Summary
En åben kar-vinduestilgang ved hjælp af fluorescerende sporstoffer giver tilstrækkelig opløsning til cochlear blodgennemstrømning (CoBF) måling. Metoden letter undersøgelsen af strukturelle og funktionelle ændringer i CoBF hos mus under normale og patologiske forhold.
Abstract
Transduktion af lyd er metabolisk krævende, og den normale funktion af mikrovaskulaturen i sidevæggen er afgørende for at opretholde endodocochlearpotentiale, iontransport og væskebalance. Forskellige former for hørelidelser rapporteres at involvere unormal mikrocirkulation i cochlea. Undersøgelse af, hvordan cochlear blodgennemstrømning (CoBF) patologi påvirker hørefunktionen, er udfordrende på grund af manglen på gennemførlige forhørsmetoder og vanskeligheden ved at få adgang til det indre øre. Et åbent karvindue i den laterale cochlearvæg kombineret med fluorescens intravital mikroskopi er blevet brugt til at studere CoBF-ændringer in vivo, men mest hos marsvin og først for nylig i musen. Dette papir og den tilhørende video beskriver den åbne kar-vinduesmetode til visualisering af blodgennemstrømningen i musens cochlea. Detaljer omfatter 1) forberedelse af den fluorescerende mærkede blodcellesuspension fra mus; 2) konstruktion af et åbent karvindue til intravital mikroskopi i en bedøvet mus, og 3) måling af blodgennemstrømningshastighed og volumen ved hjælp af en offline optagelse af billeddannelsen. Metoden præsenteres i videoformat for at vise, hvordan man bruger open window-tilgangen i mus til at undersøge strukturelle og funktionelle ændringer i cochlear-mikrocirkulationen under normale og patologiske forhold.
Introduction
Normal funktion af mikrocirkulationen i den laterale cochlearvæg (der omfatter størstedelen af kapillærerne i spiralbåndet og stria vascularis) er kritisk vigtig for at opretholde hørefunktionen1. Unormal CoBF er impliceret i patofysiologien af mange indre ørelidelser, herunder støjinduceret høretab, ørehydrops og presbycusis 2,3,4,5,6,7,8,9. Visualisering af intravital CoBF vil muliggøre en bedre forståelse af sammenhængen mellem hørefunktion og cochlear vaskulær patologi.
Selvom kompleksiteten og placeringen af cochlea i den tidsmæssige knogle udelukker direkte visualisering og måling af CoBF, er der udviklet forskellige metoder til vurdering af CoBF, herunder laser-doppler flowmetri (LDF)10,11,12, magnetisk resonansbilleddannelse (MRI)13, fluorescens intravital mikroskopi (FIVM)14, fluorescensmikroendoskopi (FME)15, endoskopisk laserplet kontrastbilleddannelse (LSCI)16 og tilgange baseret på injektion af mærkede markører og radioaktivt mærkede mikrosfærer i blodbanen (optisk mikroangiografi, OMAG)17,18,19,20. Ingen af disse metoder har dog muliggjort absolut realtidssporing af ændringer i CoBF in vivo, med undtagelse af FIVM. FIVM, i kombination med et karvindue i den laterale cochlearvæg, er en tilgang, der er blevet brugt og valideret i marsvin under forskellige forsøgsbetingelser af forskellige laboratorier 14,21,22.
En FIVM-metode blev med succes etableret til at studere de strukturelle og funktionelle ændringer i cochlearmikrocirkulationen i mus ved hjælp af fluoresceinisothiocyanat (FITC)-dextran som kontrastmedium og fluorescensfarvestof - enten DiO (3, 3′-dioctadecyloxacarbocyaninperchlorat, grøn) eller Dil (1,1-dioctadecyl-3,3,3,3-tetramethylindocarbocyaninperchlorat, rød)-til formærkning af blodlegemer, visualisering af kar og sporing af blodgennemstrømningshastighed. I denne undersøgelse er protokollen for denne metode blevet beskrevet til billeddannelse og kvantificering af ændringer i CoBF hos mus under normale og patologiske forhold (såsom efter støjeksponering). Denne teknik giver forskeren de nødvendige værktøjer til at undersøge de underliggende mekanismer i CoBF relateret til høredysfunktion og patologi i stria vascularis, især når de anvendes sammen med let tilgængelige transgene musemodeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
BEMÆRK: Dette er en ikke-overlevelsesoperation. Alle procedurer, der involverer brug af dyr, blev gennemgået og godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee ved Oregon Health & Science University (IACUC godkendelsesnummer: TR01_IP00000968).
1. Fremstilling af fluorescerende mærkede blodlegemer
- Anæstetisere donormusene (C57BL/6J-hanmus i alderen ~6 uger) med en intraperitoneal (i.p.) injektion af ketamin/xylazinbedøvelsesopløsning (5 ml/kg, se materialetabellen).
BEMÆRK: Denne anæstesiprotokol er meget pålidelig og opretholder systemisk blodtryk. - Læg musen på ryggen, åbn huden og udsæt brysthulen ved hjælp af pincet og dissekering af saks. Skær membranen op, tag fat i bunden af brystbenet ved hjælp af klemmesaks, skær gennem brystkassen og løft for at udsætte hjertet. Der indsamles 1 ml blod i heparin (15 IE/ml blod) ved hjertepunktering, og centrifuge ved 3.000 × g i 3 minutter ved 4 °C. Afliv musen ved cervikal dislokation efter blodindsamling.
- Plasmaet fjernes, blodcellepelleten vaskes med 1 ml fosfatbufferet saltvand (PBS), og der centrifugeres 3x ved 3000 × g i 3 minutter ved 4 °C.
- Mærk blodcellerne med 1 ml 20 mM DiO eller Dil i PBS, og inkuber i mørke i 30 min ved stuetemperatur23,24.
- Centrifuge og vask de mærkede blodlegemer med 1 ml PBS, centrifuge 3x ved 3000 × g i 3 minutter ved 4 °C, og suspender cellepelleten i 30% hæmatokrit med ~0,9 ml PBS (slutvolumen ~1,3 ml) før injektion.
2. Kirurgi for at skabe et åbent vindue 25
- Forbered de sterile kirurgiske instrumenter og billeddannelsesplatformen, og læg en varmepude under draperingen (figur 1A). Anæstetiser musene (C57BL/6J-hanmus i alderen ~6 uger) som beskrevet i trin 1.1, og kontroller anæstesidybden ved at overvåge poterefleksen og den generelle muskeltonus. Placer dyret på den varme varmepude, og hold den rektale temperatur ved 37 °C.
- Placer dyrehalen i CODATM-monitorsystemet til overvågning af blodtryk og hjerteslag (se materialetabellen). Optag dyrets systoliske blodtryk, diastoliske blodtryk og gennemsnitlige blodtryk (MBP) i bedøvet tilstand.
BEMÆRK: Der ses ingen forskel i dyr MBP i bedøvet og ikke-bedøvet tilstand (107 ± 11 mmHg vs. 97 ± 7 mmHg). Dyrets puls er stabil under anæstesi, men lavere (stadig inden for normalområdet) end i ikke-bedøvet tilstand (357 ± 12 bmp vs. 709 ± 3 bmp). Der må forventes en let øget hjerterytme hos dyr, der er anbragt i fastholdelse26. - Åbn den venstre tympaniske bulla via en lateral og ventral tilgang under et stereomikroskop (se materialetabellen), så trommehinden og knoglerne forbliver intakte21.
- Lav et snit langs midterlinjen af dyrets hals med hovedet immobiliseret og placeret for at minimere bevægelsen (figur 1B). Fjern den venstre submandibulære kirtel og bageste mave i den digastriske muskel og cauterize.
BEMÆRK: Subkutant injicere buprenorphin ved 0,05 mg/kg for at reducere smerten under operationen. - Find og udsæt den benede bulla ved at identificere sternocleidomastoid muskel og ansigtsnerve, der strækker sig anterior mod bulla.
- Åbn den benede bulla med en 30 G nål, og fjern forsigtigt den omgivende knogle med kirurgisk pincet for at give et klart overblik over cochlea og stapedial arterie, med dens mediale margen liggende over kanten af den runde vinduesniche og kører anterior-superior mod det ovale vindue (figur 1C, D).
BEMÆRK: Trakeotomi udføres for at holde luftvejene uhindret og bør kun udføres, når dyret har et åndedrætsproblem under operationen. Generelt har de fleste dyr under anæstesi glat vejrtrækning. Men hvis dyr fik en trakeotomi under operationen, bør den registrerede blodgennemstrømning ikke anvendes til nogen sammenligning.
- Lav et snit langs midterlinjen af dyrets hals med hovedet immobiliseret og placeret for at minimere bevægelsen (figur 1B). Fjern den venstre submandibulære kirtel og bageste mave i den digastriske muskel og cauterize.
- Brug et lille knivblad (specialfræset #16 skalpel) til at skrabe sidevægsknoglen ved den øverste midterste drejning af musens cochlea, ca. 1,25 mm fra toppen, indtil en tynd plet er revnet. Fjern knoglespånerne med små trådkroge (figur 1E).
- Dæk karvinduet med en afskåret dæksel for at bevare normale fysiologiske forhold og give et optisk billede til optagelse af fartøjsbilleder.
BEMÆRK: Alle procedurer skal udføres med forsigtighed. Ud over at overvåge kropstemperaturen bør dyrets vitale tegn, herunder blodtryk og hjerteslag, også overvåges under hele operationen.
3. Billeddannelse af CoBF under FIVM
- Lav et ~ 1 cm snit langs den højre saphenøse vene for at udsætte karret (figur 1F).
- Tilsæt 100 μL af FITC-dextran-opløsningen (2000 kDa, 40 mg/ml i PBS) og 100 μL blodcellesuspension (30 % hæmatokrit) successivt i dyret gennem den saphenøse vene (figur 1G) for at muliggøre visualisering af blodkarrene og sporing af blodgennemstrømningshastigheden.
- Overhold blodgennemstrømningen i realtid direkte på en videoskærm 5 minutter efter injektionen. Forestil dig blodkarrene ved hjælp af et fluorescensmikroskop udstyret med et langt arbejdsdistancemål (W.D. 30,5 mm, 10x, 0,26 numerisk blænde) og et lampehus, der indeholder et multibånds excitationsfilter og kompatibelt emissionsfilter (materialetabel). Optag videoen ved hjælp af et digitalt sort / hvidt opladningskoblet enhedskamera i høj opløsning (materialetabel) med 2 billeder / s). Anskaf mere end 350 billeder pr. video for at sikre en vellykket analyse af flowhastigheden.
BEMÆRK: Blodkar af både spiralbåndet og stria vascularis kan afbildes ved at justere det optiske fokus (Supplerende video 1).
4. Videoanalyse
- Mål beholderdiameteren ved hjælp af passende software (Materialetabel), og bestem afstanden mellem to faste punkter på tværs af fartøjet i de erhvervede billeder.
- Beregn blodgennemstrømningshastigheden fra optagne videorammer ved at spore bevægelsen af mærkede blodlegemeri den rumlige afstand mellem billedplaceringer27.
- Åbn videoen af blodgennemstrømningen i softwaren (Fiji [ImageJ] blev brugt i denne protokol), og indstil omfanget af billederne.
- Spor de valgte DiO-farvede blodlegemer ved hjælp af sporingsfunktionen. Brug den afstand, cellerne har bevæget, og tidsintervallet mellem billedrammerne i videoen til automatisk beregning af flowhastigheden.
- Beregn den volumetriske strømning (F) i henhold til følgende ligning: F = V × A. (V: hastighed; A: fartøjets tværsnitsareal).
5. Støjeksponering
- Placer dyrene i trådnetbure. Udsæt dem for bredbåndsstøj ved 120 dB lydtrykniveau i en lydeksponeringsboks i 3 timer og i yderligere 3 timer den næste dag.
BEMÆRK: Dette støjeksponeringsregime, der rutinemæssigt anvendes i dette laboratorium, medfører permanent tab af cochlearfølsomhed28.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Efter kirurgisk eksponering af cochlearkapillærerne i sidevæggen (figur 1) var intravital højopløsningsmikroskopisk observation af Dil-mærkede blodlegemer i FITC-dextran-mærkede kar mulig gennem et åbent karvindue. Figur 2A er et repræsentativt billede taget under FIVM, der viser kapillærerne i musens cochlear apex-middle turn lateral wall. Luminaen af disse fartøjer synliggøres ved fluorescensen af FITC-dextran blandet med plasma. Individuelt mærkede blodlegemer fordelt i det vaskulære netværk er også tydeligt synlige på dette billede. To forskellige netværk-kapillærer i spiralbåndet og kapillærerne i stria vascularis - er kendetegnet ved placering (under et opretstående mikroskop løber stria vascularis optisk under spiralbåndet, og det indeholder flere kapillærsløjfer og mindre kar25). Begge kan vurderes for blodgennemstrømning med justering af det optiske fokus. Som vist i figur 2B, C, er kardensiteten af spiralbåndet mere sparsom end stria vascularis.
Karfunktionen i den støjeksponerede musemodel blev sammenlignet med karfunktionen i kontrolgruppen. CoBF-måling blev foretaget 2 uger efter støjeksponering. Figur 3A,B er repræsentative billeder, der viser strømningsmønstre i kontrol- og støjeksponerede grupper. Et forstyrret mønster af blodgennemstrømning blev set i den støjeksponerede gruppe (figur 3B). Anomalier omfattede reduceret beholderdiameter (figur 3C) og øget variation i beholderdiameter (figur 3D). Som illustreret i figur 4A,B blev blodgennemstrømningshastighederne i kontrol- og støjeksponerede grupper beregnet ved at spore ruterne for de DiO-mærkede blodlegemer (supplerende video 2). Resultaterne viser, at blodhastigheden og volumen i den støjeksponerede gruppe var signifikant lavere end i kontrolgruppen (figur 4C, D). Disse data indikerer, at høj lyd især påvirker blodcirkulationen og forårsager nedsat og forstyrret blodgennemstrømning.
Figur 1: Klargøring af et åbent karvindue til IVM-billeddannelse i mus . (A) Forberedelse af instrumenter og værktøjer til operationen. (B) Den venstre bulla blev udsat via en lateral og ventral tilgang. (C) Cochlea blev eksponeret efter fjernelse af bulla. (D) Forstørret billede af cochlea, fra cirklen i (C). (E) Der blev skabt et åbent karvindue ved den øverste midterste drejning af cochlear-sidevæggen (boks). (F og G) Intravenøs infusion af FITC-dextran og mærkede blodlegemer gennem den saphenøse vene. Forkortelser: OW = ovalt vindue; RW = rundt vindue; IVM = intravital mikroskopi; FITC = fluoresceinisothiocyanat. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Repræsentative billeder af cochlear kapillærer i sidevæggen. (A) Dil-mærkede blodlegemer (rød, pil) i prøvebeholdere mærket med FITC-dextran (grøn). (B) DiO-mærkede blodlegemer (grønne) i spiralformede ledbåndskar mærket med FITC-dextran (pile, grøn). Bemærk, at skibene er sparsomme. (C) DiO-mærkede blodlegemer (grønne) i prøvebeholdere mærket med FITC-dextran (grøn). Bemærk, at skibene er tættere. Skalastænger: 50 μm og 100 μm. Forkortelser: Dil = 1,1-dioctadecyl-3,3,3,3-tetramethylindocarbocyaninperchlorat; DiO = 3, 3′-dioctadecyloxacarbocyaninperchlorat; FITC = fluoresceinisothiocyanat. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Ændring i kardiameter i stria to uger efter støjeksponering. (A og B) Repræsentative billeder af blodcirkulationen efter mærkning af kar med FITC-dextran (grøn) og blodlegemer med DiO (grøn) i kontrol og støjeksponerede (NE) grupper med høj opløsning IVM. (C) Gennemsnitlig fartøjsdiameter beregnet for kontrol- og NE-grupper. Sammenlignet med kontrolgruppen blev beholderdiameteren reduceret i den støjudsatte gruppe. (n = 18, t (34) = 2.880, **p = 0.007, Studerendes t-test, gennemsnit ± standardafvigelse [SD]). D) Varians af beholderdiameter i kontrol- og NE-grupper. Beholderdiameteren varierede meget mere i NE-gruppen end i kontrolgruppen. (n = 6, t (10) = 6.630, ****p < 0.0001, Studerendes t-test, middel ± SD). Skalastænger: 100 μm. Forkortelser: DiO = 3, 3′-dioctadecyloxacarbocyaninperchlorat; FITC = fluoresceinisothiocyanat; IVM = intravital mikroskopi. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Blodgennemstrømningsændringer i stria to uger efter støjeksponering. (A og B) Repræsentative billeder viser sporingsruterne (røde, grønne og blå linjer) for DiO-mærkede blodlegemer (grøn) til måling af blodgennemstrømningshastighed i kontrol- og støjeksponerede grupper. (C og D) Blodgennemstrømningshastighed (μm/s) og volumetrisk strømningshastighed (μm3/s) blev beregnet for henholdsvis kontrol- og støjeksponerede grupper. Blodgennemstrømningshastighed og volumetrisk strømningshastighed i den støjeksponerede gruppe var lavere end i kontrolgruppen (n = 54,t hastighed (106) = 19,705, ****p hastighed < 0,0001; t volumen (106) = 15.342, ****pvolumen < 0,0001, Student's t-test, middel ± standardafvigelse). Skala søjler: 100 μm. Forkortelser: DiO = 3, 3′-dioctadecyloxacarbocyanin perchlorat1; FITC = fluoresceinisothiocyanat; NE 2W = to ugers støjeksponering. Klik her for at se en større version af denne figur.
Supplerende video 1: Blodkar af både spiralbåndet og stria vascularis. Klik her for at downloade denne video.
Supplerende video 2: Sporing af ruterne for DiO-mærkede blodlegemertil beregning af blodgennemstrømningshastighederne i et kontroldyr. Forkortelser: DiO = 3, 3′-dioctadecyloxacarbocyaninperchlorat. Klik her for at downloade denne video.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dette papir demonstrerer, hvordan kapillærer i den cochleære sidevæg (og i stria vascularis) i en musemodel kan visualiseres med fluorophormærkning i et åbent karvinduespræparat under et FIVM-system. Musemodel er meget udbredt og foretrukket som en pattedyrsmodel til undersøgelse af menneskers sundhed og sygdom. Protokollen beskrevet her er en gennemførlig tilgang til billeddannelse og undersøgelse af CoBF i musens laterale væg (især i stria vascularis) ved hjælp af et åbent karvindue under FIVM-systemet Metoden giver tilstrækkelig opløsning til bestemmelse af blodgennemstrømningshastighed og volumen ved hjælp af fluorescensmærkede blodlegemer som sporstof (som vist i figur 3 og figur 4 ). Denne tilgang kan anvendes til flere forskellige anvendelser, såsom vurdering af vaskulær permeabilitet og undersøgelse af pericytkontraktilitet og sporing af cirkulerende knoglemarvscellemigration25. Akutte ændringer i CoBF som reaktion på traumer, infektion, støj, fremmedlegemer, ototoksiske stoffer eller andre midler, der påvirker sidevæggen, kan også overvåges i realtid25,29.
I de sidste årtier blev der etableret flere relativt ikke-invasive metoder til vurdering af CoBF uden at fjerne den cochlear knoglevæg, herunder LDF, MRI, OMAG, endoskopisk LSCI, endoskopisk FME og injektion af mikrosfærer i blodplasmaet. Ingen af disse tilgange kan dog bruges til at evaluere den absolutte strømningshastighed i individuelle fartøjer. For eksempel kan ikke-invasiv endoskopisk FME kun bruges til at afbilde begrænsede regioner nær det runde vindue, men ikke blodgennemstrømning i stria vascularis. Imidlertid har blodcirkulationen i stria vascularis afgørende roller i opretholdelsen af EP, iontransport og endolymphatisk væskebalance, alt sammen afgørende for hørefølsomhed (Zhang et al., 2021). OMAG er også nyttig til visualisering af blodgennemstrømningen i den intakte cochlea, men opløsningen er for dårlig til billeddannelse af individuelle kapillærer i stria vascularis i en musemodel19.
Et åbent karvindue i forbindelse med en FIVM muliggør visualisering i realtid af blodgennemstrømningen i cochlear-sidevæggen og måling af vaskulær diameter og blodgennemstrømningshastighed i de registrerede områder. IVM-systemet har flere fordele i forhold til andre metoder. For eksempel kan dyret bekvemt placeres og manipuleres efter behov. Der er fleksibilitet til at justere kontrasten mellem det fluorescensmærkede plasma og blodlegemer for at optimere visualisering af vaskulær arkitektur og fremhæve relevante strukturer. De forskellige molekylvægte af FITC-konjugerede sporstoffer kan også vælges for at optimere evalueringen af vaskulær permeabilitet. e Valget af, om man vil bruge Dil (lex = 550 nm; lem = 564 nm) eller Dio (lex = 484 nm; lem = 501 nm) til at mærke blodcellerne, i modsætning til FITC-dextran, der bruges til at mærke plasmaet, bestemmes af eksperimentmål. Generelt giver Dil bedre kontrast til visualisering af karets lumen og individuelle blodlegemer, mens Dio foretrækkes, når samtidig billeddannelse bruges til visualisering af blodlegemer og lumen i samme erhvervelseskanal. Hvad mere er, sporing opnås bedst med et lille antal mærkede celler, da blodcellefluorescens maskerer karets lumenfluorescens, hvis alle blodlegemer i karret er mærket21. Derudover bør der udvises forsigtighed for at begrænse mængden af opløsning, der administreres til blod, for at minimere fortynding og viskositetsrelaterede blodgennemstrømningsændringer i cochlea30.
Samlet set er denne metode robust og kan bruges til at undersøge strukturelle og funktionelle ændringer i CoBF under normale og patologiske forhold som betændelse, støj og aldring. Det er vigtigt, at en konstant og normal EP kan opretholdes under operationen, hvilket indikerer, at proceduren er harmløs for cochlear-funktionen, når den udføres omhyggeligt nok25. Den vellykkede etablering af det åbne karvindue kræver dog en høj grad af kirurgisk dygtighed. For eksempel skal man være forsigtig med at fjerne knoglen i cochlear-sidevæggen for at forhindre tab af perilymphatisk væske og mikroskade på det ydre lag af cochlear spiralbåndet. Disse kan påvirke cochlear homeostase negativt og kompromittere billeddannelsen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Denne forskning blev støttet af NIH / NIDCD R21 DC016157 (X.Shi), NIH / NIDCD R01 DC015781 (X.Shi), NIH / NIDCD R01-DC010844 (X.Shi) og Medical Research Foundation fra Oregon Health and Science University (OHSU) (X.Shi).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% Sodium Chloride | Hospira | NDC 0409-1966-02 | 0.6 mL (for 1 mL) |
| 1,1′-Dioctadecyl-3,3,3′,3′-tetramethylindocarbocyanine perchlorate | Sigma Aldrich | 468495 | 20 µM |
| 3,3′-Dioctadecyloxacarbocyanine perchlorateDio (3,3′-Dioctadecyloxacarbocyanine perchlorate | Sigma Aldrich | D4292 | 20 µM |
| CODA Monitor system | Kent scientific | CODA Monitor, for monitoring blood pressure and heartbeat | |
| Coverslip | Fisher Scientific | 12-542A | |
| DC Temperature Controller | FHC | 40-90-8D | |
| Fiji/ImageJ | NIH | Measurement of vessel diameter | |
| FITC-dextran (2000 kDa) | Sigma Aldrich | FD2000s | 40 mg/mL |
| Heparin Sodium Injection, USP MDV | Mylan | NDC 67457-374-12 | 5000 USP units/mL |
| Katathesia (100 mg/mL) | Henry Schein | NDC 11695-0702-1 | 0.2 mL (for 1 mL) |
| Microscope Objective | Mitutoyo | 378-823-5 | Model: M Plan Apo NIR 10x |
| ORCA-ER Camera | Hamamatsu | Model: C4742-80-12AG | |
| PBS | Gibco | 2085387 | |
| Xyzaine (100 mg/ml, 5x diluted for use ) | Lloyd | LPFL04821 | 0.2 mL (for 1 mL) |
| Zoom Stereo Microscope | Olympus | Model: SZ61, fluorescent microscope |
References
- Shi, X.
- Brown, J. N., Miller, J. M., Nuttall, A. L. Age-related changes in cochlear vascular conductance in mice. Hearing Research. 86 (1), 189-194 (1995).
- Gratton, M. A., Schmiedt, R. A., Schulte, B. A. Age-related decreases in endocochlear potential are associated with vascular abnormalities in the stria vascularis [corrected and republished article originallly printed in Hearing Research. Hearing Research. 94 (1-2), 181-190 (1996).
- Le Prell, C. G., Yamashita, D., Minami, S. B., Yamasoba, T., Miller, J. M. Mechanisms of noise-induced hearing loss indicate multiple methods of prevention. Hearing Research. 226 (1-2), 22-43 (2007).
- Miller, J., Ren, T. -Y., Laurikainen, E., Golding-Wood, D., Nuttall, A. Hydrops-induced changes in cochlear blood flow. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 104 (6), 476-483 (1995).
- Miller, J. M., Ren, T. -Y., Nuttall, A. L. Studies of inner ear blood flow in animals and human beings. Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 112 (1), 101-113 (1995).
- Nakashima, T., et al.
- Nuttall, A. L. Sound-induced cochlear ischemia/hypoxia as a mechanism of hearing loss. Noise and Health. 2 (5), 17 (1999).
- Trune, D. R., Nguyen-Huynh, A.
- Nakashima, T., Hattori, T., Sone, M., Sato, E., Tominaga, M. Blood flow measurements in the ears of patients receiving cochlear implants. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 111 (11), 998-1001 (2002).
- Ren, T., Brechtelsbauer, P. B., Miller, J. M., Nuttall, A. L. Cochlear blood flow measured by averaged laser Doppler flowmetry (ALDF). Hearing Research. 77 (1-2), 200-206 (1994).
- Goodwin, P. C., Miller, J. M., Dengerink, H. A., Wright, J. W., Axelsson, A. The laser Doppler: a non-invasive measure of cochlear blood flow. Acta Otolaryngologica. 98 (5-6), 403-412 (1984).
- Le Floc'h, J., et al. Markers of cochlear inflammation using MRI. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 39 (1), 150-161 (2014).
- Axelsson, A., Nuttall, A. L., Miller, J. M. Observations of cochlear microcirculation using intravital microscopy. Acta Otolaryngologica. 109 (3-4), 263-270 (1990).
- Monfared, A., et al. In vivo imaging of mammalian cochlear blood flow using fluorescence microendoscopy. Otology & Neurotology. 27 (2), 144 (2006).
- Kong, T. H., Yu, S., Jung, B., Choi, J. S., Seo, Y. J. Monitoring blood-flow in the mouse cochlea using an endoscopic laser speckle contrast imaging system. PLoS One. 13 (2), 0191978 (2018).
- Angelborg, C., Hillerdal, M., Hultcrantz, E., Larsen, H. The microsphere method for studies of inner ear blood flow. ORL. 50 (6), 355-362 (1988).
- Choudhury, N., Chen, F., Shi, X., Nuttall, A. L., Wang, R. K. Volumetric imaging of blood flow within cochlea in gerbil in vivo. IEEE Journal of Selected Topics in Quantum Electronics. 16 (3), 524-529 (2010).
- Subhash, H. M., et al. Volumetric in vivo imaging of microvascular perfusion within the intact cochlea in mice using ultra-high sensitive optical microangiography. IEEE Transactions on Medical Imaging. 30 (2), 224-230 (2011).
- Reif, R., et al. Monitoring hypoxia induced changes in cochlear blood flow and hemoglobin concentration using a combined dual-wavelength laser speckle contrast imaging and Doppler optical microangiography system. PLoS One. 7 (12), 52041 (2012).
- Nuttall, A. L. Techniques for the observation and measurement of red blood cell velocity in vessels of the guinea pig cochlea. Hearing Research. 27 (2), 111-119 (1987).
- Nuttall, A. L. Cochlear blood flow: measurement techniques. American Journal of Otolaryngology. 9 (6), 291-301 (1988).
- Hanna, G., et al. Automated measurement of blood flow velocity and direction and hemoglobin oxygen saturation in the rat lung using intravital microscopy. American Journal of Physiology. Lung Cellular Molecular Physiology. 304 (2), 86-91 (2013).
- Narciso, M. G., Nasimuzzaman, M. Purification of platelets from mouse blood. Journal of Visualized Experiments. (147), e59803 (2019).
- Shi, X., et al. Thin and open vessel windows for intra-vital fluorescence imaging of murine cochlear blood flow. Hearing Research. 313, 38-46 (2014).
- Lorenz, J. N. A practical guide to evaluating cardiovascular, renal, and pulmonary function in mice. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative, and Comparative Physiology. 282 (6), 1565-1582 (2002).
- Dai, M., Shi, X. Fibro-vascular coupling in the control of cochlear blood flow. PloS One. 6 (6), 20652 (2011).
- Shi, X. Cochlear pericyte responses to acoustic trauma and the involvement of hypoxia-inducible factor-1alpha and vascular endothelial growth factor. American Journal of Pathology. 174 (5), 1692-1704 (2009).
- Hou, Z., et al. Platelet-derived growth factor subunit B signaling promotes pericyte migration in response to loud sound in the cochlear stria vascularis. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 19 (4), 363-379 (2018).
- Hultcrantz, E., Nuttall, A. L. Effect of hemodilution on cochlear blood flow measured by laser-Doppler flowmetry. American Journal of Otolaryngology. 8 (1), 16-22 (1987).
