Name: 自体血液或梭菌胶原酶脑内注射为脑出血的小鼠模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: 学习在小鼠模型中使用自体血液或胶原酶进行脑内注射以建立脑出血模型。该方法通过立体定位技术将试剂注入左侧纹状体，用于研究血肿形成、脑水肿及继发性损伤机制，为神经保护治疗策略的开发提供可靠的临床前研究平台。

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本研究得到了美国心脏协会科学家发展基金和麻醉教育与研究基金会（MLJ）的支持。我们感谢Talaignair N. Venkatraman博士在磁共振成像方面提供的帮助。

伦理声明：本方案已获得杜克大学机构动物护理和使用委员会批准，并遵循所有有关动物伦理使用的指南。
1. 仪器设备的准备
<ol>
	<li>手术前对手术器械进行高压灭菌。</li>
	<li>用70%乙醇对立体定位仪进行消毒。</li>
	<li>打开水浴，保持水温在42 °C。</li>
	<li>将IV型梭菌胶原酶以每0.4 µl含0.075 U的浓度溶解于生理盐水中。</li>
</ol>
2. 胶原酶注射模型
<ol>
	<li>称量小鼠体重。</li>
	<li>在诱导室中使用含5%异氟烷的30% O2/70% N2混合气体对小鼠进行麻醉。约2分钟后，当小鼠呼吸频率减慢至每秒1次时，表明麻醉已达到适当深度。</li>
	<li>使用一根30 mm长、20 G的静脉导管进行气管插管。</li>
	<li>将导管连接至啮齿类动物呼吸机，以每分钟105次呼吸的频率、0.75 ml的潮气量，用含1.6%异氟烷的30% O2/70% N2 混合气体进行机械通气。.</li>
	<li>使用电子剃须刀剃除头皮毛发。在小鼠麻醉并完成插管后，将其转移至另一工作台进行剃毛，之后再放回手术台。</li>
	<li>将头部固定于立体定位仪中，并以前后囟缝作为参考点，调整头部至水平位置。</li>
	<li>在眼睛上涂抹眼用软膏。</li>
	<li>插入直肠温度探头，并使用体下循环水垫将直肠温度维持在37.0 ± 0.2 °C。</li>
	<li>用聚维酮碘擦拭手术区域，随后用70%乙醇擦拭，重复此过程3次。</li>
	<li>沿中线做1 cm长的头皮切口，用无菌棉签将骨膜向两侧推开，暴露前囟点（bregma）。</li>
	<li>使用水冷钻头在前囟点左侧2.2 mm处钻一直径为1 mm的颅骨孔。</li>
	<li>旋转胶原酶小瓶5次，然后用0.5 μl&#160;注射器（连接至立体定位仪）配25 G针头，以0.5 µl胶原酶溶液冲洗5次（最后一次冲洗后，保留0.5 µl胶原酶溶液于注射器内）。</li>
	<li>将针尖对准颅骨孔，从注射器中推出0.1 µl液体，然后用刀片擦拭针尖斜面以弃去残留液滴。</li>
	<li>使用显微操作仪将针头推进至皮层下3 mm深度，并静置30秒。</li>
	<li>在90秒内注射0.4 µl液体。</li>
	<li>将异氟烷浓度降低至1%，并保持针头静止5分钟。</li>
	<li>缓慢撤出针头。</li>
	<li>皮下注射0.25%布比卡因1–2滴，并缝合皮肤。</li>
	<li>关闭异氟烷挥发罐，将小鼠从立体定位仪中取出。</li>
	<li>让小鼠自主恢复呼吸，随后拔除气管插管。</li>
	<li>将小鼠放回清洁笼具中，并自由提供食物和饮水。</li>
</ol>
3. 自体血注射模型
<ol>
	<li>按照步骤 2.1 - 2.11 进行胶原酶注射模型操作。</li>
	<li>用 30 G 50 µl&#160;注射器抽取 50 µl 无菌生理盐水。</li>
	<li>将微量注射器与一段 70 cm 长的 PE10 管连接。</li>
	<li>将微量注射器中的生理盐水全部排出至 PE10 管中，以彻底排除管路中的空气。</li>
	<li>将微量注射器的活塞向外拉出 1 mm，使 PE10 管与微量注射器装置的远端开口处形成一个气泡，以避免后续操作中盐水与血液混合。</li>
	<li>用 70% 乙醇擦拭小鼠尾部中央远端动脉区域，并在距尾尖 0.5 至 1 cm 处用剃刀片切断动脉。</li>
	<li>从尾部切口处收集 40 µl 血液至 PE10 管-微量注射器装置中。注意：针头、管路或小鼠体内均未使用肝素。</li>
	<li>将微量注射器安装到注射泵上。</li>
	<li>将 27 G 针头的金属套管部分连接至 PE10 管末端，并将针头固定在立体定位架的显微操作器上。</li>
	<li>从 27 G 针头中排出 2 µl 血液，并用剃刀片擦拭针尖斜面以弃去残留血液。</li>
	<li>将针尖对准颅骨钻孔位置，插入皮层深度达 3 mm。</li>
	<li>以每分钟 2 µl 的速度注入 35 µl 自体血。</li>
	<li>将异氟烷浓度降低至 1%，并保持针头静止 10 分钟。</li>
	<li>在 30 秒内缓慢撤出针头。</li>
	<li>皮下注射 0.25% 布比卡因 1 - 2 滴，并缝合皮肤。</li>
	<li>关闭异氟烷挥发罐，将小鼠从立体定位架上取下。</li>
	<li>让小鼠自主呼吸恢复后拔除气管插管。</li>
	<li>将小鼠放回清洁笼具中，并自由获取食物和水。</li>
</ol>
4. 假手术操作
<ol>
	<li>除针头插入后不进行注射外，其余步骤与胶原酶注射模型相同。</li>
</ol>
5. 术后护理
<ol>
	<li>在手术当天傍晚，于动物颈背部皮下注射 0.5 ml 生理盐水。</li>
	<li>在笼底放置小塑料杯，提供软化食物、水和凝胶食物。术后 7 天内每日更换食物。</li>
	<li>术后 7 天内每日观察体重变化、伤口愈合情况及有无不适表现。</li>
	<li>若恢复期超过 7 天，必要时可在轻度吸入麻醉（约 1% 异氟烷，混合 30% O2/70% N2）下进行缝线&#160;拆除。</li>
</ol>

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</ol>

Lei、Sheng、Wang、Lascola、Warner 和 Laskowitz 均无利益冲突需要声明。James 获得了美国心脏协会、美国国立卫生研究院以及 Cephalogics 的基金资助。

尽管针对脑出血（ICH）的新兴临床前研究已催生了多项大规模临床试验，并出现了一些有前景的治疗方法15-18，但目前尚无任何药物干预措施被证实可改善 ICH 患者的预后，临床治疗仍以支持性治疗为主。通过高通量技术（如转录组学和蛋白质组学研究）可生成潜在治疗靶点的候选列表。尽管这些技术不断推进我们对潜在治疗靶点的认识，但对有前景靶点的正向与反向转化研究，仍最好通过具有临床相关性的临床前模型来进行验证19-22。这类模型具有重要价值，因其可实现对候选药物的快速筛选、在活体（in vivo）条件下对作用机制进行研究，并以较低成本探索给药剂量、治疗时间窗及其他与临床试验设计密切相关的参数23-25。尽管使用临床前模型具有明显优势，建模时仍应选择在临床上最具相关性且在操作上切实可行的系统。虽然已有灵长类等“高等”动物的疾病模型，但利用小鼠模拟人类疾病仍是一种经济、高通量且功能强大的技术，可用于研究病理机制及治疗效应。结合转基因系统，可进一步加强对相关机制通路及细胞群体的深入评估。
目前常用的两种小鼠模型为：纹状...

脑内出血（ICH）是一种相对常见的脑血管疾病，约有40–50%的患者在发病后30天内死亡1。遗憾的是，在过去20年中，其死亡率几乎没有改善2。美国国立卫生研究院（National Institutes of Health）的报告3以及美国心脏协会（American Heart Association）的指南4均强调，建立具有临床相关性的ICH模型对于深入理解其病理生理机制、并为新疗法开发提供靶点至关重要。
目前存在多种用于模拟人类脑出血（ICH）的模型5。随着对ICH病理生理学理解的不断深入，人们逐渐认识到可采用多种模型来研究该疾病的各个不同方面。既往使用的模型包括小鼠淀粉样血管病模型6、脑实质内微型气囊插入与膨胀模型7，以及直接动脉血液渗注模型8,9。利用转基因小鼠建立的淀粉样血管病所致脑叶出血模型，代表了一种独特的ICH亚型。微型气囊模型可模拟血肿形成后的急性占位效应，但无法反映脑组织对血液存在的细胞水平反应。而直接动脉血液渗注模型则使脑组织暴露于来自股动脉的动脉压之下，因此该模型可模拟动脉压力及血液存在的影响，但不能再现小血管破裂所导致的微血管损伤。此外，该模型本身具有较高的变异性。有趣的是，自发性高血压大鼠10在衰老过程中会自发发生脑出血。在这些动物发生ICH后进行研究，可能模拟了在一种主要共病条件下的人类ICH疾病状态。尽管存在上述各种模型，目前在临床前ICH研究中应用最广泛的两种模型仍是纹状体内注射梭状芽孢杆菌胶原酶11和纹状体内注射自体全血12。
应根据实验问题的目标选择ICH模型，包括物种选择和诱导血肿形成的方法。例如，猪是大型动物，其脑白质体积相对较大，而小鼠的脑白质体积较小。因此，猪模型适用于研究ICH后白质的病理生理学变化。相比之下，啮齿类动物的大脑主要由灰质构成，但因其具有转基因系统，可用于评估ICH后损伤与恢复的分子机制。每种模型都有其固有的优缺点（表1），在开展实验前应仔细考虑这些因素。
以下方案展示了小鼠的自体血注射和胶原酶注射模型。这两种模型均源自最初在大鼠中建立的模型13,14，并可利用广泛可用的转基因技术，以探索脑出血（ICH）后与细胞死亡相关的分子机制。这两种模型在损伤机制上均与人类脑出血存在明显差异，在行为学和组织学指标方面的预期结果也各不相同。因此，某些假设可能更适合采用其中一种模型进行研究，但许多研究思路可能需要在两种模型中均进行验证。
表1. 胶原酶法与自体血注射法脑出血模型特征比较。
<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:197px;"></td>
			<td style="width:80px;">胶原酶注射</td>
			<td style="width:66px;">血液注射</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:197px;">操作简便性</td>
			<td style="width:80px;">+++</td>
			<td style="width:66px;">++</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:197px;">可重复性</td>
			<td style="width:80px;">++</td>
			<td style="width:66px;">++</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:197px;">出血量控制</td>
			<td style="width:80px;">++</td>
			<td style="width:66px;">+++</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:197px;">血液反流</td>
			<td style="width:80px;">+</td>
			<td style="width:66px;">++</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:197px;">模拟人类疾病</td>
			<td style="width:80px;">+</td>
			<td style="width:66px;">-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:197px;">操作简易性</td>
			<td style="width:80px;">++</td>
			<td style="width:66px;">++</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:197px;">适用于多种物种</td>
			<td style="width:80px;">++</td>
			<td style="width:66px;">++</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

<table><tbody><tr><td>立体定位仪</td><td>Stoelting Co.</td><td>51603</td><td></td></tr><tr><td>带角夹的探针固定器</td><td>Stoelting Co.</td><td>51631</td><td></td></tr><tr><td>微型研磨机</td><td>Power Glide</td><td>Model 60100002</td><td></td></tr><tr><td>0.5 &amp;mu;l 注射器</td><td>Microliter</td><td>86259</td><td>25 G 针头</td></tr><tr><td>5 &amp;mu;l 注射器</td><td>Microliter</td><td>7637-01</td><td></td></tr><tr><td>30 G 微量注射器</td><td>Microliter</td><td>7762-03</td><td></td></tr><tr><td>注射泵</td><td>KD Scientific</td><td>Model 100</td><td></td></tr><tr><td>热疗水泵</td><td>Gaymar Industries, Inc.</td><td>Model# TP650</td><td></td></tr><tr><td>循环水床</td><td>CMS Tool &amp;amp; Die, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>啮齿类动物呼吸机</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷蒸发器</td><td>Drager</td><td>Vapor 19.1</td><td></td></tr><tr><td>空气流量计</td><td>Cole Parmer</td><td>Model PMR1-010295</td><td></td></tr><tr><td>诱导室</td><td></td><td></td><td>自制</td></tr><tr><td>耳镜</td><td>Welch Allyn</td><td>22820</td><td></td></tr><tr><td>静脉导管</td><td>Becton-Dickinson</td><td>381534</td><td>20 G，1.16 英寸 Insyte-W</td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Baxter Healthcare Corporation</td><td>NDC10019-360-69</td><td></td></tr><tr><td>IV-S 型胶原酶</td><td>Sigma</td><td>C1889</td><td></td></tr><tr><td>聚乙烯导管 PE10</td><td>Becton-Dickinson</td><td>427401</td><td></td></tr><tr><td>27 G 1 1/4 英寸针头</td><td>Becton-Dickinson</td><td>305136</td><td></td></tr><tr><td>手术剪</td><td>Miltex</td><td>21-539</td><td></td></tr><tr><td>镊子</td><td>Miltex</td><td>17-307</td><td></td></tr><tr><td>持针器</td><td>Boboz</td><td>RS-7840</td><td></td></tr><tr><td>单丝缝合线</td><td>Ethicon</td><td>8698</td><td>规格 5-0</td></tr><tr><td>指示控制器</td><td>YSI</td><td>73ATD</td><td></td></tr></tbody></table>

纹状体内注射自体血或梭状芽胞杆菌胶原酶作为脑内出血的小鼠模型

Intrastriatal Injection of Autologous Blood or Clostridial Collagenase as Murine Models of Intracerebral Hemorrhage

脑内出血（ICH）是一种常见的脑血管疾病，具有较高的发病率和死亡率。目前缺乏有效的治疗方法，且旨在止血和清除血肿的大规模临床试验均告失败，这表明需要进一步开展以机制为导向的 ICH 研究。此类研究可通过临床前模型提供的框架进行。目前广泛使用的两种小鼠模型包括向纹状体（基底节）注射自体全血或产气荚膜梭菌胶原酶。由于每种模型分别代表了与 ICH 相关的不同病理生理特征，因此可根据所研究疾病的具体方面选择合适的模型。例如，自体血注射最能准确反映脑组织对实质内血液存在的反应，可能最接近地模拟脑叶出血；而产气荚膜梭菌胶原酶注射则更准确地模拟深部出血中典型的小血管破裂及血肿演变过程。因此，每种模型会导致不同的血肿形成、神经炎症反应、脑水肿发展以及神经行为学结局。一种潜在治疗干预措施的有效性最好通过两种模型共同验证。在本实验方案中，展示了利用上述两种模型诱导 ICH 的方法、术后即刻损伤表现以及早期术后护理技术。两种模型均可产生可重复的损伤、稳定的血肿体积和一致的神经行为缺陷。鉴于人类 ICH 的异质性，需要多种临床前模型以全面深入地探索其病理生理机制并评估潜在的治疗策略。

由于血肿形成方式的不同（图1），自体血注射小鼠在苏醒后立即出现同侧转向行为，而胶原酶注射小鼠则在注射后2–4小时出现，此时血肿逐渐扩大（图2）。若未观察到同侧转向，则应怀疑是否未造成显著损伤。损伤后第一天，两种模型的小鼠均应表现出明显的神经功能缺损（图3）。注射后24小时，同侧脑半球的血肿体积趋于稳定（图4）；此外，在注射后24小时，胶原酶注射小鼠的脑含水量应为79.8 ± 0.34%，自体血注射小鼠应为79.3 ± 0.23%。胶原酶注射小鼠的死亡率预计在10–25%之间，而自体血注射小鼠的死亡率低于10%。由于血肿体积、脑水肿及颅内压升高导致的不可避免的死亡通常发生在纹状体内注射后的前24–48小时内。若在72小时后发生死亡，通常可通过适当的损伤后护理（例如，提供软质食物和饮水）加以避免。功能恢复通常从损伤后第2天开始，其中自体血注射小鼠的恢复速度明显快于胶原酶注射小鼠。
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脑出血的临床前模型用于模拟临床疾病的某些方面，从而可研究损伤机制及潜在的治疗策略。本方案中描述了两种脑出血模型，即自体血或胶原酶注入纹状体（基底节）。

脑内出血（ICH）是一种常见的脑血管疾病，与较高的发病率和死亡率相关。目前缺乏有效的...

本实验的总体目标是在小鼠体内建立左侧活体脑内血肿模型。首先对小鼠实施麻醉，并将其头部固定于立体定位仪上。随后进行暴露颅骨并钻出骨孔的操作。随后向左侧纹状体注射胶原酶或血液，并缝合伤口。最终症状会加重。神经行为功能可通过转棒实验进行检测，血肿形成则可通过磁共振成像以及苏木精-伊红染色来检测。品种内胶原酶注射或自体血注射有助于回答脑内出血领域的关键问题，例如血肿扩大、脑水肿形成以及继发性损伤机制的影响。这些技术可用于体内测试针对脑内出血后继发性损伤机制的有前景的治疗干预措施。与此同时，这些靶点的发现以及转基因系统的建立也在同步进行。初学者在刚开始接触该方法时，通常可能在小鼠插管、颅骨钻孔、TAL 内注射时防止渗漏以及适当的术后护理等方面遇到困难。这些模型的可视化演示至关重要，因为高度可重复的损伤对于体内病理生理学及干预措施的研究必不可少。该操作包含多个关键步骤，需要一定经验才能避免错误，进而防止产生不一致的损伤。 演示胶原酶注射操作的将是Bayle。在多学科神经保护实验室中演示自体血注射操作的将是杜克大学麻醉学系助理教授华盛顿·尚（Washington Shang）。插管是必要的，以控制通气及其对脑血流的继发性影响。当动物麻醉后对脚趾夹捏无反应时，使用30毫米20号静脉导管进行气管插管。以每分钟105次呼吸频率、0.75毫升潮气量进行通气。接下来，在手术台上剃除头皮后部的毛发。将头部固定在立体定位仪框架中并调平。调整至冠状面和矢状面。使用循环水垫维持小鼠的体温。同时涂抹眼膏并监测小鼠的体温。然后用碘伏和70%乙醇交替擦拭暴露的头皮三次。务必提前准备好正常生理盐水中浓度为每0.4微升含0.075单位的IV型梭菌胶原酶。首先，在颅顶正中做一处一厘米长的切口。然后用无菌棉签向侧方擦拭骨膜，暴露bgma。接着，使用水冷式钻头，在bgma左侧2.2毫米处钻开一个直径一毫米的骨孔。接下来，将胶原酶小瓶旋转5次，确保充分混匀。然后将装有25号针头的0.5微升注射器固定在立体定位仪上，并用0.5微升胶原酶溶液冲洗4次。随后，用该注射器吸取0.5微升胶原酶溶液。将针尖对准孔位并进行预灌注，排出一微升胶原酶，然后用刀片将针尖斜面擦拭干净。接着将针头向前推进至皮层内三毫米处，等待30秒。随后在接下来的90秒内，在注射后排出剩余的胶原酶，将异氟烷通入呼吸机的浓度降至1%，并保持所有条件静置5分钟。然后缓慢撤出针头。当针头完全撤出后，向手术伤口内滴加几滴0.25%布比卡因。然后缝合皮肤。关闭异氟烷，将小鼠从固定架上取下。待其恢复呼吸后，将其放回干净的笼子，并提供充足的食物和水。首先，按照先前所述方法准备动物以进行手术，直至钻出用于接触脑部的孔洞。然后，用30号50微升注射器抽取50微升生理盐水。将一段70厘米长的聚乙烯管连接到注射器上，并将生理盐水注入管中，以排出管内所有空气。现在，小心地将活塞向外拉出一毫米，以在组件远端形成一个气泡。这可以防止在小鼠尾部使用时盐水与血液混合。使用70%乙醇擦拭可触及中央动脉的区域，使其清洁。然后用剃刀从尾尖向近端0.5至1厘米处切断动脉。采血后，将40微升血液收集到组装好的注射器和试管中。止血控制通常仅通过加压即可实现。必要时可使用电凝止血，然后将注射泵连接到注射器上，并在另一端将27号针头的金属套管部分连接到导管上，再将针头固定在框架上。通过推出2微升血液对针头进行预冲洗，并用刀片将针尖斜面擦拭干净。将针头与孔洞对齐，插入皮层深度达3毫米。然后以每分钟 2 微升的速度缓慢注入 35 微升血液。注射完成后，将异氟烷气流降低至 1%。等待 10 分钟，随后按照前一节所述完成手术。术后当晚，向小鼠颈部背部皮下注射 0.5 毫升生理盐水，以确保术后前七天夜间 hydration（水合）。在笼内直接提供新鲜的软质食物和水，以便动物更容易获得营养。在此期间每天监测小鼠的体重、伤口愈合情况及整体行为状态。如果恢复时间超过一周，则在浅层麻醉下手动拆除缝线。在活体自体血注射与胶原酶注射之间，血肿形成存在差异。注入35微升自体血的同品系小鼠所产生的血肿，小于注射0.075单位IV型梭状芽孢杆菌胶原酶的小鼠。自体血注射小鼠在苏醒后立即出现同侧翻转，而胶原酶注射小鼠则在注射后2至4小时内随着血肿扩大出现同侧翻转。若观察到此现象，则在损伤后的第一天，损伤程度可能较轻。两种模型中的小鼠均应表现出明显的神经功能缺损，这些症状在注射后24小时开始，并在接下来的七天内逐渐恢复至基线水平；同侧脑半球在注射后24小时显示稳定的血肿体积。此外，注射胶原酶的小鼠脑含水量应约为79.8%，而注射自体血的小鼠脑含水量应约为79.3%。一旦掌握操作技巧，胶原酶注射可在约20至30分钟内完成，而血液注射若操作得当，则可在50至60分钟内完成。在进行这些操作时，重要的是要牢记：每次步骤均需以精确且细致控制的动作严格执行，特别是在进行颅内注射后。还可以进行其他方法，如神经行为学检测和补充性免疫组织化学，以回答更多问题，涉及神经炎症、神经元损伤及恢复等方面。请务必注意，操作小鼠、针头、梭菌、胶原酶和血液可能存在危险。应遵守通用预防措施，并始终注意所有废弃物的卫生处理。执行这些操作后。

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自体血液或梭菌胶原酶脑内注射为脑出血的小鼠模型

本方案中描述的小鼠自体血注射脑出血模型采用双次注射技术，以最大限度降低血液沿针道反流的风险，泵系统中不使用抗凝剂，并且消除了系统中的所有死腔和可扩张的管路。...

自体血注射法建立小鼠自发性脑内出血模型

为了进一步了解出血性卒中并研究新的治疗策略，需要建立具有临床相关性的脑出血（ICH）动物模型。在本研究中，我们描述并评估了两种ICH模型，这两种模型通过向小鼠基底节（纹状体）单侧注射自体全血或细菌胶原酶来实施。...

小鼠脑内出血模型的建立：自体血或细菌胶原酶注射法

本文介绍了一种通过局部注射不可逆的内皮型一氧化氮合酶（eNOS）抑制剂（L-Nio）在小鼠白质中诱导局灶性脑卒中的方法。文中展示了两种立体定位手术变体、逆行神经元示踪、新鲜组织标记与分离技术，拓展了该技术的潜在应用范围。...

一种用于研究轴突变性及白质神经生物学的多功能小鼠皮层下白质卒中模型

本文报道了一种通过小鼠颈总动脉或大鼠颈外动脉在缺血性脑卒中后递送神经干细胞的方法，该方法适用于注射溶液或悬浮液。注射后的细胞广泛分布于脑实质中，并可在递送后长达30天内被检测到。...

向大鼠和小鼠脑内动脉内递送神经干细胞：应用于脑缺血

本方案中，我们描述了一种通过向小脑延髓池两次注射自体全血来建立标准化的蛛网膜下腔出血（SAH）小鼠模型的方法。这种双次注射操作具有高度的标准化，属于一种中度至急性SAH模型，且在死亡率方面相对安全。...

经大池双次直接注射血液作为蛛网膜下腔出血模型

我们提出了一种通过两次注射自体血在大鼠中建立大规模脑桥出血模型的方案。...

双侧注射自体血所致的大面积脑桥出血

蛛网膜下腔出血在人类中仍具有较高的死亡率和致残率。为了促进对该疾病及其病理生理机制的进一步研究，本文介绍了一种视交叉前单次注射模型。...

在大鼠模型中通过视交叉前单次注射自体血诱导实验性蛛网膜下腔出血

本文介绍了一种在轻度卒中模型中利用流式细胞术分析评估缺血性卒中后免疫细胞功能的实验方案。该方法可实现对神经免疫相互作用的详细研究，并可适用于其他神经退行性疾病的探索，从而加深我们对卒中病理过程中免疫应答机制的理解。...

微型中风小鼠模型中神经免疫相互作用的分离与流式细胞术评估

出血性休克模型一直是可靠且可重复的研究工具，有助于识别和理解创伤后与炎症及器官损伤相关的信号通路。本文详细描述了小鼠出血性休克实验过程中涉及的手术与机械操作步骤。...

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冠状动脉结扎与心肌内注射在小鼠心肌梗死模型中的应用

学习在小鼠模型中使用自体血液或胶原酶进行脑内注射以建立脑出血模型。该方法通过立体定位技术将试剂注入左侧纹状体，用于研究血肿形成、脑水肿及继发性损伤机制，为神经保护治疗策略的开发提供可靠的临床前研究平台。

纹状体内注射自体血或梭状芽胞杆菌胶原酶作为脑内出血的小鼠模型

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