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JoVE Journal Immunology and Infection
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Immunology and Infection

使用寨卡病毒对 埃及伊 蚊的载体能力分析

Published: May 31, 2020 doi: 10.3791/61112
Automatic Translation
1,2, 1,3,4
1Institute for Human Infections and Immunity, University of Texas Medical Branch, 2Department of Pathology, University of Texas Medical Branch, 3Department of Microbiology and Immunology, University of Texas Medical Branch, 4World Reference Center for Emerging Viruses and Arboviruses, University of Texas Medical Branch

Summary

所提出的方案可以确定 埃及伊蚊 种群在收容环境中对特定病毒（如寨卡病毒）的载体能力。

Abstract

所介绍的程序描述了在实验室条件下用寨卡病毒感染 埃及伊蚊 的通用方法，以确定病毒在相关蚊子种群中的感染率、播散性感染率和潜在传播率。这些程序在全球矢量能力评估中经过各种修改后被广泛使用。它们对于确定特定蚊子（即物种，种群，个体）在给定病原体的传播中可能发挥的潜在作用非常重要。

Introduction

载体能力被定义为在物种，种群甚至个体水平上，给定节肢动物（如蚊子，蜱或放血沙蝇）在生物上获取和传播病原体的能力，并在节肢动物1，2中复制或发育。对于蚊子和节肢动物传播的病毒（即虫媒病毒），该病原体由雌性蚊子从病毒血症宿主体内吸收。摄入后，病毒必须有效地感染一小群中肠上皮细胞3，克服各种生理障碍，如消化酶的蛋白水解降解，微生物群的存在（中肠感染屏障，或MIB）和分泌的营养周基质。中肠上皮感染后必须复制病毒并最终从中肠逃逸到蚊子的开放循环系统或血淋巴中，这代表了克服中肠逃逸屏障（MEB）的播散性感染的发作。此时，病毒可以建立次级组织（例如，神经，肌肉和脂肪体）的感染并继续复制，尽管这种二次复制对于病毒感染唾液腺的腺泡细胞（克服唾液腺感染屏障）可能不是严格必要的。从唾液腺腺泡细胞流出到它们的顶端腔，然后移动到唾液管中，使病毒在叮咬时接种到随后的宿主中，并完成传播周期1，2，4，5，6，7。

鉴于这种表征良好且通常保守的蚊子媒介传播机制，实验室媒介能力评估通常在方法上相似，尽管方案确实存在差异1，2。通常，在口腔病毒暴露后，对蚊子进行解剖，以便可以分别测定中肠，腿部，卵巢或唾液腺等单个组织是否存在病毒感染，播散性感染，播散性感染/潜在经卵巢传播和播散性感染/潜在传播能力8。然而，仅仅唾液腺中存在病毒并不是传播能力的明确证据，因为在某些载体/病毒组合1，2，4，5，7，9中存在唾液腺逃逸/出口屏障（SGEB）。证明传播能力的标准方法仍然是蚊子传播给易感动物10，11，12。然而，鉴于对于许多虫媒病毒，这需要使用免疫功能低下的小鼠模型13，14，15，16，这种方法通常成本过高。一种常用的替代方案是收集蚊子唾液，可以通过逆转录聚合酶链反应（RT-PCR）或感染性测定进行分析，以分别证明病毒基因组或感染性颗粒的存在。值得注意的是，这种体外唾液收集方法可能高估了体内进食过程中沉积的12种或17种病毒的量，表明必须谨慎解释此类数据。尽管如此，当从唾液中仅存在病毒的角度进行分析时，体外方法非常有价值，这表明了传播潜力。

确定蚊媒在虫媒病毒病暴发中的作用有两种主要方法。第一种方法涉及现场监测，其中在主动传播的背景下收集蚊子18，19，20，21，22，23，24。然而，鉴于感染率通常相当低（例如，在美国寨卡病毒（ZIKV）传播活跃地区，蚊子的感染率估计为0.061%21），诱捕方法25、26和随机机会（例如，从1，600名未感染者中抽样一名受感染者中抽样一名）可能严重偏向于潜在病媒物种的犯罪21.考虑到这一点，一项特定的研究可能无法获得足够的蚊子的原始数量或物种多样性，以准确检测参与传播的蚊子。相比之下，载体能力分析在实验室环境中进行，允许严格控制口服剂量等参数。虽然不能完全代表现场环境中蚊子感染和传播能力的真正复杂性，但这些实验室评估仍然是arbovirology领域的有力工具。

基于ZIKV在几种蚊子物种，种群和方法27，28，29，30，31，32中的各种载体能力分析，以及最近对载体能力评估1的回顾，我们在这里描述了与典型载体能力工作流程相关的几种方案。在这些实验中，来自美洲（巴西萨尔瓦多市;多米尼加共和国;和美国德克萨斯州里奥格兰德河谷下游）的三个埃及伊蚊种群通过人工血粉以4，5或6对数10聚焦单位（FFU）/ mL剂量暴露于单一的ZIKV菌株（Mex 1-7，GenBank加入：KX247632.1）。随后，通过解剖和基于细胞培养的感染测定，在不同时间外在孵育（2，4，7，10和14天）后，对他们进行感染，播散性感染和传播能力的证据。尽管目前的工作流程/方案针对ZIKV进行了优化，但许多元素可直接转化为节肢动物收容和生物安全等级2和3（ACL / BSL2或ACL / BSL3）中的其他蚊子传播的虫媒病毒。

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Protocol

这些协议中执行的所有程序均完全符合德克萨斯大学加尔维斯顿医学分校机构生物安全委员会和机构动物护理和使用委员会批准的协议。

1. 扩增Vero细胞中的ZIKV

  1. 在Dulbecco的Eagle最小必需培养基（DMEM）的修饰中培养Vero细胞（CCL-81或VeroE6），在150cm 2组织培养瓶中补充10%V / v热灭活胎儿牛血清（FBS）和1%（v / v）青霉素- 链霉素（分别为100 U / mL和100μg/ mL）的5%CO2至80-90%汇合度。
  2. 在生物安全柜（BSC）中，取出培养基并处理在10%漂白剂或双季铵的工作稀释液中（材料表）。立即用1mL病毒储备接种单层，目标是每个细胞0.1-1个感染性病毒颗粒。立即搅拌烧瓶，使接种物与整个单层接触。
  3. 使用补充有2%v / v热灭活FBS和1%（v / v）青霉素 - 链霉素的DMEM将培养基充注至5mL的体积。然后将烧瓶移入加湿的37°C培养箱中，用5%CO2 培养60分钟。
  4. 从培养箱中取出烧瓶，然后将其放入BSC中。使用补充有 2% v/v 热灭活 FBS 和 1% （v/v） 青霉素-链霉素的 DMEM，将额外的培养基加入 15 mL 的总体积。将烧瓶移入加湿的37°C培养箱中，其中含有5%CO2。
  5. 每天在相差显微镜下检查烧瓶，以寻找细胞病变效应（CPE）的证据。当只有大约40-50%的细胞留在单层中时，继续进行病毒收获（步骤1.7），通常在感染后3-5天，具体取决于所使用的ZIKV菌株。
  6. 吸出上清液并放入50 mL锥形小瓶中。通过离心（3，500×g 20分钟）澄清细胞碎片的上清液。
    注意：如果多个烧瓶的感染相同，则来自多个烧瓶的上清液可以组合成50 mL锥形管。
  7. 将上清液从50mL锥形管中取出至新鲜管中，注意不要破坏沉淀。用热灭活FBS补充上清液至终浓度为30%（v / v）。将这种混合物等分到单独的螺旋盖管中，并在-80°C下冷冻直至使用。

2. 人造血液制品的制备

  1. 在蚊子暴露于传染性血粉的那一天，打开节肢动物收容设施中的电源（材料表），以便在蚊子准备暴露时预热摄食装置（材料表）。
  2. 使用下面描述的方法之一制备人造血液。
    1. 方法1：将新鲜收获的（一周内）柠檬酸盐或肝素化的人血与病毒储备（如第1节所述制备）混合。
      注意：这种方法取决于血液中是否存在任何针对病毒/病毒家族的抗体。
    2. 如果无法确认抗体缺失，或者已知血源既往有黄病毒暴露史，请清洗并手动包装红细胞。
      1. 在平衡计分卡中，将 30 mL 全人血加入 50 mL 锥形管中，并用磷酸盐缓冲盐水 （PBS） 补充至 50 mL。
      2. 以3，500×g离心20分钟。
      3. 通过轻轻倒入含有10%漂白剂的托盘锅或工作稀释双季铵来吸出上清液，注意不要丢弃红细胞沉淀。
      4. 加入10 mL PBS，并将锥形管的底部轻轻拍打BSC的底部，使红细胞沉淀已经重建。使用PBS将悬浮液的体积调高至50 mL。通过轻柔的反转混合。
      5. 重复步骤2.2.2.1−2.2.2.4，总共4−6倍。确认上清液是透明的或仅微粉红色，不再不透明。使用血清学移液器除去所有上清液。将红细胞沉淀重悬于1-2 mL的PBS中。
      6. 组装血粉：使用补充2%v / v热灭活FBS和1%（v / v）青霉素的DMEM组装血粉：350μL包装的红细胞，100μL的10%蔗糖，200μL热灭活FBS，900μM重组ATP和2mL适当稀释的病毒储备。
  3. 将标准的3 mL储液器单元（材料表）与未感染小鼠的皮肤覆盖（其他选项包括石蜡膜，胶原膜或香肠肠衣）。
  4. 将有盖的水箱放在白纸巾上。一次向储液槽中加入~2 mL感染性血粉。检查喂食器下方的毛巾是否有任何泄漏迹象。如果存在泄漏，请从喂食器中回收血粉并丢弃盖子。用插头密封进纸器。再次确认不存在泄漏。

3. 血粉背滴/斑块测定

  1. 使用制备的血粉的剩余体积，使用补充有2%v / v热灭活FBS和1%（v / v）青霉素 - 链霉素的DMEM进行10x连续稀释（即6次稀释，范围从稀释10x到1，000，000x）。
  2. 将100μL稀释液等分到24或12孔板的孔中，从最稀释到最浓缩。
  3. 在37°C，5%CO2 培养箱中孵育1小时。
  4. 在1小时孵育期结束时，将板带回BSC中，并相应地向24孔或12孔板中加入1mL或2mL甲基纤维素覆盖层。
  5. 将覆盖的板放回37°C，5%CO2 培养箱中，孵育3-7天（病毒株依赖性）。
  6. 孵育后，从培养箱中取出板并带入BSC。将甲基纤维素覆盖物丢弃到装有10%漂白剂或双季铵消毒剂的托盘锅中。
  7. 用PBS洗涤每个孔2x，将洗涤物丢弃到含有10%漂白剂或双季铵的托盘锅中。
  8. 加入约1mL甲醇：丙酮（1：1 v：v），让细胞在室温（RT）下在BSC中固定在板上至少30分钟。根据机构对有机废物的政策丢弃甲醇：丙酮。
  9. 使用下面描述的两种方法之一可视化ZIKV。
    1. 除去甲醇：丙酮后，立即用结晶紫溶液（0.25%w / v在30%甲醇中）染色5分钟。在自来水中冲洗2次并晾干，然后直接用眼睛观察斑块或单层破坏的证据。
    2. 或者，进行聚焦形成测定。
      1. 让板风干，直到没有有机固定剂残留。
        注意：这应该在平衡计分卡外需要约2-3小时，但可以通过在平衡计分卡或化学通风橱中风干来加速。
      2. 在轨道板摇臂上，在非无菌PBS（Mg2 + 和Ca2 + 游离）中洗涤每个孔3x15分钟。取出PBS并向每个孔中加入1 mL封闭溶液（PBS + 3%FBS），并在室温下摇动15分钟。
      3. 在封闭溶液中以1：2，000稀释度每孔加入100μL α-ZIKV或α-黄病毒一抗（例如，黄病毒群杂交瘤D1-4G2-4-15 [4G2]）。在室温下摇孵育至少4小时（最好过夜，不超过18小时）。
      4. 除去一抗，在轨道板摇臂上用PBS（不含Mg2 + 和Ca2 +） 洗涤3x15分钟。
      5. 在封闭缓冲液中每孔加入100μL二抗（山羊α小鼠HRP标记）稀释1：2，000。在室温下摇孵育1小时。
      6. 用PBS（不含镁2+和钙2+）在轨道板摇臂上洗涤3x，每次15分钟。
      7. 每孔等分100μL底物显影试剂（材料表）。在室温下岩石板15分钟。
      8. 通过除去底物并用自来水冲洗板2x来停止病灶/斑块的发展反应。在定量之前，倒掉自来水，让板风干。
      9. 计数病毒病灶以确定给定样本中存在的FFU数量。

4. 血液测量的管理

  1. 在关闭后2-4天使用 埃及伊蚊 。将雌性蚊子分分类到0.5升的纸板纸箱中，并带有屏蔽盖，并剥夺它们的糖（通常在传染性血粉前36-48小时）。通过水饱和的棉球 随意 提供水。
  2. 在蚊子将暴露于传染性血粉的早晨去除水饱和的棉球。
  3. 将含有人造血粉的储液槽连接到透明塑料手套箱内的喂养装置引线上。
  4. 在手套箱内，将一个0.5升的纸板纸箱放在与水库相连的喂养装置下方，上面有一个带屏蔽盖的纸箱，里面装有50-100只饥饿 的埃及伊蚊 。
    注意：适当饥饿的蚊子通常会在20分钟内进食。可以根据需要延长喂养时间以增加较慢群体中的样本量，尽管这不应超过60分钟，因为（ZIKV）病毒滴度可以在约60分钟后在饲养器内降低。
  5. 喂料完成后，取出储液槽并浸入新鲜制作的10%漂白剂中。
  6. 通过在-20°C下孵育30秒或在冰箱中孵育5分钟来冷麻醉蚊子。
  7. 在手套箱内，将蚊子倒入冰上的培养皿中。从未参与的蚊子中计数并分类充血的雌性。将未吸水的蚊子浸入装有70%乙醇的50 mL管锥形管中处理。当蚊子仍然被麻醉时，将它们倒回0.5L纸板箱中，并迅速用屏幕和盖子盖住。修剪纸箱上多余的筛网，并用胶带固定网状物。
  8. 将一个浸有无菌过滤的10%蔗糖水溶液饱和的棉球加入到每个纸箱的筛子中。将所有蚊盒放入装有湿海绵的大型塑料二级容器中，以保持湿度。
  9. 将装有蚊子纸箱的二级容器放入温度为27±1°C的培养箱中（或酌情模拟感兴趣区域的条件），其80%±10%相对湿度和16：8的光：暗循环）。保持蚊子 随意 获得10%的蔗糖，直到实验完成。

5. 样品采集和处理

  1. 在喂食后的指定日期，使用手套箱内的机械吸气器从适当的纸箱中吸出预定数量的蚊子。在获得必要数量的蚊子后，用棉轮盖住收集管。
  2. 通过在-20°C下孵育30秒或在4°C下孵育5分钟来冷麻醉蚊子。
  3. 在手套箱内，将蚊子倒入冰上的培养皿中。使用两对镊子，取出每只蚊子的所有六条腿，放入预先标记的2 mL圆底微量离心管中，该管中含有无菌不锈钢滚珠轴承（7/32"）和500μL蚊子收集培养基（MCM），由DMEM，2%FBS，1%青霉素 - 链霉素和2.5μg/ mL两性霉素组成。
  4. 轻轻地将蚊子放在一滴矿物油上以约束它，注意不要让油与蚊子的头部和长鼻之间有任何接触。
  5. 将蚊子长鼻插入装有10μL热灭活FBS的10μL移液器吸头中。
    注意：或者，移液器可以填充蔗糖，血液或矿物油。该油允许通过光学显微镜直接可视化唾液气泡。
  6. 让蚊子流口水30分钟。将含有FBS +唾液的微量移液管喷射到含有100μLMCM的微量离心管中，然后将胴体放入单独的2mL圆底微量离心管中，该离心管含有灭菌钢球轴承和500μLMCM。确保用于身体，腿部和唾液的管子被标记，以便清楚地表明所有三个样本都来自同一只蚊子。
  7. 当蚊子垂涎时，对剩余的蚊子执行步骤5.3-5.5。
  8. 将包含主体和支腿的管子输送到BSC中包含的珠磨组织均质化装置中。以26 Hz研磨所有身体和腿部样品5分钟，以将病毒颗粒释放到上清液中。通过以200×g离心5分钟以沉淀细胞碎片来澄清所有样品。
    注意：此时，样品可以在-80°C下冷冻，或立即测定。

6. 通过感染性检测检测ZIKV

  1. 在BSC中，在感染性测定开始前24小时用Vero细胞（每孔10个5 个细胞）制备24个孔组织培养板。用单个蚊子/样品的身份标记每个孔。
  2. 如果样品在-80°C下冷冻，则允许解冻。
  3. 在用样品一次一个板接种之前，从Vero细胞板中取出培养基。
  4. 对于含有本体或腿的样品，小心地将100μL澄清的上清液等分到每个孔中，注意不要干扰沉淀中的蚊子细胞碎片。
    注意：在接种到细胞上之前，唾液样品可以用MCM以1：1（v / v）稀释，以保存样品以供以后滴定（如有必要）。
  5. 将板移入37°C，5%CO2 培养箱中并孵育1小时。
  6. 将板返回BSC，并向每个孔中加入约1mL甲基纤维素覆盖层。将覆盖的板放回37°C，5%CO2 培养箱中，孵育3-7天（病毒/菌株依赖性）。
  7. 按照步骤 3.6−3.9 中所述执行固定和可视化。
  8. 关于通过焦点形成测定的评分，通过在光学显微镜下检查来量化阳性孔。检测孔中细胞的胞浆内染色表明存在病毒。样本仅按焦点正数或负数进行评分。

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Representative Results

来自美洲（巴西萨尔瓦多;多米尼加共和国;和美国德克萨斯州里奥格兰德河谷）的三个 埃及伊 蚊种群暴露于来自美洲的ZIKV爆发菌株（ZIKV Mex 1-7，恰帕斯州，墨西哥，2015年），超过一系列血粉滴度（4，5和6 log10 FFU / mL），这些滴度在洗涤后基于红细胞的人造血粉中呈递。在感染后第2天、第4天、第7天、第10天和第14天，对蚊子亚群进行处理，以确定感染、传播和潜在传播率。

在4 log10 FFU / mL的ZIKV Mex 1−7的血滴度下，来自巴西萨尔瓦多的埃及埃及伊蚊在外源孵育4天和14天后分别以12.5%和11.1%的感染率感染，在测定的腿部没有观察到播散性感染的证据，并且在唾液中没有检测到病毒（图1a）。将滴度提高到 5 对基10 FFU/mL 可使感染率略有增加，感染后第 4 天、第 10 天和第 14 天的感染率分别为 22.2%、33.3% 和 22.2%。与暴露于4 log10 FFU / mL的队列中观察到的情况类似，在任何时间点均未观察到播散性感染或传播能力（图1b）。在最高检查滴度（6 log10 FFU /mL）下，孵育2天后未发现感染，但在所有其他时间点观察到感染，在外源性孵育10天时达到88.9%的峰值。在感染后10天和14天检查的蚊子的腿中检测到ZIKV（分别为22.2%和66.7%），表明ZIKV已经扩散到血细胞中，尽管在这些时间点的唾液中观察到传染性ZIKV（图1c）。

来自多米尼加共和国的埃及伊蚊种群被证明是最容易感染ZIKV的，并且在暴露于所有测试的血滴度后具有传播能力。在所有三种测试剂量的所有时间点都观察到一定程度的感染，在感染后2天观察到最低的感染率为4 log10 FFU / mL（25%）（图1d）。血滴度为5 log10和6 log10 FFU / mL病症，感染率达到100%的峰值，早在感染后4天就观察到暴露于6 log 10 FFU / mL ZIKV的蚊子群体中的100%感染（图1e，f）。喂食所有三种剂量的蚊子在感染后7天显示传播，峰值为44.4%（4对数10 FFU / mL，感染后14天），88.9%（5对数10 FFU / mL，感染后1和14天）和100%（6对数10 FFU / mL，感染后10天）。在所有三次剂量（分别在4，5和6 log10 FFU / mL下分别为11.1%，22.2%和22.2%）后观察到传播能力，但仅在14天的外在潜伏期（EIP）之后（图1d−f）。

来自德克萨斯州里奥格兰德河谷的埃及伊蚊种群被证明对感染ZIKV相对难治。暴露于4 log10 FFU/mL血滴度的蚊子早在感染后4天就被感染，感染率在22.2%~44.4%之间。在这些暴露条件下，在感染后14天以11.1%的比率观察到播散性感染，并且没有观察到传播能力（图1g）。血粉滴度增加10倍产生了大致相似的结果，暴露后4天开始观察到感染（33.3%和44.4%），而在外在潜伏14天后以22.2%的速率发现播散性感染（图1h）。最后，在暴露于6对数10 FFU / mL血粉的队列中，从感染后2天（22.2%）开始观察到感染，并在感染后4，10和14天达到峰值（66.7%）。在感染后 7 天 （11.1%） 开始观察到这种情况的播散性感染，在感染后 14 天达到 44.4% 的峰值。在感染后10天，只有一只蚊子（11.1%）能够传播（图1i）。

Figure 1
图 1：ZIKV Mex 1−7 中各种埃及语种群的代表性向量能力数据。（a−c） 来自巴西萨尔瓦多的埃及Ae. ae. 的向量能力 （F2）。（d−f）来自多米尼加共和国的埃及埃及语的矢量能力（F6）。（g−i）来自德克萨斯州里奥格兰德河谷的埃及伊蚊的矢量能力（F4）。（a，d，g）埃及埃及人暴露于 4 对数10 FFU/mL 的 ZIKV Mex 1-7。（b，e，h）埃及埃及人暴露于5个ZIKV Mex1-7的对数10 FFU / mL。（c，f，i）埃及埃及人暴露于6个ZIKV Mex1-7的对数10 FFU / mL。在每个时间点（感染后2，4，7，10和14天）收集并采样蚊子的子集。感染、播散和传播率表示为阳性胴体/腿部/唾液样本的数量超过该时间点测定的蚊子数量。感染以蓝色表示，播散性感染以绿色表示，传播率以红色表示。该图中的数据来自Roundy和Azar等人32。请点击此处查看此图的放大版本。

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Discussion

此处描述的方法提供了执行矢量能力分析的通用工作流。作为一个一般框架，其中许多方法在整个文献中都是保守的。但是，有很大的修改空间（在Azar和Weaver1中进行了审查）。已知病毒（例如，病毒谱系、激发病毒的储存、病毒传代史）、昆虫学（例如，蚊子种群的实验室定植、先天免疫、蚊子微生物组/病毒组）和实验变量（例如，血粉组成、顺序喂养和孵育温度）都会影响载体能力。在ZIKV爆发的背景下，能力研究的方法学变异性已被证明是有问题的，因为它排除了正式的荟萃分析1，33。

在这种一般方法中，适当饿死蚊子和血粉组成的重要性怎么强调都不为过。在实验室范式34中，脱水会驱动蚊子的进血行为，强调了在提供传染性血粉之前糖和水饥饿的价值。虽然 埃及伊蚊在暴露于血粉之前剥夺糖36-48小时和水2-4小时具有良好的耐受性，但值得注意的是，这些蚊子在实验室条件下非常容易处理2。这种侵略性的饥饿方案可能不像其他蚊子物种那样耐受，需要一定程度的内部优化。同样，血粉内容物可能由宿主偏好决定。例如，使用人类血液为埃及 伊 蚊等亲人类蚊子准备血粉是完全合适的，但是为鸟类（如 库蚊） 制作的人类血液测量可能效果较差35。此外，关于血粉组装，强烈建议使用相对新鲜的血液制品，以尽量减少红细胞的溶血。

整个病媒能力评估和本文所述程序的最大局限性之一是，这些研究主要限于使用可在实验室条件下维持的蚊子来研究病毒。埃及伊蚊虽然是许多具有临床重要性的病原体的高度相关的载体，但也恰好是实验室菌落中最容易饲养和维持的蚊子之一1，31，36，37。因此，不出所料，埃及伊蚊种群的能力往往是常见病媒蚊子中最好的特征2。这在保持地方性和城市传播周期38、39、40的虫媒病毒的背景下尤其成问题，因为载体能力通常只在更容易处理的城市蚊子的背景下进行。

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Disclosures

作者没有什么可透露的。

Acknowledgments

我们感谢世界新兴病毒和虫媒病毒参考中心（WRCEVA）的工作人员：Robert Tesh博士，Hilda Guzman博士，Kenneth Plante博士，Jessica Plante博士，Dionna Scharton和Divya Mirchandani，他们在策划和提供许多用于我们和其他团体的载体能力实验的病毒株方面所做的不懈努力。所介绍的工作由麦克劳克林奖学金基金（SRA）资助，NIH资助AI120942和AI121452。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3mL Standard Reservoir R37P30 Hemotek Ltd Insectary Equipment
7/32" Stainless Steel 440 Grade C Balls 4RJH9 Grainger Grinding Media
Acetone, Histological Grade, Fisher Chemicals, Poly Bottle, 4L, 4/Case A16-P4 FisherScientific Fixative
Adenosine 5'-triphospate disodium salt hydrat, microbial, BioReagent, suitable for cell culture A6419-1G MilliporeSigma Reagent
Anti-Flavivirus Group Antigen Antibody, clone D1-4G2-4-15 MAB10216 MilliporeSigma Primary Antibody for focus forming assay
Anti-Mouse IgG (H+L) Antibody, Human Serum Adsorbed and Peroxidase-Labeled, 1.0mL/Bottle 5450-0011 KPL/Seracare Secondary Antibody for focus forming assay
Bleach NC0427256 FisherScientific Decontamination
Corning, Cell Culture Treated Flasks, 150cm2, Vented Cap, Case of 50 10-126-34 FisherScientific Cell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 24-well, 5/bag, 100/case, Corning 07-200-740 FisherScientific Cell culture consumable
Costar Cell Culture Plates, 96-well, 5/bag, 100/case, Corning 07-200-91 FisherScientific Cell culture consumable
Crystal Violet C0775-100G MilliporeSigma Stain
Eppendorf Snap Cap Microcentrifuge Safe-Lock 2mL Tubes, 500/Case 05-402-7 FisherScientific Plastic consumable
Falcon 15mL Conical Centrigue Tubes 14-959-70C FisherScientific Plastic consumable
Falcon 50mL Conical Centrigue Tubes 14-959-49A FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 10mL Pipets, 200/Case 13-675-20 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 1mL Pipets, 1000/Case 13-675-15B FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 25mL Pipets, 200/Case 13-675-30 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Disposable Polystyrene Serological 5mL Pipets, 200/Case 13-675-22 FisherScientific Plastic consumable
Falcon Standard Tissue Culture Dishes 08-772B FisherScientific Plastic consumable
Fetal Bovine Serum-Premium, 500mL S11150 Atlanta Biologicals Cell culture reagent
Fisherbrand Economy Plain Glass Microscope Slides 12-550-A3 FisherScientific Immobilization of Mosquitos
FU1 Feeder FU1-0 Hemotek Ltd Insectary Equipment; feeding units
Gibco DPBS with Calcium and Magnesium, 10 x 500mL Bottles 140-040-182 FisherScientific Cell culture reagent
Gibco Fungizone, Amphotericin B, 250μg/mL, 50mL/Bottle 15-290-026 Fisher Scientific Cell culture reagent
Gibco Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL), 100mL/Bottle, 20 Bottles/Case 15-140-163 FisherScientific Cell culture reagent
Gibco, Tryptsin-EDTA (.25%), Phenol red, 20 x 100mL Bottles 25-200-114 FisherScientific Cell culture reagent
Gibcom DMEM, High Glucose, 10 x 500mL Bottles 11-965-118 FisherScientific Cell culture reagent
Human Blood, Unspecified Gender, Na-Citrate, 1 Unit 7203706 Lampire Bloodmeal preparation
InsectaVac Aspirator 2809B Bioquip Insectary Equipment
Methanol, Certified ACS, Fisher Chemicals, Amber Glass Bottle, 4L, 4/Case A412-4 FisherScientific Fixative
Methyl cellulose, viscosity: 3,500-5,600 cP, 2 % in water(20 °C), 250g/Bottle M0512-250G MilliporeSigma Cell culture reagent
Micro-chem Plus Disinfectant Detergent C849T34 Thomas Scientific Decontamination; working dilution of dual quaternary ammonium
Mineral Oil, BioReagent, for molecular biology M5904-5X5ML MilliporeSigma Immobilization of Mosquitos
O-rings OR37-25 Hemotek Ltd Insectary Equipment
Plastic Plugs PP5-250 Hemotek Ltd Insectary Equipment
PS6 Power Unit (110-120V) PS6120 Hemotek Ltd Insectary Equipment; power source
Rubis Forceps, Offset blades, superfine points 4525 Bioquip Insectary Equipment
Sarstedt Inc, 2mL Screw Cap Microtube, Conical Bottom, O-ring Cap, Sterile, 1000/Case 50-809-242 FisherScientific Plastic consumable
Sucrose, BioUltra, for molecular biology 84097-250G MilliporeSigma Reagent
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 1000μL Pipette Tips, 100 tips/Rack, 8 Racks/Pack, 4 Packs/Case 21-402-487 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 200μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-486 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 20μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-484 FisherScientific Plastic consumable
ThermoScientific, ART Barrier Low Retention, Extended Reach 10μL Pipette Tips, 96 tips/Rack, 10 Racks/Pack, 5 Packs/Case 21-402-482 FisherScientific Plastic consumable
TissueLyser II 85300 QIAGEN Homogenization
TrueBlue Peroxidase Substrate Kit, 200mL 5510-0030 Seracare Developing solution for focus forming assay
Vero CCL-81 American Type Culture Collection Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay
Vero C1008 [Vero 76, clone E6, Vero E6] CRL-1586 American Type Culture Collection Mammalian cell line to amplify virus and conduct infectious assay

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References

  1. Azar, S. R., Weaver, S. C. Vector Competence: What Has Zika Virus Taught Us. Viruses. 11 (9), 867 (2019).
  2. Souza-Neto, J. A., Powell, J. R., Bonizzoni, M. Aedes aegypti vector competence studies: A review. Infection, Genetics and Evolution. 67, 191-209 (2019).
  3. Smith, D. R., Adams, A. P., Kenney, J. L., Wang, E., Weaver, S. C. Venezuelan Equine Encephalitis Virus in the Mosquito Vector Aedes taeniorhynchus: Infection Initiated by a Small Number of Susceptible Epithelial Cells and a Population Bottleneck. Virology. 372 (1), 176-186 (2008).
  4. Forrester, N. L., Coffey, L. L., Weaver, S. C. Arboviral bottlenecks and challenges to maintaining diversity and fitness during mosquito transmission. Viruses. 6 (10), 3991-4004 (2014).
  5. Kramer, L. D., Ciota, A. T. Dissecting vectorial capacity for mosquito-borne viruses. Current Opinion in Virology. 15, 112-118 (2015).
  6. Kramer, L. D., Hardy, J. L., Presser, S. B., Houk, E. J. Dissemination Barriers for Western Equine Encephalomyelitis Virus in Culex tarsalis infected after Ingestion of Low Viral Doses. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 30 (1), 190-197 (1981).
  7. Lounibos, L. P., Kramer, L. D. Invasiveness of Aedes aegypti and Aedes albopictus and Vectorial Capacity for Chikungunya Virus. The Journal of Infectious Diseases. 214, suppl 5 453-458 (2016).
  8. Heitmann, A., et al. Forced Salivation as a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (138), e57980 (2018).
  9. Beerntsen, B. T., James, A. A., Christensen, B. M. Genetics of Mosquito Vector Competence. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (1), 115-137 (2000).
  10. Guo, X. X., et al. Culex pipiens quinquefasciatus: a potential vector to transmit Zika virus. Emerging Microbes & Infections. 5 (9), 102 (2016).
  11. Secundino, N. F. C., et al. Zika virus transmission to mouse ear by mosquito bite: a laboratory model that replicates the natural transmission process. Parasites & Vectors. 10 (1), 346 (2017).
  12. Smith, D. R., et al. Venezuelan Equine Encephalitis Virus Transmission and Effect on Pathogenesis. Emerging Infectious Diseases. 12 (8), 1190-1196 (2006).
  13. Lazear, H. M., et al. A Mouse Model of Zika Virus Pathogenesis. Cell Host Microbe. 19 (5), 720-730 (2016).
  14. Morrison, T. E., Diamond, M. S. Animal Models of Zika Virus Infection, Pathogenesis, and Immunity. Journal of Virology. 91 (8), 9-17 (2017).
  15. Reynolds, E. S., Hart, C. E., Hermance, M. E., Brining, D. L., Thangamani, S. An Overview of Animal Models for Arthropod-Borne Viruses. Comparative Medicine. 67 (3), 232-241 (2017).
  16. Rossi, S. L., et al. Characterization of a Novel Murine Model to Study Zika Virus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 94 (6), 1362-1369 (2016).
  17. Styer, L. M., et al. Mosquitoes inoculate high doses of West Nile virus as they probe and feed on live hosts. PLoS Pathogens. 3 (9), 1262-1270 (2007).
  18. Azar, S. R., Diaz-Gonzalez, E. E., Danis-Lonzano, R., Fernandez-Salas, I., Weaver, S. C. Naturally infected Aedes aegypti collected during a Zika virus outbreak have viral titres consistent with transmission. Emerging Microbes & Infections. 8 (1), 242-244 (2019).
  19. Dzul-Manzanilla, F., et al. Evidence of vertical transmission and co-circulation of chikungunya and dengue viruses in field populations of Aedes aegypti (L.) from Guerrero, Mexico. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 110 (2), 141-144 (2016).
  20. Grard, G., et al. Zika virus in Gabon (Central Africa) – 2007: a new threat from Aedes albopictus. PLoS Neglected Tropical Diseases. 8 (2), 2681 (2014).
  21. Grubaugh, N. D., et al. Genomic epidemiology reveals multiple introductions of Zika virus into the United States. Nature. 546 (7658), 401-405 (2017).
  22. Guerbois, M., et al. Outbreak of Zika Virus Infection, Chiapas State, Mexico, 2015, and First Confirmed Transmission by Aedes aegyti Mosquitoes in the America. The Journal of Infectious Diseases. 214 (9), 1349-1356 (2016).
  23. Lundstrom, J. O., et al. Sindbis virus polyarthritis outbreak signalled by virus prevalence in the mosquito vectors. PLoS Neglected Tropical Diseases. 13 (8), 0007702 (2019).
  24. Miller, B. R., Monath, T. P., Tabachnik, W. J., Ezike, V. I. Epidemic yellow fever caused by an incompetent mosquito vector. Tropical Medicine and Parasitology. 40 (4), 396-399 (1989).
  25. Brown, H. E., et al. Effectiveness of Mosquito Traps in Measuring Species Abundance and Composition. Journal of Medical Entomology. 45 (3), 517-521 (2008).
  26. Gorsich, E. E., et al. A comparative assessment of adult mosquito trapping methods to estimate spatial patterns of abundance and community composition in southern Africa. Parasites & Vectors. 12 (1), 462 (2019).
  27. Azar, S. R., et al. ZIKV Demonstrates Minimal Pathologic Effects and Mosquito Infectivity in Viremic Cynomolgus Macaques. Viruses. 10 (11), 661 (2018).
  28. Azar, S. R., et al. Differential Vector Competency of Aedes albopictus Populations from the Americas for Zika Virus. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 97 (2), 330-339 (2017).
  29. Hanley, K. A., Azar, S. R., Campos, R. K., Vasilakis, N., Rossi, S. L. Support for the Transmission-Clearance Trade-Off Hypothesis from a Study of Zika Virus Delivered by Mosquito Bite to Mice. Viruses. 11 (11), 1072 (2019).
  30. Hart, C. E., et al. Zika Virus Vector Competency of Mosquitoes, Gulf Coast, United States. Emerging Infectious Diseases. 23 (3), 559-560 (2017).
  31. Karna, A. K., et al. Colonized Sabethes cyaneus, a Sylvatic New World Mosquito Species, Shows a Low Vector Competence for Zika Virus Relative to Aedes aegypti. Viruses. 10 (8), 434 (2018).
  32. Roundy, C. M., et al. Variation in Aedes aegypti Mosquito Competence for Zika Virus Transmission. Emerging Infectious Diseases. 23 (4), 625-632 (2017).
  33. Wilson, A. J., Harrup, L. E. Reproducibility and relevance in insect-arbovirus infection studies. Current Opinion in Insect Science. 28, 105-112 (2018).
  34. Hagan, R. W., et al. Dehydration prompts increased activity and blood feeding by mosquitoes. Scientific Reports. 8 (1), 6804 (2018).
  35. Guo, X. X., et al. Host Feeding Patterns of Mosquitoes in a Rural Malaria-Endemic Region in Hainan Island, China. Journal of the American Mosquito Control Association. 30 (4), 309-311 (2014).
  36. Kuno, G. Early history of laboratory breeding of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) focusing on the origins and use of selected strains. Journal of Medical Entomology. 47 (6), 957-971 (2010).
  37. Mayilsamy, M. Extremely Long Viability of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) Eggs Stored Under Normal Room Condition. Journal of Medical Entomology. 56 (3), 878-880 (2019).
  38. Althouse, B. M., et al. Potential for Zika Virus to Establish a Sylvatic Transmission Cycle in the Americas. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (12), 0002055 (2016).
  39. Vasilakis, N., Cardosa, J., Hanley, K. A., Holmes, E. C., Weaver, S. C. Fever from the forest: prospects for the continued emergence of sylvatic dengue virus and its impact on public health. Nature Reviews Microbiology. 9 (7), 532-541 (2011).
  40. Vasilakis, N., et al. Potential of ancestral sylvatic dengue-2 viruses to re-emerge. Virology. 358 (2), 402-412 (2007).

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免疫学和感染，第159期，蚊子，载体能力， 伊蚊， 埃及伊蚊，虫媒病毒，寨卡病毒
使用寨卡病毒对 <em>埃及伊</em> 蚊的载体能力分析
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Azar, S. R., Weaver, S. C. Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus. J. Vis. Exp. (159), e61112, doi:10.3791/61112 (2020).

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