Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Fare Kan Gemilerinin Yüz Yüzey Hazırlığı

21.7K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/55460

⸱

19 Mayıs 2017

 ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Division of Internal Medicine, University of Texas MD Anderson Cancer Center, 2Department of Radiation Oncology, University of Texas MD Anderson Cancer Center

Bu makalede

Özet

Fare karotid arteri ve aortanın yüz öncesi hazırlıkları yapmak için bir prosedür anlatılmıştır. Bu preparatlar, immünofloresan olarak spesifik antikorlarla boyandığında, konfokal mikroskopi ile proteinlerin lokalizasyonu ve tüm vasküler duvar içindeki hücre tiplerinin tanımlanmasını sağlar.

Özet

Parafin gömülü dokuların bölümleri doku histolojisini ve histopatolojiyi incelemek için rutin olarak kullanılır. Bununla birlikte, bu tür bölümlerden üç boyutlu doku morfolojisinin ne olduğunu belirlemek zordur. Buna ek olarak, incelenen dokuların kesitleri, devam eden çalışmanın amacı için gerekli doku içindeki bölgeyi içermeyebilir. Bu ikinci sınırlama, damar lezyonlarının fokalize bir şekilde gelişmesi nedeniyle kan damarlarının histopatolojik çalışmalarını engellemektedir. Bu, kan damarı duvarının geniş bir alanını, yüzeyinden derin bölgelerine kadar araştırmamızı sağlayan bir yöntem gerektirir. Kan dolaşımlarının tümüne monte edilmek üzere hazırlanması bu gereksinimi karşılar. Bu makalede, fare aortu ve karotis arterinin yüz hazırlıklarının nasıl yapılacağını ve konfokal mikroskopi ve diğer floresan bazlı görüntüleme türleri için immünofloresan olarak lekelenmelerini göstereceğiz.

Giriş

Işık mikroskopisi ile yapılan histopatolojik çalışmalar için biyolojik dokuların üç boyutlu parçaları düzenli olarak parafin yerleştirilmesi için işlenir ve bunu bölümleme ve boyama izler. Parafinle gömülmüş olan bir doku örneği üç boyutta da birkaç milimetre olabilir. Bununla birlikte, ışık mikroskopisi amacıyla, ışığın geçebileceği ve daha sonra ince bölümün görüntüleme için yeterli kontrast sağlayacak şekilde lekelenmesi için ilk kesit verilmelidir. Kesit örnekleri genelde kalınlığı 5-10 μm olduğundan, her seferinde iki boyutta tüm numunenin çok küçük bir fraksiyonu görülebilir. Sıralı bölümler toplamak ve her bölümü tek tek görüntülemenin ardından 3D görüntülerin bilgisayar destekli yeniden yapılandırılması yapmak mümkündür, ancak bu gerçekten sıkıcı bir iştir. Kan damarlarının histopatolojisi, özellikle ateroskleroz patogenezinin incelenmesi için benzersiz problemler bulunmaktadır. Ateroskleroz gelişen fokalize bir hastalıktırKan akımının bozulduğu yerlerde lokal olarak. Dahası, hastalık, intima içinde, endotel hücrelerinin tek katmanı ve hücre artı matrisinden oluşan ince bir dokuda, büyük arterlerde başlatılır. Bu nedenlerden dolayı, lezyonun kesilmesini kolaylıkla kaçırabileceği için, kesit kan damarları kullanarak erken lezyonları bulmak ve incelemek bir zorluktur. Bir bölüm hastalıklı bir alanı içerse bile, medyada ve adventitide endotel hücreleri ve diğer vasküler duvar hücreleri içeren sadece 5-10 μm'lik bir bölüm göreceksiniz.

Bütün yüzeye monte edilmiş preparatlar (fäs olarak telaffuz edilir) hazırlıkları, aort kökünden genel iliyak arterlere kadar tüm aort gibi kan damarı yüzeyinin geniş bir alanını araştırmamızı sağlar. Spesifik antikorlarla ve diğer spesifik problarla lekelenen böyle bir örneği kullanarak, lezyonların yerini ve aynı zamanda endotel hücrelerinde çeşitli moleküler olayların meydana geldiği noktaları kesin olarak belirleyebilirLokalizasyonu ve proteinlerin post-translasyonel modifikasyonlarındaki değişiklikler gibi aterogenezis. Aterojenezi incelemenin yanı sıra, yüz yüze yapılan preparatlarda gözlemlenen endotel hücre şekli, bölgesel zaman ortalamalı kan akış modelinin bir göstergesi olarak kullanılır. Bu veriler, in situ endotel hücrelerinin mekanik işaretlenmesinin incelenmesi için önemlidir. Bu amaçla, rutin histolojik kesitsel kan damarları yararlı değildir. Dolayısıyla, damar tıbbı ve biyolojisi için, damar yüzeyinin geniş bir alanının yanı sıra teknenin daha derin yüzey altı alanlarını gözlemlemenize olanak sağlayan, kan damarlarının yüz yüze hazırlıkları yapmak için bir teknik edinmek için özellikle önemlidir.

Jelev ve Surchev 1 tarafından gözden geçirildiğinde, vasküler biyologlar, kan damarlarının yüzeyi gözlemlemek için çeşitli yöntemler geliştirmiştir. Bazı ustaca yöntemler 1940'larda ve 1950'lerde geliştirildi. Bu yöntemleri kullanarak, Kan damarlarının iç yüzeyini çizen endotel hücrelerinin temel organizasyonunu inceleyebilme yeteneği. Bununla birlikte, bu yüzey preparatlarının hazırlanma şekli (Hautchen yöntemi 2 , 3 , 4 olarak adlandırılan veya kap yüzeyinden 5 soyulması) ve numunenin lekelenme şekli nedeniyle kesintisiz morfolojik Damar yüzeyinden kan damarı duvarının daha derin bölgelerine bilgi. İmmünofloresan boyayla birleştirilen tüm yüzeye bakan gemi hazırlığı sadece endotel hücresi morfolojisi ve protein ekspresyonu ve lokalizasyonu bu hücrelerde değil, aynı zamanda bu tür çalışmaları damar duvarının subendotel bölgesine de genişletmemizi sağladı. Erken yapılan çalışmalar, immünfüzesensif olarak lekelenmiş kan damarı yüzey preparatlarını kullanarak 1980'li yıllarda ortaya çıkmaya başladı 6 ,F "> 7. Lazer tarama konfokal mikroskobu ve son zamanlarda çok ışıklı mikroskopi ile birlikte, canlı fotosentez lekeli yüz gemi örneklerinde kan damarı duvar yapısının net görüntüleri ve canlı hayvanlardaki vasküler ağ görüntüleri elde edilebilir 8 , 9 , 10 , 11. Bu bilgisayar tabanlı görüntüleme teknikleri odak içi optik kesitli görüntüler oluşturur ve bu görüntüleri bir araya getirerek damar duvarının ve dokulardaki vasküler ağın yeniden yapılandırılmış 3D görüntüsünü elde edebilirsiniz. Yeniden yapılandırılmış görüntünün 12 , 13 Z-ekseni boyunca yapılmış bir bölüm görüntüleri üretebilir.

Bu yazıda, immünofloresan boyama için fare aortu ve karotis arterinin yüz preparatlarının hazırlanması için bir yöntem gösterilecektir. Yüzü hazırlıklarBu kaplar deneysel olarak manipüle edildikten sonra bile yapılabilir. Örneğin, bir karotis arteri kısmen bağlanabilir ve daha sonra böyle bir ameliyattan sonra bir yüz hazırlığı yapılabilir. Bu nedenle, bu makalede karotis atardamarında kısmi ligasyon yapmayı da anlatacağız. Sıçanlar, tavşanlar ve insanlar gibi daha büyük hayvanlardan benzer preparatlar yapmakla karşılaştırıldığında, fare kapları boyutları küçüktür ve daha kırılgandır, bu nedenle damarların cerrahi yalıtımı sırasında ele alınması ve antikor boyama ve mikroskopisi için hazırlanması için ek bakım gerektirir. Genetik modifikasyon için en yaygın kullanılan hayvan modeli fare olduğundan, birçok araştırmacı için fare damarlarına zarar vermeksizin onları ele alması kritik hale gelir. Bu yazıda, fare aortu ve karotis atardamarının yüz hazırlıkları yaparken fare kan damarlarının nasıl işleneceğini anlatacağız. Gösterim amacıyla, vahşi tip C57 / b6 fareler kullanacağız.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Fare parsiyel karotid arter ligasyonu ve fare aortu ve karotid arteri izolasyon için izole etme protokolleri, Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi (IBT 2014-9231) tarafından onaylanmıştır.

1. Sol Kısmi Karotid Arter Ligasyonu

  1. Masaya 12 inç x 14 inçlik bir ısıtma yastığı yerleştirerek cerrahi alanı hazırlayın ve ped ve masa üstünü büyük, temiz bir cerrahi örtüyle örtün. Bom standının kolunu, stereomikroskopun görüş alanının ısıtma pedinin orta alanında olacak şekilde ayarlayın.
  2. Masadaki ısıtma pedini açın ve 3 ayar kontrol düğmesini orta dereceli ısı seviyesine ayarlayın. Bu sıcaklık ayarında, cerrahi yüzeyin yüzeyi (bkz 1.6.1) 38-40 ° C olacaktır.
    1. Temiz bir kafesi başka bir ısıtma yastığı üzerine yerleştirin. Isıtma pedini yukarıdaki gibi açın. Bu kafes ameliyattan sonra iyileşme için kullanılır (bkz. 1.16) ve mahfaza.
  3. Ameliyat masasında iris makası (1 çifti), doku forsepsi (1 çifti), süper kavrama forsepsi (2 çift), yaylı makas (1 çifti), künt retraktör (1 çift, 2.5 mm genişliğinde) içeren otoklavlanmış bir sterilizasyon kese yerleştirin. , Iğne tutacağı (1), sterilize 6-0 ipek dikiş, pamuk uçlu aplikatörler, mini pamuk uçlu aplikatörler, cerrahi örtüler ve 2 "x 2" gazlı bez süngerleri. Ayrıca,% 70 etanol içeren bir sıkıştırma şişesi yerleştirin ve diğeri cerrahi masaya chlorhexidine cerrahi scrubon yerleştirin.
  4. Bir fare tartın. Vücut ağırlığı ameliyattan hemen önce verilecek uygun analjezi miktarını belirlemek için gereklidir.
  5. İndüksiyon odasına bir fare yerleştirin.
  6. İndüksiyon odasında fare anestezisi için oksijen tankı ve anestetik vaporizer açın. İzofluran seviyesini% 2'de muhafaza edin. Fare hareket etmeden önce 3-5 dakika sürer.
    1. Fare aneste ikenCerrahi bir yüzey oluşturmak için stereomikroskopun altına steril cerrahi örtüyü (24 inç x 24 inç) daha küçük bir parça yerleştirin. Ardından, draje yüzeyinde bir akrilik cerrahi tahtası (% 70 alkol ile temizlenmiş) yerleştirin. Cerrahi kurul, bu nedenle ısıtma yastığı üzerinde olmalı, ancak iki kat cerrahi örtü ile ayrılmalıdır.
  7. Fare indüksiyon hücresinde hareket etmeyi bıraktığında fareyi cerrahi öncesi hazırlık alanına aktarın ve burnunu buharlaştırıcıya (% 2 izofluran) bağlı olan burun konisine yerleştirin. Elektrikli düzeltici veya saç temizleyici losyon kullanarak servikal bölge çevresindeki saçları alın. Saç kaldırma losyonunu öneriyoruz çünkü bu yöntem cerrahi alanın tamamen çıkarılması zor gevşek saç parçaları üretmeyecektir.
  8. Burun konisi yerinde olduğunda fareyi cerrahi tahtaya getirin.
    1. Sağ ve sol ayak pedallarını cerrahi masaya bantlayın. Her iki arka ayakları da sıkıştırınOrada fare sağ tarafında. Bu, fare gövdesinin hafif bir şekilde dönmesine ve böylece farenin boyun bölgesinin sol tarafının ameliyat için daha iyi konumlandırılmasına neden olur.
  9. İnsizyon alanını% 70 alkol, klorheksidin cerrahi fırçalamayla ve tekrar% 70 alkol ile dezenfekte edin. Fare, servikal insizyon bölgesi haricinde sterilize cerrahi bir örtüyle örtün.
  10. Fare tamamen parlatılmış olduğunu doğrulayın ve intraperitoneal veya subkütan enjeksiyon yoluyla analjezi (Caprofen 3-5 mg / kg) verin.
  11. Diseksiyon mikroskopu altında, neşter veya iris makası kullanarak servikal bölge çevresinde ventral orta hat kesisi yapın.
    NOT: Makas kullanıyoruz, çünkü stereomikroskopun çalışma mesafesi sınırlıdır, bu da bir neşterin kullanılmasını zorlaştırır.
  12. Sol karotis arterini (LCCA) bir kenara iterek ve kan damarlarını örten tükürük bezlerini a'nın sol tarafına yerleştirerek maruz bırakınNimal.
  13. Cerrahi sahadaki tüm kan damarlarını tanımlayın ( Şekil 1 ). LCCA, sol internal karotid artere (ICA) ve sol harici karotid artere (ECA) bifurkat oluşturur. Yüzeysel tiroid arteri (STA) medialde ECA'dan kaynaklanır. Oksipital arter (OA) genellikle ECA'dan kaynaklanır, ancak bazı farelerde ICA'dan kaynaklanır.
  14. Sterilize edilmiş 6-0 ipek dikiş kullanarak OA haricindeki tüm arter dallarını ligate edin. Bunu başarmak için, aşağıdaki iki bağlantıyı yapın.
    1. Sol internal karotid arterin (ICA) çevresindeki ve altındaki bağ dokusunu hafifçe çıkarın. Forseplerle önceden kesilmiş 6-0 ipek sütürden (~ 2.5 cm) bir parça alın ve atardamarın altına geçirin. Başka bir forseps kullanarak, dikişin kabaca 1/3 boyunu çekin ve arteri bağlayın.
    2. Sol dış karotis atardamarının (ECA) çevresindeki bağ dokusunu yukarıda açıklanan şekilde çıkarın ve sol üst tiroya yakın bir ligasyon yapınD arteri (STA) ( Şekil 1 ). Cerrahi alan içerisinde sinir liflerine zarar vermemek için dikkatli olun.
  15. Bu ligasyon yapıldığında tükürük bezlerini orijinal pozisyonuna getirin ve 2-3 damla steril salin yerleştirerek cerrahi alanı hidratlayın. 6-0 kaplamalı vicry sütürleri kullanarak cildi kapatın.
  16. Ameliyattan sonra, fareyi önceden ısıtılmış kafese yerleştirin (1.2.1'e bakın). Fare 5 dakika içinde uyanmalı ve dolaşmaya başlanmalıdır. Farenin normal bir şekilde davrandığını teyit ettikten sonra kafes hayvan barınak odasına getirilir.
  17. Kurtarmanın ilk 3 günü boyunca her gün fare takın. Deney, deney protokolünün gerektirdiği çeşitli koşullar altında gerektirdiği sürece fare tutulabilir. En yüz hazırlıkları ameliyattan sonra herhangi bir zamanda yapılabilir.

2. En Yüz İmmünolojik Boyama

  1. Solunum aşırı doz ile CO 2 ile bir fare Euthanize.
  2. Fare, sırtüstü (karın tarafındaki yukarı) bir diseksiyon tahtasına bantlayın.
  3. Karın boşluğunu, iris makas kullanarak orta hat insizyonu yaparak maruz bırakın.
  4. Kaburgaları göğüs kafesine lateral olarak keserek göğüs boşluğunu açın.
  5. Kan boşaltmak için vena kava içine bir leke sokun veya femoral arterden birini kesin.
  6. Sol ventrikülün tepesine bir yerçekimi perfüzyon düzeneğine (120 cm su basıncı) tutturulmuş bir 26 G iğne takın ve kan dolaşım sistemini, heparin (40 U / mL) ihtiva eden salin solüsyonu ile saflaştırın. Kesikten akan salin temizleninceye kadar perfüzyona devam edin.
  7. PBS (fosfat tamponlu salin) içinde% 4 paraformaldehit içeren fiksasyon solüsyonundan perfüzyon sistemini tuzlu sudan değiştirin ve 5 dakika daha perfüzyona devam edin.
  8. Künt uçlu makas ve forseps kullanarak aorta ve sol ve sağ karotis arterlerini toplayın ve buz üzerinde fiksatif içeren 50 mL'lik bir konik tüp içine yerleştirin.
  9. Gazı, bir diseksiyon mikroskopu altında PBS içeren bir Petri kabına aktarın ve aorta ve karotid arterlere bağlı yağ ve bağ dokularını dikkatli bir şekilde çıkarın. Aort ve karotid arterleri uzunlamasına bölün ve bölün ve endoteli ortaya çıkarın ( Şekil 2 ).
  10. Her gemi, ayrı ayrı 0.5 mL permeabilize edici bir solüsyon (PBS içerisinde% 0.1 Triton X-100) ihtiva eden 12 oyuklu bir plakanın bir oyuğuna ayrı ayrı aktarın. Oda sıcaklığında (RT) sallanarak kan damarlarını 10 dakika boyunca geçirir.
  11. PBS ile kısa bir yıkayın.
  12. Özgül olmayan antikor bağlanma bölgelerini bloke etmek için, ikincil antikorların yapıldığı hayvan türlerinden% 10 normal serumda kan damarlarını TTBS'de (% 2.5 Tween 20 ile Tris tamponlu salin (TBS)) 30 dakika boyunca RT'de sallanır.
  13. Gemileri, bir gece boyunca 4 ° C'de sallanan,% 10 normal serum ile TTBS'de uygun şekilde seyreltilmiş birincil antikorlarla inkübe edin. SeviyeHer bir antikor için seyreltme miktarı belirlenmelidir.
  14. Aşağıdaki kontrol lekelerini uygulayın.
    1. Gemileri birincil bir antikor yerine TTBS ile kuluçkalayın ve bunu takiben ikincil bir antikor ile inkübe edin.
    2. Gemileri, birincil antikorların yapıldığı aynı hayvanın (bağışık olmayan) (veya immün öncesi olmadan) serum veya Ig içeren TTBS ile inkübe edin, bunu takiben ikincil bir antikor ile kuluçkalayın.
    3. İkincil bir antikor ile inkubasyonu atlayın. Bu kontrol numuneleri, spesifik antikorlarla boyama yapıldığında aynı şekilde ve aynı zamanda ele alınmalıdır.
  15. Kan damarlarını 3 kez TTBS ile 10 dakika boyunca oda sıcaklığında sallanırken yıkayın.
  16. Oda sıcaklığında sallanan 1 saat süreyle% 10 normal serum (yukarıda açıklandığı gibi) ile TTBS içinde uygun şekilde seyreltilmiş flüoresan etiketli sekonder antikorlar ile inkübe edin. DAPI (4 ', 6-diamidino-2-fenilindol) ile nükleer boyama, aynı andaBu aşamada, H20 içinde 5 mg / mL DAPI içeren bir DAPI stok solüsyonunun hacimce 1 / 5,000 oranında ilave edilmesi.
  17. RT'de sallanan her biri için 3 kez TTBS ile 10 dakika yıkayın.
  18. PBS'de kısaca durulayın.
  19. Bir damla anti-solma reaktifini bir kapak camına (22 mm x 50 mm) yerleştirin ve endotelin aşağı bakacak şekilde kapak camının üzerine bir kan damlası yerleştirin.
  20. Kabarcıkları yakalamaktan kaçınırken, kan damlasına bir slayt camı (22 mm x 75 mm) yerleştirin.
  21. Slayt, temiz bir laboratuar silin ( örneğin Kimwipe) üzerine yerleştirin ve slayt laboratuar silin iki parça ile örtün. Yüz kan damarı örneğini düzleştirmek için hafifçe 3.5 kg ağırlığa ( örn . Kalın bir kitapta bir şişe su kullanın) en fazla 5 dakika slayt üzerine koyun.
  22. Ağırlığı alın ve lamelin etrafından gelen aşırı çözümü silin.
  23. Lambadanın dört köşesine tırnak cilası uygulayın, slaytları bir slayt kutusuna yerleştirin, lamel yüzü yukarı gelecek ve RT'de karanlıkta saklayın.(Veya 4 ° C) gece boyunca. Bu işlem dokuyu daha da düzleştirir ve yüksek büyütmede mikroskopi yapmayı kolaylaştırır.
  24. Lamel tamamen oje ile mühürleyin.
  25. Tırnak cilası kuruduktan sonra mikroskopla inceleme yapın.
  26. Gerekirse, slaytları -20 ° C'de saklayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Endotelin tipik bir yüz yüze immünofloresans görüntüsü Şekil 3'te gösterilmektedir. Bu görüntü, interkostal arterin (büyük koyu yumurta biçimli alanın) açılması yakınında alınan fare aortunun tek bir optik bölümünü göstermektedir. Aorta, anti-VE-kadherin (yeşil) ve anti-VCAM-1 (vasküler hücre adezyon molekülü-1) (kırmızı) ile çift boyandı. Her endotel hücre, adherens kavşağında yeşil bir çizgisel lekelenme ile özetlenir. Numunenin ufak düzgünsüzlüğü nedeniyle, bazı a...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Fare kan damarlarını tutarken, endotelin kırılgan olduğunu ve aşırı mekanik kuvvetin endotel hücrelerine zarar vereceğini unutmamak önemlidir. Örneğin, damar çok güçlü bir şekilde perfüze edildiğinde endotel hücreleri damar duvarından kopar veya ayrılır; vaskülatür elle çalıştırılan bir şırınga ile perfüze edildiğinde kolayca olabilir.

Sabit perfüzyon basıncını elde etmek için, 120 cm su sütunu basıncına sahip bir yerçekimi perfüzyon sistemi kullanırız. Bir fare ortalama gerilme farkı 130 il...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Teşekkürler

Yazarların araştırma faaliyetleri Ulusal Sağlık Enstitüsünden Dr. Abe'ye (HL-130193, HL-123346, HL-118462, HL-108551) hibelerle desteklenmektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 0.9 Sodyum Klorür enjeksiyon çözeltisi USP 500 mL torbaFisher ScientificNC9788429
12 oyuklu plakalarFisher Scientific12556005
6-0 kaplamalı vicryl sütürEthiconJ833G
AF488 keçi sıçan önleyici IgG ve nbsp;Yaşam TeknolojileriA11006
AF546 keçi anti-tavşan IgG & nbsp;Yaşam TeknolojileriA11035
Anti-CD144 (Ve-Cad)BD BiosciencesBD555289
Anti-VCAM-1 (H-276) Tavşan poliklonal IgGSanta Cruze BiyoteknolojiSc-8304
Aoto Akış SistemiBraintree ScientificEZ-AF9000
Otoklav Sargısı. 24 inç x 24 inçCardinal Health4024
Künt ekartörler, 2,5 mm genişliğindeGüzel Bilim Aletleri18200-10
Caprofen (Rimadyl) zoetisNADA # 141-199
Klorheksidin Ovma, 2%Med-Vet InternationalRXCHLOR2-PC
Curity gazlı bez süngerler 2 x 2Kardinal SağlıkKC2146
Elektrikli ısıtma yastığı, 12 x 14Fisher ScientificNC0667724
Ekstra İnce Graefe ForsepsGüzel Bilim Araçları11152-10
İris MakasıGüzel Bilim Araçları14090-11
Mikro kapak camı 22 mm x 50 mmVWR48393059
Mikroskop SlaytlarıFisher Scientific12-550-18
normal keçi serumuEquitech-BioGS05
Paraformaldehit Çözeltisi PBSSanta Cruze BiyoteknolojiSC-281692'de
Petri kapları 100 mm x 15 mmFisher BilimselFB0875713
Life TechnologiesP-36935çubukları ile Altın Antifade mountant'ı
VWR10806-005
Püriten Mini pamuk uçlu aplikatörlerVWR82004-050
Yuvarlak saplı İğne TutucuGüzel Bilim Araçları12076-12
İpek Sütür 6/0Güzel Bilimler Araçlar18020-60
Yaylı makasROBOZRS-5601
Şaşılık MakasıGüzel Bilim Araçları14075-09
Süper Kavrama ForsepsGüzel Bilim Araçları00649-11
Şeffaf PansumanKardinal SağlıkTD-26C
Triton X-1000Fisher ScientificAC327371000
%4DAPI Püriten cortton uzatın

Kaynaklar

  1. Jelev, L., Surchev, L. A novel simple technique for en face endothelial observations using water-soluble media -'thinned-wall' preparations. J Anat. 212 (2), 192-197 (2008).
  2. Neill, J. F. The effect on venous endothelium of alterations in blood flow through the vessels in vein walls, and the possible relation to thrombosis. Ann Surg. 126 (3), 270-288 (1947).
  3. Rogers, K. A., Kalnins, V. I. A method for examining the endothelial cytoskeleton in situ using immunofluorescence. J Histochem Cytochem. 11 (11), 1317-1320 (1983).
  4. Poole, J. C. F., Sanders, A. G., Florey, H. W. The regeneration of aortic endothelium. J Pathol Bacteriol. 75, 133-143 (1958).
  5. Sade, R. M., Folkman, J. En face stripping of vascular endothelium. Microvasc Res. 4, 77-80 (1972).
  6. White, G. E., Gimbrone, M. A. Jr, Fujiwara, K. Factors influencing the expression of stress fibers in vascular endothelial cells in situ. J Cell Biol. 97 (2), 416-424 (1983).
  7. Kim, D. W., Gotlieb, A. I., Langille, B. L. In vivo modulation of endothelial F-actin microfilaments by experimental alterations in shear stress. Arteriosclero. 9, 439-445 (1989).
  8. Haka, A., Potteaux, S., Fraser, H., Randolph, G., Maxfield, F. Quantitative analysis of monocyte subpopulations in murine atherosclerotic plaques by multiphoton microscopy. Plos ONE. 7 (9), 244823e(2012).
  9. Chèvre, R., et al. High-Resolution imaging of intravascular atherogenic inflammation in live mice. Circ Res. 114, 770-779 (2014).
  10. Heo, K. -S., et al. Disturbed flow-activated p90RSK kinase accelerates atherosclerosis by inhibiting SENP2 function. J Clin Invest. 125 (3), 1299-1310 (2015).
  11. Le, N. -T., et al. A crucial role for p90RSK-mediated reduction of ERK5 transcriptional activity in endothelial dysfunction and atherosclerosis. Circ. 127, 486-499 (2013).
  12. Kano, Y., Katoh, K., Masuda, M., Fujiwara, K. Macromolecular composition of stress fiber-plasma membrane attachment sites in endothelial cells in situ. Circ Res. 79, 1000-1006 (1996).
  13. Nigro, P., et al. Cyclophilin A is an inflammatory mediator that promotes atherosclerosis in apolipoprotein E-dependent mice. J Exp Med. 208 (1), 53-66 (2011).
  14. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. Am J Hypertens. 14 (5), 405-408 (2001).
  15. Jinguji, Y., Fujiwara, K. Stress fiber dependent axial organization of fibronectin fibrils in the basal lamina of the chick and mesenteric artery. Endothelium. 2, 35-47 (1994).
  16. Neckel, P. H., Mattheus, U., Hirt, B., Lust, L., Mack, A. F. Large-scale tissue clearing (PACT): Technical evaluations and new perspectives in immunofluorescence, histology, and ultrastructure. Sci Rep. 6, 34331(2016).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Fare AortuKarotis Arterlemesiİmmünofloresan BoyamaKonfokal MikroskopiKan Damarı DuvarıEndotelyal HücrelerPermeabilizasyon SolüsyonuPrimer AntikorlarSekonder Antikorlar
Fare Kan Gemilerinin Yüz Yüzey Hazırlığı
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.