Summary
Ce protocole tente d’établir un protocole reproductible pour les neurones primaires et l’isolement glia de la vessie de rat pour d’autres expériences cellulaires.
Abstract
Les voies urinaires inférieures ont deux fonctions principales, à savoir le stockage périodique de l’urine et la micturition; ces fonctions sont 20 grâce à la neurorégulation centrale et périphérique. Bien que des recherches approfondies sur le système nerveux des voies urinaires inférieures aient été menées, la plupart des études se sont concentrées sur la culture primaire. Ce protocole introduit une méthode pour l’isolement et la culture des neurones vésicaux et des gliales des rats Sprague-Dawley. Dans cette méthode, les neurones et les gliales ont été incubés dans un incubateur de 37 °C, 5 % de CO2 pendant 5 à 7 jours. En conséquence, ils sont devenus des formes matures adaptées aux expériences ultérieures connexes d’immunofluorescence. Des cellules ont été morphologiquement observées utilisant un microscope optique. Les neurones, les vésicules synaptiques et les gliales ont été identifiés par β-III-tubulin et MAP-2, Synapsin-1 et GFAP colorant, respectivement. Pendant ce temps, l’immunocytochimie a été exécutée sur plusieurs protéines neurotransmetteur-connexes, telles que l’acétyltransferase de choline, DYNLL2, et SLC17A9.
Introduction
L’appareil urinaire inférieur a deux fonctions principales : stockage périodique d’urine et micturition1. Le système nerveux inférieur des voies urinaires (LUTNS) contrôle ces fonctions et est délicat et sensible à de nombreuses neuropathies, qui peuvent être innées (porphyrie), acquises (maladie de Lyme), secondaires aux états pathologiques (cystopathie diabétique), médicament induit (cystite hémorragique), chirurgie causée (résection abdominopéine), ou blessures causées (lésions traumatiques de la moelleépinière) 2,3,4,5,6,7. Dans les études physiologiques/pathologiques, les expériences in vivo et in vitro sont tout aussi importantes. Alors que la recherche in vivo sur LUTNS a été menée à des niveaux organiques, cellulaires et moléculaires pendant un certain temps, la recherche in vitro sur les neurones primaires de la vessie urinaire est presque inexistante8,9. Bien que la présente étude soit limitée, nous espérons être les pionniers de la recherche dans ce domaine afin que d’autres chercheurs puissent l’améliorer. De cette façon, cette co-culture peut mener à une compréhension cellulaire du dysfonctionnement physiologique dans les phénotypes, tels que le dysfonctionnement de neurone de réservoir souple.
Contrairement aux muscles entériques avec une directionnalité claire des cellules musculaires en couches discrètes, les muscles de la vessie ne sont pas organisés10. Par conséquent, au lieu d’éplucher la couche externe de la vessie, cette méthode propose de digérer toute la vessie pour réduire la difficulté d’opération et raccourcir le temps de prétraitement pour un taux élevé de survie cellulaire.
En suivant cette méthode, nous pouvons obtenir une culture mixte des neurones et d’autres cellules. Les autres cellules sont indispensables car leur présence imite un environnement in vivo11. En outre, ces cellules fournissent les substances qui ne sont pas disponibles dans le milieu.
Cette méthode implique deux étapes pour la digestion. Tout d’abord, collagène de type II est utilisé pour hydrolyser le collagène, suivie par la trypsine, pour dissocier le tissu encellules 10. De cette façon, les tissus vésicaux sont dispersés en cellules individuelles, puis se développent relativement indépendamment. Lorsque la culture des neurones mûrit, les neurones peuvent être utilisés pour l’imagerie ou des tests fonctionnels.
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Protocol
Tous les protocoles expérimentaux et les procédures animales étaient conformes aux principes éthiques du Conseil national de recherches du Canada.
1. Préparation des matériaux
- Stériliser tous les instruments et ddH 2 Oà l’aided’un autoclave avant d’effectuer l’expérience. Les instruments comprennent, sans s’y limiter, les ciseaux chirurgicaux, les ciseaux ophtalmiques, les forceps, le séparateur de noyau de cuillères, les plats en verre (60-100 mm de diamètre) et les disjoncteurs de verre.
- Préparer la solution Krebs comme suit (Tableau 1):Dissoudre tous les produits chimiques avec ddH2O avant utilisation. Dissoudre le CaCI2 séparément et ajouter lentement dans la solution mixte tout en remuant pour éviter les sédiments.
- Préparer le média Rinse, qui se compose de supports F12 avec 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et 1% d’antibiotiques/antimycotiques (100x). Ajouter 5 mL de FBS et 0,5 mL d’antibiotique/antimycotique à 44,5 mL de supports F12.
- Préparer les neurones médias A, qui comprend des médias neurobasaux A avec 2% B-27, 1% FBS, 1% L-glutamine, 1% antibiotique / antimycotique (100x), et 0,1% glia-dérivé facteur neurotrophique (GDNF). Ajouter 200 μL de B-27, 100 μL de FBS, 100 μL de L-glutamine, 100 μL d’antibiotiques/antimycotiques (100x) et 10 μL de GDNF (10 μg/mL) à 9,5 mL de média neurobasal A.
REMARQUE : Préparez les neurones media A dans la semaine qui a après l’utilisation pour assurer la fraîcheur du B-27, de la L-glutamine et du GDNF. - Préparez les neurones médias B en utilisant la même procédure que la préparation des neurones médias A, mais sans ajouter FBS.
- Préparez la solution de digestion 1 en dissolvant 20 mg de collagène de type II, 6 mg d’albumine de sérum bovin et 200 μL d’antibiotique/antimycotique (100x) dans 10 mL de solution Krebs stable en oxygène.
- Préparez la solution de digestion 2 en diluant 1 mL de trypsine de 0,25 % avec 4 mL de solution de sel équilibrée de Hank.
- Préparer une assiette avec des coverslips enduits.
- Utilisez des forceps dans un banc d’écoulement laminaire lorsque vous placez des couvertures en verre dans une plaque de culture de 48 puits.
- Diluer la poly-D-lysine avec le ddH2O à une concentration de 0,1 mg/mL sous forme de bouillon de poly-D-lysine. Conserver le bouillon à -20 °C et décongeler avant utilisation.
- Ajouter 40 μL de bouillon de poly-D-lysine sur chaque coverslip, et incuber la solution à température ambiante pendant 10 min.
REMARQUE : Pour différentes plaques avec différentes zones basales, réglez la concentration à 4 μg/cm2. Par exemple, si la surface basale d’un puits d’une plaque de 24 puits est de 2 cm2,alors nous devrions transférer 80 μL de bouillon de poly-D-lysine dans un puits. Chaque cm2 contiendrait 4 μg de poly-D-lysine. - Retirer la poly-D-lysine dans la plaque de 48 puits et rincer les couvre-plaques avec le ddH2O trois fois.
- Séchez la plaque dans un capot d’écoulement laminaire pendant au moins 30 minutes pour vous assurer que la plaque est anhydre.
- Conserver l’assiette à 4 °C avant de laminer le revêtement pendant 1 jour au plus. Le stockage de la plaque à −20 °C est préférable pour un stockage à long terme.
- Décongeler la laminine à 4 °C. Diluer la laminine avec ddH2O à une concentration de 50 μg/mL comme stock de laminine. Conserver le bouillon à -20 °C et décongeler à 4 °C avant utilisation.
- Utilisez une pipette pour transférer 100 μL de laminine diluée vers le haut de chaque coverslip et incuber laminine à 4 °C pendant 1 h.
REMARQUE : Pour différentes plaques avec différentes zones basales, réglez la concentration à 5 μg/cm2. Par exemple, si la surface basale d’un puits d’une plaque de 24 puits est de 2 cm2,puis transférer 200 μL de laminine diluée dans un puits. Chaque cm2 contiendrait 5 μg de laminine. - Retirez la solution laminine et rincez les coverslips avec ddH2O une fois. Effectuez cette opération sur le bord du coverslip pour éviter le grattage.
REMARQUE : Les couvercles enduits peuvent être conservés à 4 °C pendant 2 semaines tout au plus.
2. Récolte de vessie
- Obtenez des rats Sprague-Dawley âgés de cinq semaines.
- Infuser le carbogen (95% d’oxygène, 5% de CO2)dans la solution Krebs pendant au moins 30 min dans un bain de glace pour atteindre un état d’oxygène stable et un niveau de pH.
- Après l’euthanasie par dislocation cervicale, faire tremper les rats dans 75% d’éthanol pendant 30 s pour la stérilisation.
- Placez les rats sur une serviette chirurgicale stérilisée et exposez leur abdomen. Ouvrez la cavité abdominale, et révélez la vessie avec un ensemble de ciseaux et de forceps.
- Soulevez doucement la vessie et coupez la vessie du col de la vessie avec un autre ensemble de ciseaux et de forceps pour éviter la contamination croisée. Placez rapidement la vessie dans la solution Krebs froide et stable en oxygène pour améliorer la survie des cellules.
REMARQUE : Une fois que la vessie est enlevée, effectuez rapidement les opérations suivantes pour améliorer la perspective de survie des neurones. - Ajouter la solution Krebs dans trois plats en verre et des disjoncteurs en verre.
- Préparez des plats en verre et des disjoncteurs en verre avec la solution Krebs dans un bain de glace pour le précooling.
- Marquez ces conteneurs avec les numéros 1-3 en conséquence pour éviter toute confusion.
- Paire de chaque plat en verre avec des forceps et un diviseur de noyau de cuillères.
- Dans le plat en verre 1, ouvrir la vessie avec des ciseaux ophtalmiques, et la déplier avec des forceps et un séparateur de noyau de cuillères.
- Rincer la vessie dans un disjoncteur en verre 1 et la placer dans un plat en verre 2.
- Éliminer la graisse adhérente sur la surface des tissus à l’aide des forceps et des ciseaux ophtalmiques dans le plat en verre 2.
- Rincer la vessie dans un disjoncteur en verre 2 et la placer dans un plat en verre 3.
- Racler délicatement la vessie à l’aide des forceps et du séparateur du noyau des cuillères sur le plat en verre 3 pour enlever les attaches exogènes.
- Rincer la vessie dans le disjoncteur en verre 3, transférer la vessie dans un tube de centrifugeuse de 15 mL avec 14 mL de solution krebs froide, et faire tourner l’échantillon pendant 1 min à 356 x g et 4 °C.
- Répétez l’étape précédente deux fois dans deux autres tubes avec la solution Krebs pour réduire la contamination.
3. Digestion de la vessie en deux étapes
- Transférer la vessie du tube de centrifugeuse dans un flacon de 2 mL contenant 1 mL de solution de digestion 1. Utilisez des ciseaux ophtalmiques pour couper la vessie en petits morceaux (plus petits que 1 mm) en solution.
- Mélanger la solution vésicale avec 9 mL de solution de digestion 1 dans un plat stérile de culture cellulaire (100 mm de diamètre). Effectuez la digestion de l’étape 1 dans un incubateur secouant pendant 1 h sous 5 % de CO2,37 °C et 200 rpm.
- Après l’étape 1 de la digestion, centrifuger la solution à 356 x g à 4 °C pendant 8 min.
- Placer la solution de digestion 2 dans un bain d’eau de 37 °C pour le préchauffement.
- Après centrifugation, enlever le supernatant qui contient la solution de digestion 1, et récolter les sédiments cellulaires. Un peu de liquide restant est autorisé. L’enlèvement complet de la solution peut favoriser la perte de cellules.
- Mélanger les sédiments cellulaires avec la solution de digestion chaude 2 dans un tube de centrifugeuse de 15 mL, et secouer le mélange tout en digérant dans un bain d’eau de 37 °C pendant 5 min. Ne dépassez pas 7 min de digestion de l’étape 2 ou les neurones périront.
- Après la digestion, désactivez immédiatement la trypsine dans le mélange avec 10 mL de rinçage à froid.
REMARQUE : Effectuez les étapes suivantes à 0 °C-4 °C. Un bain de glace pourrait fournir une telle condition. - Récolter les sédiments cellulaires après centrifugation à 356 x g à 4 °C pendant 8 min. Enlevez autant de médias que possible parce que la trypsine restante est nocive pour la croissance cellulaire.
- Resuspendez les sédiments avec 3 mL de neurones en douceur. Assurez-vous que les bulles d’air ne sont pas générées dans la solution contenant des cellules pour un taux de survie élevé.
- Filtrer le mélange à travers une passoire cellulaire de 70 μm dans un tube de centrifugeuse de 50 mL.
- Garder le filtrate sur un shaker à 30 rpm dans un bain de glace pendant 30 min. Cette étape n’est pas nécessaire mais recommandée.
- Recueillir les cellules par centrifugation à 356 x g à 4 °C pendant 8 min, et resuspendre doucement les granulés cellulaires dans 1 mL de neurone média A.
- Ajouter 500 μL de mélange cellulaire dans chaque puits de la plaque préparée de 48 puits.
- Cellules de culture dans un incubateur à 37 °C et 5% CO2.
- Remplacez tous les médias par des neurones média B en 1 h pour fournir une culture sans sérum.
- Changez la moitié du neurone média B tous les 3 jours.
REMARQUE : Les neurones sont prêts pour des expériences immunocytochimiques après 5-7 jours de culture.
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Representative Results
Dans le processus de la culture cellulaire primaire, les cellules acquises étaient rondes avec des limites claires et claires avant l’état ci-joint. Au fur et à mesure que les neurones grandissaient, les dendrites et les axones ont commencé à être distincts. Après 5-7 jours de culture, les neurones ont atteint une forme mûre avec de longues projections, qui étaient idéales pour l’imagerie ou les études de fonction. Bien que la plupart des impuretés et des débris cellulaires aient pu être enlevés en raison de l’évolution des médias, certains résidus attachés à la poly-D-lysine et au revêtement de laminine étaient visibles (figure 1).
Après une bonne culture, les neurones ont pu être identifiés par β-III-tubuline et MAP-2 immunostaining10,12. En outre, glia a été spécifiquement identifié par l’intermédiaire de l’immunostainingGFAP 10. Les neurones matures ont développé des épines synaptiques, qui étaient proches des spécialisations présynaptiques identifiées par l’immunostaining du fabricant de protéine synaptique, synapsine-1 (figure 2)12. Ces résultats ont indiqué que les cellules mûres avec des synapses bien développées ont été obtenues par cette méthode. Ce résultat suggère son rôle important dans les études futures de fonction.
Pendant ce temps, plusieurs sous-types de neurones ont été reconnus par des expériences d’immunocytochimie (figure 3). Les neurones peptidergiques, qui contiennent divers neuropeptides, ont été immunotachés avec la substance P13. Des neurones purinergiques avec les transporteurs de nucléotide vésiculaires exprimés ont été identifiés par l’intermédiaire de la coloration de SLC17A914. Les neurones nitrergiques ont été visualisés avec DYNLL-2, qui relie nNOS avec les protéines motrices dans les neurones15. Les neurones cholinergiques étaient immunoréactifs avec l’acétyltransferase de choline16.
Figure 1. Images de contraste de phase des cellules primaires isolées de la culture de réservoir souple de rat prises à 1, 3, et 7 jours après placage (A, B, C, respectivement). Barre d’échelle : 50 μm. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2. Images d’immunofluorescence des cellules primaires isolées de la vessie de rat. L’analyse confocale de microscopie a montré la coloration de protéine de cytosquelette de neurone (β-III-tubulin, RRID : AB_2827688, 1:200) dans les neurones primaires de culture (A) et dans la préparation entière de réservoir souple de montage (B). Dans les neurones de culture primaire, l’immunostaining neuronal de phosphoprotéine (MAP 2, RRID:AB_2827689, 1:200) a également été visualisé (C). Les gliales ont été identifiées par coloration fibrillaire gliale de protéine acide (D; RRID: AB_627673, 1h50). Les synapsines ont été visualisées par coloration des protéines synapsines (Synapsin-1, RRID : AB_2798146, 1:200) dans les niveaux cellulaires (E)et tissulaires (F). Les anticorps secondaires utilisés étaient les suivants : Alexa Fluor 488 (vert, chèvre anti-lapin lgG, 1:200), Alexa Fluor 555 (rouge, chèvre anti-souris lgG, 1:200). Le noyau a été visualisé à l’aide de Hoechst 33342 (A, C, D, E; bleu, 1 μg/mL). Barre d’échelle : 50 μm. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3. Images d’immunofluorescence de plusieurs sous-types de neurones des neurones primaires. Les neurones peptidergiques étaient immunotachés de la substance P (A; RRID: AB_785913, 1h50). Les neurones purinergiques ont été identifiés par l’intermédiaire de la coloration SLC17A9 (B; RRID: AB_10597575, 1:200). Les neurones nitrergiques ont été visualisés par coloration DYNLL-2 (C; RRID: AB_654147, 1h50). Les neurones cholinergiques étaient immunoréactifs avec l’acétyltransferase de choline (D; RRID: AB_2244867, 1h10). Les anticorps secondaires utilisés étaient les suivants : Alexa Fluor 488 (vert, chèvre anti-lapin lgG, 1:200), Alexa Fluor 555 (rouge, chèvre anti-souris lgG, 1:200). Le noyau a été visualisé à l’aide de Hoechst 33342 (A, B, C, D, bleu, 1 μg/mL). Barre d’échelle : 50 μm. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| ingrédients | Molaire (mM) |
| NaCI NaCI | 120 |
| Kci | 5.9 |
| NaHCO3 | 25 |
| Na2HPO4·12H2O | 1.2 |
| MgCI2·6H2O | 1.2 |
| CaCI2 | 2.5 |
| glucose | 11.5 |
Tableau 1. Composition de la solution Krebs
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Discussion
Préparation des plaques
L’utilisation de couvercles de verre dans des plaques de culture de 6, 12 ou 48 puits pour des expériences d’imagerie immunofluorescente ou calcique est une opération économique et économe en échantillons. Les cellules se développent bien dans les plaques sans coverslips pendant la préparation des cultures cellulaires primaires. Par conséquent, les coverslips sont dispensables dans des expériences, telles que la tache occidentale ou la réaction en chaîne de polymése. En outre, le revêtement est une étape nécessaire avant le placage des cellules, avec ou sans coverslips. La laminine et la poly-D-lysine sont des choix communs dans les neurones de revêtement, particulièrement laminine, qui est essentielle pour la croissance deneurone 17.
Préparation des médias
Après le premier remplacement moyen, l’isolement cellulaire exige le milieu sans sérum parce que le sérum stimule la division cellulaire et mène à un espace neurono-croissantlimité 18. Ainsi, les facteurs de croissance des neurones sont cruciaux. La qualité du B27 et du GDNF peut varier en grande partie de différents lots et causer des effets majeurs sur la croissance des neurones19. Par conséquent, la vérification du nombre de lot des médias est recommandée lorsque le rendement des neurones est faible. Pendant ce temps, le stock de médias frais est crucial; le montant requis doit être calculé et préparé à l’avance chaque fois avant que les médias ne soient remplacés.
animaux
Les rats Sprague-Dawley sont utilisés dans cette méthode. Les souris C57BL/6 sont également acceptables dans cette expérience. Par conséquent, d’autres souches de rats ou de souris peuvent également être adoptées pour cette méthode en dépit de quelques variations dans la morphologie et les circuits neuronaux. En ce qui concerne les différents modèles animaux, les chercheurs devraient élaborer un protocole optimisé et ciblé. En outre, les jeunes animaux doivent toujours être considérés avant l’application de cette méthode.
Traitement tissulaire
Pendant les expériences, à l’exception du processus digestif, le maintien des tissus à basse température est essentiel pour augmenter la viabilité cellulaire, ce qui peut réduire le métabolisme cellulaire et éviter le déficit énergétique. Les niveaux d’oxygène, la nutrition et le pH peuvent également affecter le rendement cellulaire11. En outre, pour d’autres tissus, nous suggérons que les chercheurs exécutent cette méthode avec l’état ajusté de digestion.
Culture cellulaire
Une caractéristique remarquable des neurones lorsqu’ils sont inoculés est leur adhérence rapide aux plaquesenduites 20. Dans ce cas, changer de média après 1 h de culture est recommandé pour gagner une forte proportion de neurones. En outre, lorsque la plupart des cellules commencent à se développer pseudopodium, la fréquence des changements de médias peut être réduite de manière appropriée en fonction de la couleur du média et l’état cellulaire. La culture cellulaire primaire dans un bon état affiche le soma noir avec une bordure lumineuse.
La plupart des cellules nerveuses isolées de la vessie sont des ganglions intra-muros de la vessie, qui se composent d’innervations afferentes et autonomes efferent dela vessie 13. En outre, aucun ganglion pelvien majeur n’est présent dans le tissu récolté. Il se distribue sous le col de la vessie21.
limitation
Il s’agit d’une recherche préliminaire pour isoler et la culture des neurones et des gliales. De nombreuses tentatives avaient été faites, comme le traitement de la cytarabine ou la centrifugation du gradient de densité. Cependant, la proportion des cellules désirées n’était toujours pas idéale, et encore plus de perte de cellules est apparue. En outre, les conditions digestives traditionnelles dans ce protocole, telles que 37 °C, sont susceptibles de tuer certains types de neurones sensibles, et de causer des artefacts potentiels d’expressiongénétique 22.
En conclusion, ce protocole offre une méthode pour la culture des neurones et des glia de la vessie de rat. L’isolement est facile à répéter, efficace dans le temps, et implique une contamination microbienne minimale. Bien qu’une amélioration évoquant la pureté des neurones soit nécessaire, nous espérons que cette méthode contribuera à la recherche sur le LUTNS.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts majeur.
Acknowledgments
Cette étude a été appuyée par la National Natural Science Foundation of China (Subvention no 81673676) et le Dongguan Science and Technology Bureau (Subvention no 2019622101002). Les auteurs remercient le Dr Maryrose Sullivan (professeure adjointe en chirurgie, Harvard Medical School) pour ses consultations techniques.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.25% trypsin | Gibico | 15050065 | Enzyme digestion |
| 48-well culture plate | Corning | 3548 | Coating dish |
| antibiotic/antimycotic | Gibico | 15240062 | Culture media/Rinse media |
| Anti-Glial Fibrillary Acidic Protein Antibody | Santa Cruz | sc-33673 | ICC |
| B-27 | Gibico | 17504044 | Culture media |
| BSA Fraction V | Gibico | 332 | Enzyme digestion |
| Choline Acetyltransferase Antibody | Abcam | ab18736 | ICC |
| CO2 Incubator | Heraeus | B16UU | Cells culture |
| Collagenase type II | Sigma | 2593923 | Enzyme digestion |
| DMEM/F-12 | Gibico | 11330032 | Rinse media |
| DYNLL2 Antibody | Santa Cruz | sc-13969 | ICC |
| Fetal Bovine Serum | Gibico | 10100147 | Culture media/Rinse media |
| Forceps | Shanghai Jin Zhong Medical Devices | 1383 | 10 cm; Sterile operation |
| Glass breakers | Huan Qiu Medical Devices | 1101 | 50 ml; Sterile operation |
| Glass coverslips | WHB Scientific | WHB-48-CS | Coating dish |
| Glass dishes | Huan Qiu Medical Devices | 1177 | 100 mm; Sterile operation |
| Goat Anti-Rat IgG(H+L), Mouse ads-Alexa Fluor 488 | Southernbiotech | 3050-30 | ICC |
| Goat Anti-Rat IgG(H+L), Mouse ads-Alexa Fluor 555 | Southernbiotech | 3050-30 | ICC |
| Hoechst 33342 | BD | 561908 | ICC |
| Laminar flow bench | Su Jie Medical Devices | CB 1400V | Sterile operation |
| Laminin | Sigma | L2020 | Coating dish |
| L-glutamine | Gibico | 25030081 | Culture media |
| MAP-2 Antibody | Affinity | AF5156 | ICC |
| Murine GDNF | Peprotech | AF45044 | Culture media |
| Neurobasal-A Medium | Gibico | 10888022 | Culture media |
| Ophthalmic scissors | Shanghai Jin Zhong Medical Devices | J21010 | 12.5 cm; Sterile operation |
| Pipettes | Eppendorf | 3120000240 | 100-1000 ul; Reagent and sample pipetting |
| Pipettes | Eppendorf | 3120000267 | 10-100 ul; Reagent and sample pipetting |
| Poly-D-lysine | Sigma | P7280 | Coating dish |
| Refrigerated centrifuge | Ping Fan Instrument | TGL-16A | Enzyme digestion |
| Shaking incubator | Haimen Kylin-Bell Lab Instruments | T8-1 | Enzyme digestion |
| SLC17A9 Antibody | MBL International | BMP079 | ICC |
| Spoons nucleus divider | Shanghai Jin Zhong Medical Devices | YZR030 | 12 cm; Sterile operation |
| Substance P Antibody | Santa Cruz | sc-58591 | ICC |
| Surgical scissors | Shanghai Jin Zhong Medical Devices | J21130 | 16 cm; Sterile operation |
| Surgical towel | Fu Kang Medical Devices | 5002 | 40 x 50 cm; Sterile operation |
| Synapsin-1 Antibody | CST | 5297T | ICC |
| Tubulin beta Antibody(β-III-tubulin) | Affinity | AF7011 | ICC |
References
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