Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

CAR-T hücrelerinde GM-CSF ' ı Knock Out için CRISPR/Cas9 kullanma

10.4K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/59629

⸱

22 Temmuz 2019

 ,  ,  , 
1Mayo Clinic Medical Scientist Training Program, Mayo Clinic College of Medicine and Science, 2Department of Immunology, Mayo Clinic, 3Division of Hematology, Mayo Clinic

Bu makalede

Özet

Burada, bir CRISPR/Cas9 sistemi üzerinden araç-T hücrelerini genetik olarak düzenlemek için bir protokol sunuyoruz.

Özet

Chimerik antijen reseptör T (CAR-T) hücre tedavisi, kanser için bir kesme kenarı ve potansiyel olarak devrimci yeni tedavi seçeneğidir. Ancak, kanser tedavisinde yaygın kullanımı için önemli sınırlamalar vardır. Bu sınırlamalar, sitokin serbest bırakma Sendromu (CRS) ve nörotoksisite (NT) ve sınırlı genişleme, efektör fonksiyonları ve katı tümörlerde anti-tümör aktivitesi gibi benzersiz toksisitelerin gelişmesini içerir. Bir strateji Car-t etkinliğini artırmak için ve/veya CAR-t hücrelerinin kontrol toksisiteleri Car-t hücre üretimi sırasında kendilerini CAR-k hücrelerinin genomu düzenlemek için. Burada, araç-T hücrelerinde CRISPR/Cas9 gen düzenlemenin, granülocayt makrophaj kolonisi uyarıcı faktörüne (GM-CSF) ve Cas9 için bir kılavuz RNA içeren bir lentiviral yapı ile dönüştürücü yoluyla kullanımını tarif ediyoruz. Örnek olarak, biz GM-CSF CRISPR/Cas9 aracılı nakavt açıklanmaktadır. Biz bu GM-CSFk/o Car-t hücrelerinin etkili daha az GM-CSF kritik T hücre fonksiyonu koruyarak ve gelişmiş anti-tümör aktivite içinde vivo VAHŞI tip Car-T hücrelere kıyasla sonuç ürettiğimiz göstermiştir.

Giriş

Chimerik antijen reseptör T (CAR-T) hücre tedavisi kanser tedavisinde büyük söz sergiler. 1 , CD19 (CART19) hedefleyen 2 adet Car-T hücre terapisi, son zamanlarda Birleşik belirtilen ve Avrupa 'da çok merkezli klinik çalışmalarda çarpıcı sonuçlar gösterdikten sonra B hücreli malignite kullanımı için onaylanmıştır. 3 ' ü , 4 , CAR-T hücrelerinin daha yaygın kullanımına yönelik 5 bariyer, katı tümörlerde ve sitokin serbest bırakma Sendromu (CRS) ve NÖROTOKSISITE (NT) dahil olmak üzere ilişkili toksisitelerde sınırlıdır. 3 ' ü , 5 , 6 , 7 , 8 , 9 Car-t hücre tedavisinin terapötik indeksi geliştirmek için, çinko parmak nükrenler gibi genom mühendislik araçları, Talens, ve CRıNPR daha az toksik veya daha etkili Car-t hücreleri oluşturmak için bir GIRIŞIM daha Car-t hücreleri değiştirmek için kullanılmaktadır. 10 ' dan fazla , 11 ' i

Bu yazıda, CRISPR/Cas9 düzenlenmiş CAR-T hücrelerini oluşturmak için bir yöntem açıklanmaktadır. Bu yöntemin spesifik amacı, daha az toksik veya daha etkili CAR-T hücreleri oluşturmak için CRISPR/Cas9 üzerinden CAR-t hücre üretimi sırasında araç-T hücrelerini genetik olarak değiştirmenizi sağlamaktır. Bu metodolojisi geliştirmek için mantık, Car-t hücre tedavisinin terapötik penceresini artırmak ve uygulama genişletmek için yeni stratejiler için acil bir ihtiyaç gösterir CAR-T hücre tedavisinin klinik deneyiminden öğrenilen dersler üzerine kurulmuştur diğer tümörler ve klinik girmeye başladı CAR-T hücrelerin birden fazla değişiklik sağlayan sentetik biyoloji son gelişmeler tarafından desteklenmektedir. Çeşitli genom mühendislik araçları geliştirilmiştir ve çinko parmak nükler, TALENs ve JıSPR gibi farklı ayarlarla uygulandığında, metodolojimiz CAR-T hücrelerinin CRISPR/Cas9 modifikasyonu açıklanmaktadır. 10 ' dan fazla , 11 Crispr/Cas9, yabancı DNA 'yı ortadan kaldırmak IÇIN tasarlanan RNA bazlı bir bakteriyel savunma mekanizmasıdır. CRıSPR, bir kılavuz RNA (gRNA) aracılığıyla tanımlanan bir hedef sırasını ayırmak için endonükleazları kullanır. CAR-T hücrelerinin CRıNPR düzenleme diğer genom mühendislik araçları üzerinde çeşitli avantajlar sunar. Bu, gRNA dizisinin hassasiyetini, faiz geni, yüksek gen düzenleme verimliliği ve birden fazla gRNAs aynı anda kullanılabilir olduğundan birden çok geni hedefleme yeteneğini hedefleyen bir gRNA tasarlamak için basitlik içerir.

Özellikle burada açıklanan yöntemlerle, bir Lentivirus kodlama CRıPR Kılavuzu RNA ve Cas9 T hücrelerinin araba dönüştürücü sırasında bir geni bozmak için kullanılır. CAR-T hücrelerini düzenlemek için uygun bir tekniği seçerken, burada açıklanan tekniği araştırma notu CAR-T hücreleri oluşturmak için etkili bir mekanizma olduğunu öneririz, ancak genom içine Cas9 kalıcı entegrasyonu uzun vadeli etkisi bilinmiyor, biz Konsept araştırma notu CAR-T hücrelerinin kanıtı geliştirmek için bu metodoloji önermek ama iyi üretim uygulama notu CAR-T hücreleri üretmek için değil.

Özellikle, burada granülosit makrofaj koloni uyarıcı faktör (GM-CSF) nakavt Car-T hücreleri insan CD19 hedefleyen nesil açıklanmaktadır. Bu CAR-T hücreleri lentiviral parçacıklar GM-CSF (gen adı CSF2) ve Cas9 özel bir kılavuz RNA kodlama ile dönüştürücü tarafından oluşturuldu. Daha önce GM-CSF nötralizasyonu bir xenograft modelinde CRS ve NT iyileştirir bulundu. 12 GM-CSFk/o Car-t hücreleri GM-CSF üretim sürecinde inhibisyonu IÇIN izin, etkili GM-CSF üretimini azaltarak ise Car-t hücre anti-tümör aktivitesi ve hayatta kalma IÇINDE vivo wildtype Car-t hücrelere kıyasla artırır. 12 böylece, burada Crispr/CAS9 düzenlenmiş Car-T hücreleri oluşturmak için bir metodoloji sunuyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu protokol Mayo Clinic 'in kurumsal Inceleme Kurulu (ıRB) ve kurumsal Biyogüvenlik Komitesi (ıBC) yönergelerini takip eder.

1. CART19 hücre üretimi

  1. T hücresi yalıtımı, stimülasyon ve ex-vivo kültürü
    1. Uygun kişisel koruyucu ekipman kullanarak bir hücre kültürü kaputu tüm hücre kültürü çalışmalarını gerçekleştirin. Periferik kan mononükleer hücreleri hasat (pbmcs) bu pbmcs uygun bir kaynak olduğu bilinmektedir gibi Aferez sırasında toplanan de-teşhis normal donör kan konileri.13
    2. PBMCs yalıtmak için, bir 50 mL yoğunluk degrade ayırma tüpü bir yoğunluk degrade orta 15 mL ekleyin. Hücre bindirmeyi önlemek için% 2 fetal sığır serumu (FBS) içeren fosfat-tamponlu tuz (PBS) eşit hacmine sahip donör kanı seyreltin.
      1. Ayırma tüpü içine koni seyreltilmiş donör kan ekleyin, dikkatli kan ve yoğunluk degrade orta arasındaki arayüz rahatsız değil. 1.200 x g 'de santrifüjün 10 dakıka içinde RT.
      2. Yeni bir 50 ml konik içine süpernatant decant, 40 ml kadar getirerek PBS + 2% FBS ile yıkayın, RT 8 dakika için 300 x g Santrifüjlü, Aspire süpernatant, pelletini içinde 40 ml tampon, ve sayma hücreleri.
    3. T hücrelerini, üreticinin protokolüne göre tam otomatik hücre ayırıcı kullanarak negatif seçim manyetik boncuk kiti ile PBMCs 'den yalıtın.
    4. İzole T hücrelerini kültüre etmek için,% 10 insan AB serumu (v/v),% 1 penisilin-streptomisin-glutamin (v/v) ve serum içermeyen hematopoetik hücre ortamını içeren T hücresi Orta (TCM) hazırlayın. 0,45 μm steril vakum filtresinde ve ardından 0,22 μm steril vakum filtresiyle ortamı sterilize edin.
    5. Gün 0 (T hücre stimülasyon günü), T hücrelerinin stimülasyon öncesinde Yıkamak için, boncuk gerekli hacmi (3:1 boncuk oranı için yeterli CD3/CD28 boncuk kullanın: T hücreleri; Not boncuk konsantrasyonu değişken olabilir) steril bir 1,5 ml microsantrifüz tüp ve pelletini 1 ml tcm.
    6. Mıknatıs ile temas halinde yerleştirin.
    7. 1 dk sonra, TCM Aspire ve 1 ml taze TCM içinde pelletini boncuklar yıkamak için.
    8. Bu prosedürü toplam üç yıkama için tekrarlayın.
    9. Üçüncü yıkama sonra, TCM 1 ml boncuk pelletini.
    10. T hücrelerini say.
    11. 3:1 boncuk oranındaki T hücrelerine boncuklar aktarın: hücreler.
    12. Hücreleri 1 x 106 hücreli/ml son konsantrasyonuna seyreltin.
    13. 37 °C ' de, 24 saat için% 5 CO2 ' de inkübe
  2. T hücreli transfeksiyon ve dönüştürücü
    1. Hücre kültürü davlumbaz, kişisel koruyucu ekipman ve bertaraf önce çamaşır suyu ile kullanılan malzemelerin dezenfeksiyon dahil olmak üzere BSL-2 + önlemleri kullanarak lentiviral çalışma gerçekleştirin.
    2. Elde bir CART19 bir lentiviral vektör yapı.
      Not: burada kullanılan CART19 yapı tasarlanmış ve sonra da Novo ticari olarak kullanılabilir bir protein sentezi satıcı kullanarak sentezlenmiş. CAR yapı daha sonra bir EF-1α Promoter kontrolü altında üçüncü nesil Lentivirus içine klonlanmış. Tek zincir değişken bölge parçası türetilir FMC63 klonlama ve insan CD19 tanır. CAR19 yapı ikinci nesil 4-1BB costimulatory etki alanı ve CD3ζ stimülasyon (FMC63-41BBz) sahiptir. 12 tane
    3. Daha önce açıklandığı gibi lentiviral üretim gerçekleştirin. 12 tane
      1. Kısacası, Lentivirus üretmek için,% 70-90 konfluency ulaştı 293T hücreleri kullanın.
      2. 15 μg bir gag/pol/tat/Rev paketleme vektörü, 7 μg bir VSV-G zarf vektörü, 111 μL ön-kompleks reaktif, 129 μL dahil olmak üzere transfeksiyon reaktiflerin oda sıcaklığında 30 dakika boyunca inkübasyon izin transfeksiyon reaktif, ve 9,0 mL transfeksiyon orta önce 293T hücrelere eklemeden. Daha sonra 37 °C, 5% CO2' de Transferli hücreleri kültürleştirin.
      3. Hasat, santrifü112.700 13.028 jü (900 x g için 10 dk), filtre (0,45 μM naylon filtre), ve konsantre süpernatant 24 ve 48 h ile ultracent
      4. Gelecekteki kullanım için-80 °C ' de dondurur.
    4. 1. gün, hafifçe pelletini t hücreleri 1 x 106/ml gün 0 uyarılmış olmuştu t hücrelerinin rozetleri kırmak için.
    5. Tüm lentiviral çalışma için uygun BSL-2 + önlemleri altında, 3,0 ' in enfeksiyonunun bir çokluğu (MOı) ile uyarılan T hücrelerine taze veya dondurulmuş hasat virüsü ekleyin.
  3. CAR-T hücre genişletme
    1. Genişleme aşaması sırasında, 37 °C,% 5 CO2' de Traned T hücrelerini inküymeye devam edin. Sayı CAR-T hücreleri gün 3 ve 5, ve taze eklemek, önceden ısıtılmış TCM kültürü için bir CAR-T hücre konsantrasyonu korumak için 1 x 106/ml.
    2. Bir mıknatıs kullanarak uyarıcı (gün 6) sonra 6 gün transed T hücrelerinden boncuk çıkarın. Hasat, resuspend, ve yer T hücreleri 50 mL konik tüpler için bir mıknatıs içinde 1 dakika. Sonra süpernatant toplamak (Car-T hücreleri içerir), ve boncuklar atın.
    3. Genişleme devam etmek için 1 x 106 hücreler/ml konsantrasyonunda kültüre GERI toplanan Car-T hücreleri yerleştirin.
    4. 6. gün, Akış sitometrisi ile OTOMOBILIN yüzey ifadesini değerlendir.
      Not: çeşitli yöntemler, bir keçi Anti-fare IgG (H + L) Cross-adsorbed ikincil antikor ile boyama veya bir CD19 spesifik peptid ile boyama gibi, bir fluorokrom konjuli, otomobıl yüzey ifadesi algılamak için kullanılabilir. Burada, kültürden bir kısım (yaklaşık 100.000 T hücreleri) alın ve Dulbecco fosfat-tamponlu tuzlu,% 2 fetal sığır serumu ve% 1 Sodyum azid ile hazırlanan akış tampon ile yıkayın. Anti-CAR antikor ile hücreleri leke ve iki kez yıkayın. Canlı/ölü leke ve CD3 monoklonal antikor (OKT3) ile hücreleri leke. Hücreleri yıkayın ve akış tamponunun pelletini. Dönüştürücü verimliliğini belirlemek için bir sitometresi elde.
  4. CAR-T hücre ağoprezervasyon
    1. Hasat ve cryopreserve CAR-T hücreleri 8 gün stimülasyon (gün 8 T hücre genişleme), kültür hücreleri hasat.
    2. 300 x g'de 5 dakika aşağı spin.
    3. % 10 dimetil sülfoxid ve 90% fetal sığır serumu oluşan donma ortamında şişe başına mL başına 10.000.000 hücrelerde donma ortamında resuspend.
    4. A-80 °C dondurucu içinde-1 °C/dk soğutma hızı elde etmek ve sonra 48 h sonra sıvı nitrojeni aktarmak için bir donma kabı içinde dondurmak.
    5. İn vitro veya in vivo deneyler için kullanımından önce, sıcak TCM CAR-T hücreleri çözüyor.
    6. Seyreltilen hücreleri yıkayın ve dimetil sülfoxid ve pelletini bir konsantrasyon 2 x 106 hücreler/ml sıcak t cm kaldırın. 37 °C ' de gece istirahat,% 5 CO2.

2. GM-CSF k/o CART19 üretim

  1. GM-CSF ' ı kesintiye uğratmak için, daha önce insan sitokinin GM-CSF ' ı kodlayan CSF2 geni için yüksek verimliliğe sahip olduğu bildirilen tarama gRNAs aracılığıyla seçilen insan GM-CSF (CSF2) eXoN 3 ' ü hedefleyen bir kılavuz RNA (gRNA) kullanın. 14
    Not: Bu gRNA (U6 Organizatör altında) içeren ticari olarak sentezlenmiş araştırma notu Cas9 üçüncü nesil lentiviral yapı kullanılmıştır. Yapı, puromisin direnç geni içerir. GRNA dizisi GACCTGCCTACAGACCCGCC şeklindedir. 12 tane
  2. Lentivirus üretmek için,% 70-90 konfluency ulaştı 293T hücreleri kullanın.
  3. Faiz lentiviral plazmid 15 μg izin, 18 μg bir gag/pol/tat/Rev paketleme vektörü, 7 μg bir VSV-G zarf vektörü, 111 μL ön-kompleks reaktif, 129 μL transfeksiyon reaktif, ve 9,0 mL transfeksiyon orta için 30 dakika Oda te saklamayýn.
  4. Transfeksiyon reaktifler 293t hücrelere ekleyin. Sonra kültür 37 °C, 5% CO2.
  5. Hasat, Santrifüjü (10 dk için 900 x g), filtre (0,45 μM naylon filtre) ve 24 ve 48 h 'de, 2 saat için 13.028 x g , 18 h veya 112.700 x g için de, gelecekteki kullanım için donma-80 °c ' de konsantre süpernatant.
  6. 1. gün, hafifçe Rosettes kırmak için T hücreleri pelletini.
  7. Bir BSL-2 + onaylı laboratuvarda, araç-T hücreleri oluşturmak için uyarılmış T hücrelere dondurulmuş veya taze hasat virüs ekleyin. CAR19 Lentivirus ve GM-CSF CRıPR Lentivirus hedefleme ile T hücreleri transduce. CAR19 Lentivirus ile 3. CRıPR Lentivirus titrasyon mümkün değildi bu yana, 10 x 106 T hücreleri dönüşüm için 15 UG Plasmid hazırlık oluşturulan virüs parçacıkları kullanın.
  8. Adım 1 ' de anlatıldığı gibi T hücresi stimülasyon, genişleme ve ağaloprezervasyon kalan adımlarına bakın .
  9. Puromisin direncini taşıyan lentiCRISPR-düzenlenmiş T hücreleri için, 3 ve gün 5 günü 1 mL başına 1 μg puromisin konsantrasyonunda puromisin Dihidroklorür ile hücreleri tedavi edin.

3. GM-CSF bozulma verimliliği ve GM-CSF k/o CART19 fonksiyonel değerlendirme

  1. GM-CSF bozulma verimliliği: ayrıştırma (TIDE) sıralama ve analiz ile ındels izleme
    1. GM-CSF geni ile ilgilinin eXoN dizisi için, aşağıdaki astar kullanın. TGACTACAGAGAGGCACAGA GM-CSF (CSF2) için bir ileri primer sıra kullanın ve TCACCTCTGACCTCATTAACC bir ters astar dizisi.
    2. Genomik ekstraksiyon kiti ile 5.000.000 CAR-T hücrelerinden DNA ayıklayın. PCR reaksiyonu için, μM ' nin PCR reaksiyonu, 0.1-0.5 μg şablon DNA 50 'Sı ile her bir astar için son konsantrasyon ile reaksiyon başına 25 μL, bir Taq Mastermix kullanın
    3. Tablo 1' de açıklanan PCR Bisiklet koşullarına bakın.
    4. PCR örneklerini, 100 V 'de 30 dakika boyunca% 1-2 agaroz jel ile çalıştırın ve bir jel ekstraksiyon kiti kullanarak ayıklayın.
    5. Seri PCR amplicons. Ham verileri uygun bir gelgit yazılımına yükleyerek allel modifikasyon sıklığını hesaplayın. 15
  2. GM-CSFk/o CART19 GM-CSF üretim ve fonksiyonel değerlendirme
    1. CAR-T hücrelerinin sitokin üretimini belirlemek için, vahşi tip CART19 hücreleri ve GM-CSFk/o CART19 CD19 ifade eden akut lenfoblastik lösemi hücre hattı NALM6 1:5 Için 37 °c ' de 4 h, monensin varlığına% 5 Co2 çözüm, anti-human CD49d, anti-human CD28 ve anti-human CD107a.
    2. Akış sitometri için kültürden hasat hücreleri. Hücreleri akış sitometri tamponunu ile yıkayın. Hücreleri canlı/ölü boyama kiti ile lekelenin. Oda sıcaklığında karanlıkta kuluçkara 15 dakika. sabitleme ortamı ile hücreleri düzeltin ve oda sıcaklığında karanlıkta inkübasyon 15 dakika.
    3. Yıkandıktan sonra, anti-human ıfnγ monoklonal antikor, Anti-insan GM-CSF, anti-human MıP-1β, anti-human IL-2 ve anti-human CD3 ile kombinasyon halinde geçirgen orta ile hücreler arasında Lekelenmek ve 30 için oda sıcaklığında karanlıkta kulkaylık Min. numuneleri yıkayın ve pelletini. Bir akış sitometresi örnekleri elde ve hücre içi GM-CSF ifade yüzdesi için analiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Şekil 1 GM-CSFk/o CART19 HÜCRELERINDE GM-CSF azaltılması gösterir. T hücrelerinin genomunun, GM-CSF ' d e değiştirildiğini doğrulamak için, GM-CSFk/o CART19 hücrelerinde (ŞEKIL 1a) tid sıralaması kullanılmıştır. CAR-T hücre yüzeyi boyama, T hücrelerinin canlı CD3 + hücrelerde (Şekil 1B) gating tarafından araç yüzey reseptörü in vitro başarıyla ifade ettiğini doğrular. GM-CSF akı...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu raporda, CAR-T hücrelerinde ikincil modifikasyonları teşvik etmek için CRISPR/Cas9 teknolojisini kullanmak üzere bir metodoloji açıklanmaktadır. Özellikle, bu gRNA faiz gen hedefleme ve GM-CSFk/o CART19 hücreleri oluşturmak için Cas9 içeren bir viral vektör ile lentiviral dönüştürücü kullanılarak gösterilmiştir. Daha önce GM-CSF nötralizasyonu bir xenograft modelinde CRS ve NT iyileştirir göstermiştir. 12 daha önce açıklandığı gıbı, GM-CSFk/o Car-T hücreler ÜRETIM sürecind...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

SSK, Novartis 'e (Mayo Clinic, Pennsylvania Üniversitesi ve Novartis arasında bir anlaşma kapsamında) lisanslı araç T-Cell terapisi alanında patent üzerine bir mucidi. Bu çalışmalar Humanigen (SSK) bir hibe tarafından kısmen finanse edildi. RMS, MJC, RS ve SSK bu iş ile ilgili patentler üzerinde mucitler vardır. Laboratuar (SSK) tolero, Humanigen, Kite, Lentigen, Morphosys ve actinium 'dan fon alır.

Teşekkürler

Bu çalışma K12CA090628 (SSK), Ulusal kapsamlı kanser ağı (SSK), Mayo Clinic Center bireyselleştirilmiş Tıp (SSK), Predolin Vakfı (SSK), Mayo Clinic Office çeviri uygulama (SSK) gelen hibe yoluyla destekleniyordu ve Mayo Clinic tıp bilimcisi eğitim programı Robert L. Howell hekim-bilim adamı Bursu (RMS).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
CD3 Monoklonal Antikor (OKT3), PE, eBioscienceInvitrogen12-0037-42
CD3 Monoklonal Antikor (UCHT1), APC, eBioscienceInvitrogen17-0038-42
Seçim Taq Blue MastermixDenville ScientificC775Y51
CTS (Hücre Tedavi Sistemleri) Dynabeads CD3 / CD28Gibco40203D
CytoFLEX Sistemi B4-R2-V2Beckman CoulterC10343akış sitometresi
dimetil sülfoksitMillipore SigmaD2650-100ML
Dulbecco'nun Fosfat Tamponlu Tuzlu TuzluGibco14190-144 &
Dynabeads MPC-S (Manyetik Parçacık Konsantratörü)Uygulamalı BiyosistemlerA13346
Easy 50 EasySep MıknatısSTEMCELL Teknolojileri18002
EasySep İnsan T Hücresi İzolasyon Kiti KÖK HÜCRE Teknolojileri17951negatif seçim manyetik boncuklar; 17951RF, uçlar ve tampon içerir
Fetal sığır serumuMillipore SigmaF8067
FITC Fare Anti-İnsan CD107a ve nbsp;BD Pharmingen555800
Fiksasyon Ortamı (Orta A)GAS001S100
GenCRISPR gRNA Yapısı: Adı: CSF2
CRISPR kılavuzu RNA 1; Tür: İnsan, Vektör:
pLentiCRISPR v2; Direnç: ampisilin; Kopya numarası:
Yüksek; Plazmid hazırlama: Standart teslimat: 4 μ g (Ücretsiz
ücretli)		GenScriptN/Aözel sipariş
Keçi anti-Fare IgG (H + L) Çapraz Adsorbe Edilmiş İkincil Antikor, Alexa Fluor 647InvitrogenA-21235
https://tide.nki.nl.Masaüstü Genetik İnsan AB Serumu
; Erkek Bağışçılar; AB tipi; USCorning35-060-CI
IFN gama Monoklonal Antikoru (4S. B3), APC-eFluor 780, eBioscienceInvitrogen47-7319-42
Lipofektamin 3000 Transfeksiyon ReaktifiInvitrogenL3000075
LIVE/DEAD Sabitlenebilir Aqua Ölü Hücre Leke Kiti, 405 nm uyarma içinInvitrogenL34966
LenforepKÖK HÜCRE Teknolojileri07851
Monensin Solüsyonu, 1000XBioLegend420701
Fare Anti-İnsan CD28 Klonu CD28.2BD Pharmingen559770
Fare Anti-İnsan CD49d Klonu 9F10BD Pharmingen561892
Fare Anti-İnsan MIP-1 ve beta; PE-Cy7BD Pharmingen560687
Mr. Frosty Dondurma KabıThermo Scientific5100-0001
NALM6, klon G5 ATCCCRL-3273akut lenfoblastik lösemi hücre hattı
Nükleaz İçermeyen SuPromegaP119C
Olympus Vakum Filtre Sistemleri, 500 mL, PES Membran, 0.22uM, sterilGenesee Scientific25-227
Nalgene CN Membranlı Hızlı Akışlı Steril Tek Kullanımlık Filtre Üniteleri 0.45uMThermo Scientific Nalgene450-0045
Opti-MEM I İndirgenmiş Serum Orta (1X), SıvıGibco31985-070
PE-CF594 Fare Anti-İnsan IL-2BD Horizon562384
Penisilin-Streptomisin-Glutamin (100X), SıvıGibco10378-016
Geçirgenlik Ortamı (Orta B)CanlandırıcıGAS002S100
PureLink Genomik DNA Mini KitiCanlandırıcıK182001
Puromisin DihidroklorürMP Biyomedikal, Inc.
QIAquick Jel Ekstraksiyon KitiQIAGEN28704
Sıçan Anti-İnsan GM-CSF BV421BD Horizon562930
RoboSep-SSTEMCELL Teknolojileri21000Tam Otomatik Hücre Ayırıcı
SepMate-50 (IVD)STEMCELL Teknolojileri85450
Sodyum Azide, %5 (a/h)Ricca Chemical7144.8-16
X-VIVO 15 Serumsuz Hematopoetik Hücre OrtamıLonza04-418Q
0210055210

Kaynaklar

  1. Kenderian, S. S., Ruella, M., Gill, S., Kalos, M. Chimeric antigen receptor T-cell therapy to target hematologic malignancies. Cancer Research. 74 (22), 6383-6389 (2014).
  2. Lim, W. A., June, C. H. The Principles of Engineering Immune Cells to Treat Cancer. Cell. 168 (4), 724-740 (2017).
  3. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene Ciloleucel CAR T-Cell Therapy in Refractory Large B-Cell Lymphoma. The New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  4. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in Children and Young Adults with B-Cell Lymphoblastic Leukemia. The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  5. Schuster, S. J., et al. Chimeric Antigen Receptor T Cells in Refractory B-Cell Lymphomas. The New England Journal of Medicine. 377 (26), 2545-2554 (2017).
  6. Grupp, S. A., et al. Chimeric antigen receptor-modified T cells for acute lymphoid leukemia. The New England Journal of Medicine. 368 (16), 1509-1518 (2013).
  7. Porter, D. L., Levine, B. L., Kalos, M., Bagg, A., June, C. H. Chimeric antigen receptor-modified T cells in chronic lymphoid leukemia. The New England Journal of Medicine. 365 (8), 725-733 (2011).
  8. Gust, J., et al. Endothelial Activation and Blood-Brain Barrier Disruption in Neurotoxicity after Adoptive Immunotherapy with CD19 CAR-T Cells. Cancer Discovery. 7 (12), 1404-1419 (2017).
  9. Fitzgerald, J. C., et al. Cytokine Release Syndrome After Chimeric Antigen Receptor T Cell Therapy for Acute Lymphoblastic Leukemia. Critical Care Medicine. 45 (2), e124-e131 (2017).
  10. Liu, X., Zhao, Y. CRISPR/Cas9 genome editing: Fueling the revolution in cancer immunotherapy. Current Research in Translational Medicine. 66 (2), 39-42 (2018).
  11. Ren, J., Zhao, Y. Advancing chimeric antigen receptor T cell therapy with CRISPR/Cas9. Protein Cell. 8 (9), 634-643 (2017).
  12. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. , (2018).
  13. Dietz, A. B., et al. A novel source of viable peripheral blood mononuclear cells from leukoreduction system chambers. Transfusion. 46 (12), 2083-2089 (2006).
  14. Sanjana, N. E., Shalem, O., Zhang, F. Improved vectors and genome-wide libraries for CRISPR screening. Nature Methods. 11 (8), 783-784 (2014).
  15. Brinkman, E. K., Chen, T., Amendola, M., van Steensel, B. Easy quantitative assessment of genome editing by sequence trace decomposition. Nucleic Acids Research. 42 (22), e168(2014).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

CRISPR Cas9 Gen D zenlemeGM CSF NakavtCAR T H cre TedavisiLentiviral Transd ksiyonAk Sitometrisi AnaliziT H cresi zolasyonuPuromisin SeleksiyonuUltrasantrif j ile Vir s KonsantrasyonuSitokin Sal n m SendromuAnti T m r Aktivite
CAR-T hücrelerinde GM-CSF ' ı Knock Out için CRISPR/Cas9 kullanma
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.