшой белый кусочек катетера 18 калибра поверх основного катетера.
Затем создайте небольшую манжету на конце, обжегши один конец трубки и промойте его физиологическим раствором, чтобы выпустить воздух. Теперь индуцируйте анестезию самке крысы в возрасте от 10 до 12 недель с помощью изофа фтора. После введения анестезии установите поддерживающий уровень изофтора.
Расположите животное на спине и наденьте маленькую маску для анестезии, сделанную из шприца объемом 10 куб. см. После бритья живота и дезинфекции дермы приступают к операции. Следующая операция проводится как на крысах, так и на мышах таким же образом.
Начните с выполнения лапаротомии нижней средней линии, чтобы обнажить мочевой пузырь. Далее начинается самая важная часть операции. Под операционным микроскопом поместите кисетной нитевой шов в купол мочевого пузыря с помощью нерассасывающегося моноволокна с шестью нулями.
Далее с помощью иглы выполняют небольшую цистостомию внутри кошельковой нити. Вставьте катетер PE 50 с манжетой через это отверстие. Более тонкие катетерные трубки, такие как PE 10, могут иметь более высокое и переменное сопротивление, поэтому они не рекомендуются.
Закрепите шнур кошелька вокруг трубки с помощью хирургического узла. Затем осторожно потяните катетер наружу, пока кончик манжеты не окажется непосредственно под швом. Кусок катетера 18 калибра проталкивается к шву для предотвращения подтекания.
Проверьте наличие утечек между катетером и мочевым пузырем. С помощью щадящего настоя солевого раствора. Затяните любые протечки дополнительными швами.
Теперь закройте мышцы живота с помощью монофиламентных нитей, оставив проход для катетера в верхней части разреза. Проведите туннель катетера в межлопаточную область с помощью полого металлического стержня, тем самым предотвратив прокусывание трубки животными. После операции металлический стержень следует поместить под кожу и над мышцами живота и тыльной мышцы.
Протолкните стержень через животное подкожно в межлопаточную область. Завершите операцию, закрыв мышцы живота и кожу нерассасывающимися монофиламентными швами. Сейчас очень важно проверить проницаемость и стабильность имплантированного катетера путем промывания его физиологическим раствором.
Раствор для инфузий должен выйти из мочевого пузыря, обжечь мочеиспускательный канал. После подкожного введения анальгетика закройте внешний конец катетера пластиковой пленкой и закрепите катетер на коже нижней части спины крысы. Наконец, дайте животному восстановиться в течение 30 минут.
Перед началом цитометрии убедитесь, что инструменты были правильно откалиброваны. Поместите крысу в метаболическую клетку над емкостью с маслом, которая находится на цифровых весах. Следующим шагом является подключение имплантированного катетера к трехстороннему крану с помощью заглушки для приманки.
Кран должен быть подключен к преобразователю давления и инфузионному насосу. Датчик давления далее подключается через усилитель к системе сбора данных, и компьютер, использующий общедоступное программное обеспечение, начинает контрольные измерения с запуска инфузионного насоса для введения физиологического раствора в мочевой пузырь. В течение 30-минутного периода метаболическая клетка подвешивается над цифровыми весами, которые используются для оценки объема мочеиспускания крысы.
Внутрипузырное давление регистрируется по мере наполнения и опорожнения мочевого пузыря. На следующем этапе препараты могут вводиться системно или внутрипузырно в течение еще 30 минут сбора данных. Когда эксперимент завершен, животное следует принести в жертву.
Типичный след давления у крысы показывает, что во время инфузии жидкости происходит медленное нарастание давления в мочевом пузыре до тех пор, пока не будет достигнут определенный порог. Затем мочевой пузырь сократится, и мочевой сфинктер раскроется, что позволит закапывающемуся раствору пройти через мочеиспускательный канал. Таким образом, мочевой пузырь опорожняется.
Сокращение прекратится, и давление снова упадет до базального уровня. Данные, собранные с помощью мыши, обладают теми же функциями. Цитометрия была использована для идентификации молекулярных мишеней горчичного масла или mo MO является высокореактивным соединением, которое уже давно используется в экспериментальных моделях воспаления и гипералгезии висцеральных органов, таких как мочевой пузырь.
Как и ожидалось, внутрипузырная инфузия 10 миллимолярного МО индуцировала сильное снижение сократительного интервала у мышей дикого типа. Любопытно, что мыши с дефицитом рецептора MO T RPA A имели результат, аналогичный диким типам в тех же условиях. Напротив, MO индуцировал гораздо более слабое изменение системных параметров у мышей с нокаутом TRP V one, чем у мышей дикого типа, двойные нокаут как TRPA one, так и TRP V one почти не реагировали на дозу Mmo.
Данные свидетельствуют о том, что TRP V one может играть ключевую роль в висцеральном раздражении, вызванном mo. Средняя частота мгновенного мочеиспускания до и во время внутрипузырной инфузии МО подтверждает эти данные. Средняя частота показана относительно инфузии физраствора.
Во время этой процедуры важно убедиться, что катетер остается прочно прикрепленным к мочевому пузырю, чтобы не было утечки раствора в брюшную полость. После просмотра этого видео следует хорошо понимать, как измерять внутрипузырное давление, что влечет за собой имплантацию катетера в мочевой пузырь и помещение бодрствующих или обезболенных животных в стадию цитометрии под контролируемым обилием мочевого пузыря.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Цистометрией называют методику, используемую для оценки функции мочевого пузыря у малых животных in vivo путем измерения внутрипузырного давления и объема мочи. Этот метод позволяет исследовать наполнение и опустошение мочевого пузыря в физиологических условиях.
Cystometry in small rodents enables mechanistic de-risking of bladder chemosensation pathways by quantifying intravesical pressure and voided volume under controlled perfusion. This approach supports target validation in preclinical models by linking chemical stimuli to functional voiding outputs, improving predictive confidence for neurogenic bladder and overactive bladder indications. The technique bridges discovery biology with translational relevance by preserving autonomic regulation absent in isolated tissue assays.
Cystometry integrates into the discovery continuum from target hypothesis testing through lead identification to preclinical validation by providing physiological readouts of bladder storage and voiding functions.