Summary

En enkel metode for Mouse Lung Intubasjon

Published: March 21, 2013
doi:

Summary

Dette notatet beskriver en striaghforward og effektiv metode for å intubere mus for lungefunksjonen målinger eller pulmonal drypping, som gjør at musene å komme seg og bli studert på senere tidspunkt. Prosedyren innebærer en rimelig fiberoptisk lyskilde som direkte lyser opp luftrøret.

Abstract

En enkel prosedyre for å intubere mus for lungefunksjonen målinger ville ha flere fordeler i longitudinelle studier med begrenset antall eller dyre dyr. En av grunnene til at dette ikke er gjort mer rutinemessig er at det er relativt vanskelig, til tross for det er flere publiserte studier som beskriver måter å oppnå den. I denne artikkelen viser vi en prosedyre som eliminerer en av de store hindrene tilknyttet denne intubasjon, at av visualisere luftrøret under hele tiden av intubasjon. Tilnærmingen bruker en 0,5 mm fiberoptiske lyskilde som tjener som et innføringskateter å dirigere intubasjon kanylen inn i musen luftrøret. Vi viser at det er mulig å bruke denne fremgangsmåten til å måle lungemekanikk i individuelle mus over en tid løpet av minst flere uker. Teknikken kan settes opp med relativt liten kostnad og kompetanse, og det kan være rutinemessig oppnås med relativt liten opplæring. Dette bør makE det mulig for ethvert laboratorium å rutinemessig utføre denne intubasjon, og dermed lar longitudinelle studier i individuelle mus, for derved å minimere antall mus trengs og øke statistisk styrke ved hjelp hver mus som sin egen kontroll.

Introduction

I 1999 publiserte Brown et al. En artikkel som beskriver en fremgangsmåte for intubasjon av musen lunge 1. Slik teknikk har betydelig nytte i å gjøre gjenta lungefunksjon eller bronchoalveolar lavage i enkelte mus i longitudinelle studier 2. Siden den opprinnelige artikkelen har det vært flere andre papirer som har beskrevet ulike tilnærminger til mus intubasjon 3-9. Mens alle disse metodene kan brukes med hell, de vanligvis krever betydelig opplæring eller pris. En av de viktigste problemene med en slik intubasjon er at når intubasjon kanyle tilnærminger nærmer luftrøret påvente innsetting, blokkerer kanylen selv lyset og dermed visualisering av hvor det er behov for å gå. Dermed blir innsettingen blind på de mest kritiske tidspunkt. I denne artikkelen viser vi hvordan du enkelt og billig eliminere dette visualisering problem, og dermed sikre en vellykket intubering med relativt lite trening ellererfaring.

Protocol

1. Forberedelse til prosedyren Man må først få tak i og forberede følgende elementer: Kanylen. For intubasjon på 20-35 g mus, bruker vi en 1 eller 1,5 tommer lang, 20 gauge IV kateter (BD Insylte, Sparks, MD eller Jelco Optiva, Carlsbad, CA). En ny sterilt kateter kan brukes for hver mus, men katetre kan også brukes om igjen etter sterilisering ved bløtlegging i 70% etanol over natten. Selv om verken svelget eller luftrøret av musen er sterile riktig rensl…

Representative Results

Som en evaluering av metoden brukte vi fire 20 uker gamle hann BALB / c mus med gjennomsnittlig vekt (± SEM) på 27,7 ± 0,40 g. De ble studert på fem påfølgende uker, hvor lungen motstand ble målt ved hjelp av et system som tidligere beskrevet 11. Hver mus ble bedøvet med ketamin (100 ug / g BW) og xylazin (15 ug / g BW) i saltløsning via IP injeksjon. De ble deretter intubert som beskrevet ovenfor. Hvis det er noen tvil om kanylen er i luftrøret og ikke i spiserøret, kan dette ved hjelp av en liten…

Discussion

Fremgangsmåten beskrevet her har flere fordeler. Først anordningen er enkel og relativt billig .. Fabrikasjon av apparatet krever ingen spesielle verktøy eller kostbart utstyr. Bruken av et kateter som også introduserer er lyskilden betyr at en aldri mister synet av tracheal åpningen som innføringskateteret nærmer tracheal åpningen. Bruk av en 0,5 mm introducer tjener også for å minimere traume som kan oppstå med en innledende innsetting av et større kanyle. Vi merker oss at en lignende optisk probe er tilgj…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Støttet av NIH HL-10342.

Materials

Material Company Catalog # Comment
Intubation cannula BD Insylte, Sparks, MD or Jelco Optiva, Carlsbad, CA   1-in.-long, 20-gauge intravenous (IV) catheter
Fiber-optic cable Edmund Optics, Barrington, NJ #NT02-542 Approximately 2-ft length of 0.5-mm optical fiber (Communication grade plastic fiber). The edge of the fiber end that is inserted into the trachea should be gently rounded by holding the fiber ≈2 cm from the end and then making small circles while dragging the tip for a few seconds on 1,000-grit emory paper.
Light Source Volpi NCL-150 Although we use a 150-W halogen light source, any equivalent light source, even with much lower wattage can be used.
Silicone rubber stopper     A #1 silicone rubber stopper fits the light source used in this demonstration. Different light sources may require a different size.
Small silicone rubber tube Cole-Palmer EW-96410-13 A ≈1.5 cm piece of silicone rubber tubing (0.8 inner diameter, 4 mm outer diameter)
Angled support stand     Ours is constucted from plexiglass, but any material to which a thread or wire can be affixed to hold the mouse at an almost vertical angle can be used.

References

  1. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  2. Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice. Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).
  3. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).
  4. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).
  5. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).
  6. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab Animal. 35, 39-42 (2006).
  7. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).
  8. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).
  9. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).
  10. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  11. Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion. Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).
  12. MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930 (2007).

Play Video

Cite This Article
Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. J. Vis. Exp. (73), e50318, doi:10.3791/50318 (2013).

View Video