Summary
L’évaluation du contrôle de la qualité des cultures de bactéries lactiques (LAB) a été confirmée comme un moyen efficace d’améliorer la viabilité et la fonctionnalité des souches de LAB pour les procédures de fermentation. Pour étayer cette affirmation, nous avons développé un protocole qui explique comment les cultures LAB sont activées et cultivées pour les procédures de fermentation et de biotraitement.
Abstract
Les bactéries lactiques (LAB) sont des cultures lactiques essentielles qui sont utilisées de manière significative pour la fabrication de produits laitiers fermentés tels que le yogourt et le fromage. Les LAB produisent principalement de l’acide lactique en tant que produit final majeur de la fermentation, et ils synthétisent des métabolites importants qui confèrent les caractéristiques organoleptiques des produits alimentaires fermentés. Les LAB sont des bactéries fastidieuses qui se développent dans de nombreux environnements lorsque les besoins nutritionnels adéquats sont satisfaits. La demande de cultures lactiques LAB supérieures pour les applications de fermentation dans l’industrie alimentaire et laitière a entraîné la nécessité de fournir des cultures viables et actives pour toutes les opérations de biotransformation. L’élaboration d’un protocole standard pour assurer la viabilité et la fonctionnalité améliorée des cultures LAB en laboratoire ainsi que dans les environnements de transformation laitière est donc très critique. Pour répondre aux préoccupations liées à la réanimation des cellules de culture LAB faibles, stressées et blessées, un protocole qui décrit de manière vivante les étapes principales pour récupérer, améliorer la régénération cellulaire et améliorer la fonctionnalité métabolique des souches de LAB est de la plus haute importance. Le maintien de la pureté, de la fonctionnalité et de la viabilité des cultures de démarrage LAB est également essentiel. Par conséquent, le respect d’une directive de protocole unique entraînera la promotion des performances de fermentation pour de nombreuses souches LAB dédiées aux processus de fermentation et de biotechnologie. En conséquence, le Food Microbiology and Biotechnology Laboratory de la North Carolina Agriculture and Technical State University a mis au point un protocole standard pour l’activation et le contrôle de la qualité de souches LAB sélectionnées qui a abouti à des souches de culture LAB hautement fonctionnelles et viables utilisées pour la recherche sur la fermentation. L’adaptation et la recommandation d’un protocole comme celui-ci pour une utilisation dans l’industrie laitière et alimentaire aideront à assurer la viabilité et la fonctionnalité de LAB pour de nombreuses applications.
Introduction
Les bactéries lactiques (LAB) sont un groupe de bactéries d’une diversité unique qui ont un potentiel industriel. Les souches appartenant à Lactobacillus delbreuckii subsp. bulgaricus et Streptococcus thermophilus sont principalement utilisées comme fermentation de fermentation pour les produits laitiers fermentés tels que le yogourt1. Certaines souches de LAB sont également classées comme probiotiques car elles confèrent des avantages pour la santé humaine lorsque les doses sont correctement administrées2. Les bactéries lactiques sont également des microorganismes à Gram positif, non sporulés, non respirants mais aérotolérants qui sont généralement caractérisés par la production d’acide lactique comme produit de fermentation clé. LAB synthétise également des métabolites essentiels, par exemple des acides organiques, des bactériocines et d’autres composés antimicrobiens3 qui peuvent inhiber un large éventail d’agents pathogènes d’origine alimentaire4. L’acide lactique, un produit final majeur du catabolisme des glucides et un sous-produit de la fermentation LAB, est un métabolite organique qui possède des propriétés antimicrobiennes et est potentiellement utile pour les applications de bioconservation des aliments 3,5,6. De plus, les acides organiques produits par LAB confèrent la saveur, la texture et l’arôme des aliments, améliorant ainsi leurs propriétés organoleptiques globales 5,6. Les besoins nutritionnels distincts de LAB, associés à leur nature omniprésente, permettent finalement aux bactéries de se développer facilement dans différents environnements tels que les aliments à base de produits laitiers, les aliments fermentés, les légumes ainsi que dans l’intestin humain7.
Il existe une demande croissante de cultures de démarrage de LAB pour la production de yaourt et de nombreuses applications laitièresdiverses 8,9, d’où l’attention critique et les techniques scientifiques établies doivent être respectées, dans la culture de souches LAB, ainsi que dans l’activation de souches lyophilisées et isolées, car cette activité est vitale pour améliorer les performances de fermentation. Le laboratoire de microbiologie et de biotechnologie alimentaires s’engage donc activement dans le développement de technologies appropriées axées sur l’activation, la croissance supérieure et la fermentation caractéristiques des souches LAB isolées à partir de produits laitiers fermentés ainsi que de cultures industrielles de démarrage utilisées pour la production de yogourt. En outre, il convient de noter que les souches de culture LAB produites industriellement subissent des activités de conservation telles que la lyophilisation et le stockage congelé, provoquant un stress et des blessures cellulaires, à la suite du processus de choc dû au froid auquel elles sont soumises10. En limitant les défis de viabilité et en améliorant la fonctionnalité des souches LAB obtenues à partir de produits alimentaires isolés ou de produits lyophilisés, il est important d’activer correctement ces cultures comme une forme de contrôle de la qualité pour améliorer leur caractéristique fermentative8. Dans cette étude, l’objectif était de développer un protocole interne de contrôle de la qualité pour l’activation et la croissance des souches de culture de L. delbrueckii subsp. bulgaricus qui a finalement favorisé une croissance viable de LAB, ainsi que amélioré la performance de fermentation et la fonctionnalité métabolique des souches de LAB. Ce protocole pourrait à terme être adapté (en utilisant des milieux de culture optimaux et des conditions de culture appropriées) pour la culture d’autres souches LAB pour la recherche sur la fermentation, ainsi qu’à des fins industrielles ou des opérations de biotraitement. Ce protocole d’activation et de contrôle de la qualité de LAB garantira donc l’obtention de cultures de démarrage laitières viables supérieures et potentiellement fonctionnelles pour diverses applications dans l’industrie laitière et alimentaire mondiale.
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Protocol
1. Matériaux et méthodes généraux
- Source de Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus
- Obtenir des souches de L. bulgaricus auprès de sources fiables.
REMARQUE : Dans cette étude, un total de cinq (5) souches de L. bulgaricus ont été utilisées dans l’étude de contrôle de la qualité (tableau 1). Deux souches de L. bulgaricus lyophilisées pour la production industrielle de produits laitiers fermentés ont été fournies par le Dr Albert Krastanov, Département de biotechnologie de l’Université des technologies alimentaires de Plovdiv, Bulgarie. Deux souches isolées de produits de yogourt commerciaux disponibles sur le marché américain ont été obtenues à partir du stock de -80 °C du laboratoire de microbiologie alimentaire et de biotechnologie de la North Carolina A&T State University et une souche lyophilisée a été fournie par un fournisseur C. Toutes les souches de LAB ont été maintenues à -80 °C jusqu’à une utilisation ultérieure. Une autre souche bactérienne (Limosilactobacillus reuteri) a été obtenue à partir du stock de -80 °C du laboratoire de microbiologie alimentaire et de biotechnologie de la North Carolina A & T State University a également été évaluée.
- Obtenir des souches de L. bulgaricus auprès de sources fiables.
- Standard L. milieu de bouillon de fermentation MRS
- Préparer le milieu deMan, Rogosa Sharpe (MRS) en dissolvant complètement 55 g de MRS, et 0,5 g de L-cystéine dans 1 L d’eau désionisée (DW).
- Distribuer 7 mL et 2 mL de la solution MRS préparée dans des tubes à essai, respectivement, autoclaver à 121 °C pendant 15 min, puis refroidir à température ambiante (RT).
- Milieu gélose MRS
- Préparer le milieu gélosé MRS en dissolvant complètement 55 g de SMR et 0,5 g de L-cystéine dans 1 L de DW. Ajouter la poudre de gélose (15 g), stériliser le milieu gélosé à 121 °C pendant 15 min, puis refroidir au bain-marie.
- Verser tous les milieux fraîchement préparés dans des boîtes de Petri stériles et les conserver à 4 °C jusqu’à ce qu’elles soient encore nécessaires.
- Milieu clostridial renforcé modifié (mRCM-PYR)
- Optimiser un milieu clostridial renforcé selon Oyeniran et al.13 et Nwamaioha et Ibrahim18, pour la sélectivité et le dénombrement précis de L. bulgaricus en dissolvant 10 g de peptone #3, 10 g d’extrait de boeuf, 5 g d’extrait de levure, 5 g de chlorure de sodium, 3 g d’acétate de sodium, 2 g de phosphate dibasique de potassium, 0,1 g d’uracile, 0,25 g de chlorure de calcium, 5 g de dextrose, 5 g de fructose, 10 g de maltose, 2 g de pyruvate de sodium, 0,2 % de Tween 80 et 0,5 g de L-cystéine dans 1 L de DW.
- Ajuster le pH final (6,0 ± 0,2) de la solution en utilisant 6 N HCl avant l’ajout de 0,008% de bleu d’aniline et de 15 g de gélose. Autoclaver le milieu à 121 °C pendant 15 min, refroidir au bain-marie et verser dans des boîtes de Petri stériles. Conservez tous les milieux fraîchement préparés dans des boîtes de Petri stériles à 4 °C jusqu’à ce qu’ils soient nécessaires.
- Stock de glycérol des cultures LAB
- Préparer les stocks de glycérol (50% de glycérol) en diluant 100% de glycérol dans le même volume de DW et stériliser à 100 °C pendant 30 min en utilisant un cycle de stérilisation à sec. Refroidissez les stocks de glycérol à RT et stockez-les de manière aseptique pour une utilisation ultérieure.
- Utiliser la croissance bactérienne (une seule colonie de L. bulgaricus obtenue à l’aide du protocole CQ développé) à partir de cultures de nuit.
- Pipeter 500 μL des cultures de nuit dans 50% de glycérol dans un tube à centrifuger de 2 ml et mélanger doucement ensemble. Congeler et conserver le stock de glycérol contenant les cultures LAB à une température ultra-basse de -80 °C jusqu’à ce que vous en ayez besoin.
REMARQUE : Un schéma graphique du protocole de contrôle de la qualité et d’activation des cultures LAB est illustré à la figure 1.
| Non | Code de produit | Échantillon | Source | Composition bactérienne telle qu’étiquetée1 |
| 1 | S9 | Pure souche industrielle | Bulgarie | Lb. bulgaricus |
| 2 | LB6 | Pure souche industrielle | Bulgarie | Lb. bulgaricus, |
| 3 | ATCC 11842 | Pure souche industrielle | L’ATCC | Lb. bulgaricus |
| 4 | CHOUCAS | Yaourt | ÉTATS-UNIS | Lb. bulgaricus, autre culture vivante |
| 5 | E22 | Yaourt | ÉTATS-UNIS | Lb. bulgaricus, autre culture vivante |
| 6 | Reuteri | Yaourt | ÉTATS-UNIS | Limosilactobacillus reuteri |
| 1lb. = lactobacille | ||||
Tableau 1 : Souches probiotiques. Le tableau énumère les souches probiotiques utilisées dans cette étude.
2. Protocole d’activation et de contrôle de la qualité des cultures LAB
- Prélevez le stock de glycérol préparé des souches LAB (dans des tubes à centrifuger de 2 mL) du congélateur ultra-bas à -80 °C et ne les laissez pas décongeler avant utilisation.
- Nettoyez et désinfectez l’ouverture des tubes de centrifugation avec de l’alcool à 70% et tourbillonnez doucement avant utilisation.
- Introduire à la pipette environ 250 μL (0,25 mL) de la culture mère LAB des tubes à centrifuger dans des tubes à essai MRS frais de 2 mL.
- Vortex doucement, parafilmer les tubes à essai et les incuber en anaérobiose pendant une nuit à 42 °C pendant 12-16 h.
- Prélever environ 500 μL (0,5 mL) des cultures cultivées pendant la nuit des tubes à essai MRS de 2 mL dans des tubes à essai MRS frais de 7 mL, vortex, et les incuber en anaérobiose pendant la nuit à 42 °C pendant 12-16 h.
- Évaluer la croissance microbienne en mesurant la densité optique (DO) ou la croissance des cultures à 610 nm avec un spectrophotomètre UV-visible et enregistrer les résultats acceptables entre 0,7 et 0,9.
- Étaler les cultures de nuit des tubes MRS de 7 ml sur des plaques de gélose MRS et MRCM-PYR et les incuber en anaérobiose pendant 72 h à 42 °C.
- Prélever les colonies isolées dans les plaques de gélose, les transférer dans des tubes à essai MRS frais de 7 mL, vortex doucement et les incuber en anaérobiose pendant une nuit à 42 °C pendant 12 à 16 h.
- Conservez les plaques de gélose contenant les souches isolées à 4 °C au réfrigérateur pendant une semaine.
- Mesurer et confirmer la DO (entre 0,7 et 0,9) des tubes à essai MRS de 7 mL des cultures LAB isolées des plaques striées à 610 nm et les utiliser comme cultures de travail pour toutes les expériences connexes.
- Effectuer des dilutions dix fois (diluées en série) des cultures LAB cultivées à partir des tubes à essai MRS finaux de 7 ml en utilisant 9 mL d’eau peptonée (un tampon physiologique) pour obtenir un rapport de 1:10.
- Enfin, prélever environ 250 μL (0,25 mL) à partir de dilutions en série appropriées pour toutes les expériences de fermentation.
- Activer le bouillon contenant des souches (250 μL) de l’étape 2.12 en les transférant dans un bouillon MRS frais de 7 ml et en les incubant en anaérobiose à 42 °C pendant 16 h.
- Continuez en répétant les étapes 2.6-2.12 pour assurer une croissance cellulaire viable et supérieure à partir de cultures de laboratoire.
NOTE: Toutes les souches de L. bulgaricus ont été activées dans le bouillon MRS fraîchement préparé et ont ensuite été incubées en anaérobiose à 42 °C pendant 16 h afin d’atteindre une densité optique (OD610 nm) de croissance bactérienne comprise entre 0,7 et 0,9. La croissance bactérienne a été mesurée à l’aide d’un spectrophotomètre UV-visible à 610 nm. Les valeurs de pH des cultures de nuit étaient comprises entre 3,5 et 5,3 en raison de la production d’acide lactique, un produit final organique de la fermentation LAB. Les procédures de sécurité telles que la circulation de l’air dans la hotte de biosécurité et l’évitement des brûlures pendant l’utilisation du brûleur bunsen ont été respectées et observées.
Figure 1 : Schéma graphique du protocole d’activation des cultures de bactéries lactiques (LAB). Le programme fournit des détails et les instruments de base nécessaires à la manipulation et à l’activation des souches de culture LAB. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Representative Results
La croissance cellulaire des souches LAB évaluées cultivées avec le protocole de contrôle de la qualité était significativement différente (P < 0,05) des souches cultivées sans ce protocole standard. Le protocole de CQ pour L. bulgaricus et L. reuteri utilisait une approche de sous-culture multiple (sous-culture trois fois avant de strier sur des plaques de gélose), alors que la procédure de contrôle n’avait fait qu’une seule sous-culture avec toutes les autres conditions maintenues constantes. La croissance de la colonie était également plus élevée et bien définie sur les plaques de milieux de croissance cultivées à l’aide de ce protocole CQ standard. Cela a confirmé l’efficacité du protocole pour assurer une croissance accrue du LAB par division cellulaire dans le bouillon fermentatif, contribuant ainsi à améliorer le métabolisme cellulaire dans les souches de LAB. La croissance de deux souches cultivées avec et sans le protocole de contrôle de la qualité développé est illustrée à la figure 2. Les souches ont été striées sur des plaques de gélose après qu’une croissance intense (0,7-0,9 à OD610 nm) ait été observée et mesurée. Les plaques ont été incubées en anaérobiose à 42 °C pendant 72 heures, après quoi des colonies discrètes ont été observées le long des lignes de stries. Une autre étude (Figure 3) a confirmé l’efficacité du protocole de contrôle de la qualité sur la croissance de Lactobacillus reuteri cultivé en milieu TPY et, incubé à 37 °C, où les colonies générées par la technique du protocole QC ont confirmé une croissance stable à l’état d’équilibre (en moyenne 0,9 à OD610 nm) basée sur des données historiques. Une méthode de contrôle de l’activation de LAB sans sous-culture multiple qui n’utilisait pas la technique développée de CQ a entraîné un schéma de croissance inégal (0,9-0,75 à OD610 nm) de L. reuteri.
Figure 2 : Morphologie coloniale de la croissance des souches de L. bulgaricus cultivées avec et sans le protocole de contrôle de la qualité développé. Les souches ont été striées en trois exemplaires et ont été incubées en anaérobiose à 42 °C pendant 72 h. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Comportement de L. reuteri sur une période après croissance en milieu TPY à 37 °C en utilisant le protocole CQ normalisé et la méthode conventionnelle de culture bactérienne (P < 0,05). La croissance de L. reuteri a été surveillée périodiquement pendant un mois et a été alignée sur les données historiques des années précédentes basées sur l’activation de la culture avec le protocole CQ standard. Les barres d’erreur indiquent l’écart type des valeurs OD. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Les résultats de toutes les souches évaluées avec le protocole de contrôle de la qualité et sans l’utilisation du protocole étaient les mêmes, et à ce titre, les résultats liés uniquement aux souches (S9 et LB6) ont été présentés. Les souches LAB activées avaient une croissance cellulaire supérieure caractérisée par une forte intensité de biomasse cellulaire, provoquant ainsi un aspect trouble du bouillon fermentatif MRS dans le tube à essai11. La croissance cellulaire observée après activation de la culture était évidente entre 12 h et 16 h à une température de fermentation anaérobie de 42 °C. Il a également été confirmé que les souches LAB activées sur la base de ce protocole avaient continuellement leurs morphologies de colonies transformées à la suite de la procédure de sous-culturemultiple 12 avec des colonies discrètes visibles le long des lignes de stries. L’expérience de contrôle n’a pas utilisé ce protocole standard et n’a été sous-cultivée qu’une seule fois; toutefois, il n’a pas non plus montré de turbidité intense dans le bouillon fermentatif, bien que la croissance se situait toujours dans la plage acceptée de 0,7 à 0,9 à610 nm de diamètre extérieur. Il convient également de noter que le fait de strier les cultures témoins sur les plaques de gélose et de les incuber en anaérobiose dans les mêmes conditions que la procédure standard ne représentait que des colonies plus petites et moins nombreuses par rapport à celles observées dans le protocole standard13.
Cela pourrait être attribué aux caractéristiques faibles et non viables des cellules LAB. Par conséquent, le concept de sous-culture des souches LAB plusieurs fois et de stries sur des plaques de gélose, ce qui entraîne la génération de nouvelles cellules par division cellulaire et échange de matière génétique dans les bactéries. Cela améliore la fonctionnalité cellulaire et métabolique et favorise la croissance des cellules pendant les opérations de fermentation14. En outre, les cellules LAB stressées et blessées sont également récupérées en fonction de l’état stable des conditions de croissance (besoins nutritionnels, pH et température) qui leur permettent de s’adapter facilement et de retrouver pleinement les fonctionnalités cellulaires et métaboliques6. De plus, le strict respect de ce protocole limite davantage la contamination des cultures cellulaires, garantissant ainsi que seules les colonies cellulaires pures et supérieures sont isolées à des fins de fermentation. Ainsi, les stries répétées et la récupération de cultures cellulaires LAB à partir de plaques de gélose ont fourni une paroi cellulaire améliorée qui était bien adaptée aux activités métaboliques telles que les opérations de fermentation LAB15. De plus, l’étude sur la croissance de L. reuteri basée sur le protocole de contrôle de la qualité développé (Figure 3) confirme comment la sous-culture de LAB par la méthode de la colonie à la culture produit une croissance stable et régulière à la plage de croissance optimale (0,9-1,0 OD 610 nm) sur une période donnée par rapport à la sous-culture directement de culture en culture (méthode conventionnelle), ce qui a entraîné une forte croissance de 0,75 à 0,9 àOD 610 nm . Il était également évident que le protocole de contrôle de la qualité, au fil du temps, produisait systématiquement un schéma de croissance stable des bactéries, qui avait un écart-type (ET) de 0,1. La croissance inégale de L. reuteri, cependant, avait son écart-type supérieur à 0,1 en raison de la croissance inégale des cellules bactériennes. Ce schéma de croissance inégal, comme nous l’avons déjà dit, a été attribué à des cellules faibles et lésées; Ainsi, la fonctionnalité métabolique des cellules a diminué pendant la période de fermentation14. La présente étude a également été confirmée par une étude précédente d’Ahmed et al.16 selon laquelle, dans leur étude, L. reuteri a été multiplié dans un milieu gélosé à l’extrait de levure peptone trypticase (TPY) pendant 8 semaines à 37 °C. Un facteur contribuant à la croissance régulière de L. reuteri a été attribué à la méthode de culture cellulaire et à la technique de contrôle de la qualité qui a généré de nouvelles cultures supérieures actives, même après plusieurs activités de sous-culture au cours de la période d’étude.
Les étapes critiques de ce protocole comprennent toujours l’utilisation de cultures fermentatives neuves et datant de moins d’un jour et la préparation du bouillon fermentatif ou du milieu de croissance avant le début de la fermentation, et la non-utilisation du milieu de croissance stocké car la force et la puissance du milieu diminuent sur une longue période de stockage. Dans le cas de l’utilisation de cultures mères à -80 °C ou -20 °C, les cultures doivent être manipulées de manière aseptique. De plus, si l’on observe que les cultures mères sont faibles en raison du choc dû au froid du congélateur, la réanimation est nécessaire comme suit. Seules de faibles concentrations (environ 100 μL) des cultures mères doivent être inoculées dans le bouillon fermentatif (SRM) supplémenté d’environ 2 mL pour une incubation préanaérobie pendant environ 6 heures avant que des SMR supplémentaires d’environ 5 à 6 mL ne soient ajoutées pour l’incubation anaérobie finale pendant environ 16 h17. En cas d’utilisation de cultures lyophilisées ou lyophilisées, il est fortement recommandé de récupérer les cultures lyophilisées dans 3 mL de lait liquide écrémé et de les incuber en anaérobiose pendant environ 4-5 h avant de les inoculer dans le bouillon fermentatif supplémenté tel que MRS. Ces processus sont essentiels pour assurer la viabilité des cellules LAB à tout moment13.
Une autre étape critique consiste à s’assurer que la croissance cellulaire des cultures fermentatives se situe toujours dans la plage de croissance de 0,7 à 0,9, qui est généralement de610 nm OD. Ceci est important car cette plage de croissance est recommandée comme phase logarithmique ou exponentielle appropriée de la courbe de croissance bactérienne17. Toute valeur de densité optique (OD) supérieure à 1 est inexacte car cela confirme que les cultures fermentatives ont atteint leur phase de mort avec la plupart des cellules mortes et l’accumulation de déchets cellulaires toxiques principalement présents dans le milieu fermentatif. En cas d’atteinte d’une valeur OD supérieure à 1 (DO 610nm > 1)., il est recommandé de diluer les cultures 2 ou 3 fois ou plus jusqu’à ce qu’elle atteigne une valeur OD inférieure à 1 (OD610nm < 1)18. Un autre point de préoccupation est d’incuber de manière anaérobie appropriée les plaques striées avec les cultures fermentatives. Bien que la plupart des LAB soient des anaérobies facultatifs, la croissance accrue est limitée en présence d’oxygène; Par conséquent, la préférence pour les conditions anaérobies est nécessaire pour favoriser une croissance efficace. Il est recommandé d’utiliser une chambre de CO 2 ou un récipient improvisé qui pourrait générer du CO2 pendant la période d’incubation à 42 °C. Pour de meilleurs résultats de croissance cellulaire sur des plaques incubées, 72 h est recommandé pour des résultats optimaux18.
Il n’y a cependant aucune limite à cette procédure standard, car le strict respect des étapes garantira des cellules LAB viables et pures pour les procédures de fermentation. L’importance de ce protocole standard repose sur son approche proactive pour assurer la viabilité des cellules probiotiques, en particulier pour les cultures fermentatives. Il sert de mécanisme de contrôle de la qualité qui vise à éliminer la contamination et, en fin de compte, à promouvoir des cultures fortes et hautement viables qui pourraient produire des rendements de fermentation souhaitables dans des conditions standard. En référence aux méthodes existantes ou conventionnelles, ce protocole standard élimine le risque de problèmes de viabilité cellulaire LAB (en raison d’un choc dû au froid et d’un milieu de croissance médiocre), il cherche également à garantir le concept du premier coup d’avoir des cultures probiotiques pures et viables, permet de gagner du temps et favorise la productivité lors du travail avec des cultures LAB.
Les applications futures de cette technique sont énormes, car ce protocole pourrait être utilisé à la fois dans les laboratoires de recherche, les industries laitières et alimentaires, les instituts de biotransformation, de fermentation et de biotechnologie. L’avantage supplémentaire de ce protocole est basé sur sa nature simpliste et ne nécessite donc pas d’utilisation sophistiquée d’équipements de laboratoire. À ce titre, ce protocole pourrait être utilisé pour la démonstration ou l’apprentissage pédagogique dans les écoles secondaires qui ont un environnement de laboratoire de base pour encourager et susciter l’intérêt des élèves dans les domaines liés aux sciences, à la technologie, à l’ingénierie et aux mathématiques (STIM).
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Cette publication a été rendue possible grâce au numéro de subvention NC. X-267-5-12-170-1 du National Institute of Food and Agriculture (NIFA) et en partie par NIZO Food Research BV, Pays-Bas, Jarrow Formulas, États-Unis, et le Department of Family and Consumer Sciences et l’Agriculture Research Station de la North Carolina Agriculture and Technical State University (Greensboro, NC, USA 27411). Ce travail a également été appuyé, en partie, par la subvention no de subvention du Programme de renforcement des capacités de 1890 (2020-38821-31113/projet d’adhésion no 021765). Ce travail a également été partiellement soutenu par le ministère bulgare de l’Éducation et des Sciences dans le cadre du programme national de recherche « Aliments sains pour une bioéconomie forte et une qualité de vie » approuvé par DCM # 577 / 17.08.2018.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aniline Blue | Thermo Scientific | R21526 | 25 g |
| Beef extract | Research Products International | 50-197-7509 | 500 g |
| Yeast extract | Fisher Scientific | BP1422-500 | 500 g |
| Calcium Chloride dihydrate | Fisher Scientific | C79-500 | 500 g |
| Dextrose Anhydrous | Fisher Scientific | BP350500 | 500 g |
| D-Fructose | ACROS Organics | AC161355000 | 500 g |
| Difco agar powder | Difco | DF0812-07-1 | 2 kg |
| TPY agar | Difco | 211921 | 500 g |
| Eppendorf microcentrifuge tube (Snap-Cap Microcentrifuge Safe-Lock) | Fisher Scientific | 05-402-12 | 2 mL |
| Glycerol | Thermo Scientific | PI17904 | 500 mL |
| Infrared CO2 Incubator | Forma Scientific | ||
| Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus | American Type Culture Collection (ATCC) | ATCC 11842 | |
| Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus | Bulgaria | S9 | |
| Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus | Bulgaria | LB6 | |
| Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus | Food Microbiology and Biotechnology Laboratory (NCATSU) | DAW | |
| Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus | Food Microbiology and Biotechnology Laboratory (NCATSU) | E22 | |
| Limosilactobacillus reuteri | Biogai, Raleigh / Food Microbiology and Biotechnology Laboratory (NCATSU) | RD2 | |
| L-Cysteine hydrochloride monohydrate | Sigma-Aldrich | C6852-25G | 25 g |
| Maltose monohydrate | Fisher Scientific | M75-100 | 100 g |
| MRS broth | Neogen | 50-201-5691 | 5 kg |
| Peptone No. 3 | Hach | 50-199-6719 | 500 g |
| Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) | Research Products International | 50-712-761 | 500 g |
| Sodium acetate trihydrate | Fisher Scientific | S220-1 | 1 kg |
| Sodium chloride | Fisher Scientific | BP358-1 | 1 kg |
| Sodium pyruvate | Fisher Scientific | BP356-100 | 100 g |
| Test Tubes with Rubber-Lined Screw Caps | Fisher Scientific | FB70125150 | 25 x 150 mm |
| Tween 80 | Fisher Scientific | T164-500 | 500 mL |
| Ultra low freezer | So-Low | ||
| Uracil | ACROS Organics | AC157301000 | 100 g |
| UV- visible spectrophotometer | Thermo Fisher Scientific | Evolution 201 | |
| Vortex Genie 2 | Fisher Scientific | ||
| Yeast extract | Fisher Scientific | BP1422-500 | 500 g |
| Ethanol | Fisher Scientific | T08204K7 | 4 L |
| Hydrochloric Acid (6N (Certified), Fisher Chemical) | Fisher Scientific | SA56-500 | 500 mL |
References
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