Summary
מודלים להשתלת לב עכברים מייצגים כלי מחקר חשובים לחקר אימונולוגיה של השתלות. הפרוטוקול הנוכחי מפרט השתלת לב צווארית הטרוטופית של עכברים הכוללת מיקום של אזיקים על עורק הצוואר המשותף של המושתל ועל גזע עורק הריאה של התורם כדי לאפשר זרימת דם למינרית.
Abstract
מודלים של השתלת לב משמשים לעתים קרובות לחקר פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה, תגובות חיסוניות מולדות ונרכשות לאחר ההשתלה, וההשפעה של טיפולים אימונומודולטוריים על דחיית השתל. השתלת לב צווארי הטרוטופי בעכברים תוארה לראשונה בשנת 1991 באמצעות אנסטומוזות תפורות ולאחר מכן שונתה כך שתכלול טכניקות חפתים. שינוי זה איפשר שיפור בשיעורי ההצלחה, ומאז, היו דיווחים רבים שהציעו שיפורים טכניים נוספים. עם זאת, התרגום לשימוש נרחב יותר נותר מוגבל בשל הקושי הטכני הקשור לאנסטומוזות השתל, הדורשות דיוק כדי להשיג אורך וקליבר נאותים של האזיקים כדי למנוע פיתול אנסטומוטי וסקולרי או מתח מוגזם, מה שעלול לגרום נזק לשתל. הפרוטוקול הנוכחי מתאר טכניקה מותאמת לביצוע השתלת לב צווארית הטרוטופית בעכברים הכוללת מיקום האזיקים על עורק הצוואר המשותף של המושתל ועל עורק הריאה של התורם בהתאמה לכיוון זרימת הדם.
Introduction
Abbott et al. פרסמו1 את התיאור הראשון של השתלת לב בטן הטרוטופית בחולדות בשנת 1964. טכניקות כירורגיות אלה שוכללו ופשטו על ידי Ono et al. בשנת 19692. Corry et al. תיארו לראשונה שיטה להשתלת לב בטני הטרוטופית בעכברים בשנת 1973; בדומה למודלים של חולדות שדווחו בעבר, זה כלל חריטה לתוך הבטן של הפונדקאי עם revascularization על ידי anastomoses מקצה לצד של עורק הריאה של התורם ועלייה אבי העורקים אל הווריד הנבוב נחות של המקבל ואבי העורקים הבטן, בהתאמה3. השתלת לב צווארי הטרוטופי בחולדות תוארה על ידי הרון בשנת 1971 באמצעות חפתים מסוג טפלון העשויים מ-16 גרם (קוטר חיצוני של 1.6 מ"מ) קטטרים תוך ורידיים4. Chen5 ו- Matsuura et al.6 דיווחו מאוחר יותר על השתלת לב צווארי הטרוטופי בעכברים בשנת 1991, שהטכניקות שלהם היו שונות בעיקר בשיטה שלהם של אנסטומוזיס מחדש. גישתו של צ'ן כללה אנסטומוזות תפורות של אבי העורקים העולה של התורם לעורק הצוואר של המקבל ועורק הריאה של התורם לווריד הג'וגולרי החיצוני של המקבל5. בשל המיומנות הטכנית המתקדמת הנדרשת עבור אנסטומוזות תפורות מיקרו-כירורגיות אלה, היה צורך בכמות משמעותית של זמן וניסיון כדי להשיג אחוזי הצלחה גבוהים. Matsuura et al. תיארו שיטה המשתמשת בטכניקת חפתים ללא תפרים, בדומה לזו המשמשת את הרון, שכללה אנסטומוזות מקצה לקצה תוך שימוש במיקום חוץ-זוהר של אזיקים. הוא עיצב חפתים מסוג טפלון מ-22 גרם (קוטר חיצוני של 0.8 מ"מ) ו-24 גרם (קוטר חיצוני של 0.67 מ"מ) וצנתרים תוך ורידיים והניח אותם על הווריד הג'וגולרי החיצוני של המושתל ועל עורק הצוואר המשותף,בהתאמה 6. אזיקים אלה הונחו לאחר מכן בתוך עורק הריאה ואבי העורקים של התורם ואובטחו על ידי קשירת ליגטורה של תפר סביב החיבור. גישה זו תורגמה לשיפור בשיעור ההצלחה. והכי חשוב, זה הביא לקיצור הזמן הדרוש להשלמת שתי האנסטומוזות של צוואר הרחם, ובכך הפחית את הזמן האיסכמי החם של השתל לפחות משליש מזה תוך שימוש בשיטת תפירת הבטן. יתר על כן, מכיוון שהאזיקים ממוקמים סביב פני השטח החיצוניים של כלי השיט, אין גוף זר שנחשף לומן כלי הדם, מה שמקטין במידה רבה את האפשרות של פקקת לאחר ניתוח7. בינתיים, שימוש בטכניקת השרוול מספק תמיכה סביב כלי הדם באתר האנסטומוזיס ללא צורך בתפירה כלשהי, מה שמפחית את הסיכון לדימום לאחר רה-וסקולריזציה6.
תיקונים רבים של טכניקה זו הוצעו. כדי להתאים לאורך הקצר של עורק הצוואר המשותף של העכבר (כ-5 מ"מ), Tomita et al.8 פיתחו שינוי בטכניקה זו עם שרוול עורקי קטן יותר (קוטר חיצוני של 0.6 מ"מ) תוך השמטת החזקת תפרים ומשיכת העורק ישירות דרך השרוול עם מלקחיים עדינים במקום זאת. Wang et al. פישטו עוד יותר את הגישה הזו על ידי הצבת 22 G ו-24 G אזיקים על עורק הריאה הימני של התורם ועורק הצוואר המשותף הימני של המקבל,בהתאמה 9. דיווחים שונים תיארו שינויים בגישות אלה, כולל שימוש באזיקים מיוחדים, מלחציים מיקרו-כירורגיים, מרחיבי כלי דם וקרדיופלגיה10,11,12. יש לציין כי כל השיטות הללו כרוכות במחזור הדם המדרדר דרך הלב, כאשר הדם זורם מעורק הצוואר המשותף של המקבל לאבי העורקים התורם, העורקים הכליליים, הסינוס הכלילי, ואז מתרוקן לאטריום הימני ויוצא מעורק הריאה אל תוך הווריד הג'וגולרי החיצוני של המקבל.
בהשוואה לחריטה בבטן, השתלת לב צוואר הרחם מציעה יתרונות רבים. כאמור, חשיפה לצוואר הרחם מאפשרת רה-וסקולריזציה מהירה יותר וזמנים איסכמיים חמים קצריםיותר 6. השיטה הצווארית היא גם פחות פולשנית והיא קשורה לזמני החלמה קצרים יותר לאחר הניתוח מכיוון שהיא נמנעת מלפרוטומיה6. חשוב לציין, ניתן לבצע אנסטומוזות מקצה לקצה עם אזיקים במקום אנסטומוזות מקצה לצד, מה שמקטין את הסיכון לסיבוכים כגון דימום אנסטומוטי. הגישה הבטנית מהווה גם סיכון מוגבר לפתח סיבוכים טרומבוטיים באבי העורקים הבטני או בווריד הנבוב התחתון, מה שמוביל לאיסכמיה של חוט השדרה ולשיתוק אחורי. המיקום השטחי של צוואר הרחם של ההשתלה מאפשר גישה נוחה להערכת כדאיות השתל על ידי מישוש, אלקטרוקרדיוגרפיה והדמיה פולשנית או לא פולשנית. למרות שהשתלים בצוואר הרחם מחדשים את פעילות הלב הספונטנית לאחר רפרפוזיה, הם אינם משפיעים באופן משמעותי על הפרמטרים הסיסטוליים והדיאסטוליים של המקבל. מודל זה מספק תובנות חשובות לחקר תגובות תאיות לאחר השתלה, כגון פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה ודחיית השתל. יתר על כן, מודל זה מציע גישה אידיאלית המאפשרת הדמיה לאחר ההשתלה, כגון מיקרוסקופיה תוך-ויטלית של שני פוטונים או הדמיה טומוגרפיה של פליטת פוזיטרונים (PET). לשם כך, המעבדה שלנו דיווחה בעבר על שיטות להדמיה של רקמות ואיברים נעים בעכבר, כולל לבבות מורין פועמים והשתלות קשת אבי העורקים לאחר השתלת צוואר הרחם הטרוטופית כדי לדמיין סחר בלוקוציטים במהלך פגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה ובתוך פלאקים טרשת עורקים,בהתאמה 13,14,15 . בנוסף, בשל מיקומו השטחי וקלות החשיפה, מודל זה מתאים להשתלת לב מחדש16.
דו"ח זה מתאר טכניקה המאפשרת זרימת דם למינרית עם מיקום חיצוני של אזיקי כלי הדם על כלי הדם שמהם נובעת זרימת הדם. זה מאפשר מעבר חלק של זרימת הדם מכלי אחד למשנהו, הימנעות מחשיפה של קצה כלי הדם הדיסטלי לתוך לומן כלי הדם. בנוסף, הטכניקה משתמשת בשרוול גדול יותר של 20 גרם, במקום אזיקים של 22 גרם ששימשו בעבר, עבור עורק הריאה התורם כדי להבטיח חזרה מספקת של זרימת הדם למקבל.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל נהלי הטיפול בבעלי חיים נערכו בהתאם להנחיות NIH לטיפול ושימוש בחיות מעבדה ואושרו על ידי הוועדה למחקרים בבעלי חיים בבית הספר לרפואה של אוניברסיטת וושינגטון. לבבות מעכברי C57BL/6 (B6) ו-BALB/c (במשקל 20-25 גרם) הושתלו במושתלי B6 מותאמי מגדר (גילאי 6-8 שבועות). העכברים התקבלו ממקורות מסחריים (ראו טבלת חומרים). השתלות סינגניות בוצעו כדי להעריך תגובות תאיות הקשורות לפגיעה באיסכמיה-רפרפוזיה, והשתלות אלוגניות בוצעו כדי לחקור את מנגנוני החיסון המעורבים בסבילות ודחייה של שתלים. B6 lysozyme M-green פלואורסצנטי חלבון (LysM-GFP) עכברים מדווחים17, שהתקבלו במקור מקלאוס ליי ממכון לה ג'ולה לאלרגיה ואימונולוגיה, לה ג'ולה, קליפורניה, ולאחר מכן גודלו במתקן שלנו, שימשו כמושתלים לניסויים נבחרים כדי לדמיין חדירת נויטרופילים לשתלי לב. ניתוח ההישרדות בוצע באמצעות הליכים אספטיים.
1. הליך התורם
- הרדמת העכברים על ידי הזרקת קטמין (80−100 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (8−10 מ"ג/ק"ג) (ראו טבלת חומרים) באופן תוך-צפק לעכבר התורם. אשר מישור כירורגי של הרדמה עם צביטה בוהן וזנב.
- הכינו את אזור הניתוח על ידי גילוח השיער מהחזה והבטן באמצעות סכין גילוח חשמלי.
- יש לתת 100 יחידות של הפרין (ראו טבלת חומרים) לווריד הפין (זכרים) או לווריד הג'וגולרי החיצוני (זכרים או נקבות).
- הניחו את העכברים בתנוחת שכיבה עם מעליונים מעליהם. אבטחו את הפורלימבים והאחוריים עם סרט כירורגי וחטאו את העור עם שלושה קרצוף לסירוגין של 0.75% יוד ו-70% אתנול.
- בצע חתך, laparosternotomy חציוני, מן הטבור לזווית החזה (3-4 ס"מ), ולאחר מכן כריתת בית החזה דו-צדדית לאורך כל שוליים קוסטליים (2 ס"מ דו צדדית). קפלו את דופן בית החזה הקדמי מעל הצוואר לחשיפה מלאה של המדיאסטינום.
- הבלו את התימוס ולחשוף את הווריד הנבוב התחתון intrathoracic.
- Transect לרוחב אבי העורקים הבטן עבור exsanguination.
- עבור זלוף מדרדר, להזריק 1.5 מ"ל של 4 מעלות צלזיוס מלוחים לתוך הווריד הנבוב התחתון intrathoracic עם המחט מכוונת מעולה לכיוון השתל, כפי שתואר קודם לכן13.
- ליגייט הווריד הנבוב המעולה באמצעות 8-0 תפר משי ומחלק באופן דיסטלי.
- חזור על הזלוף המדרדר על ידי הזרקת עוד 1.5 מ"ל של 4 מעלות צלזיוס מלוחים דרך הווריד הנבוב התחתון.
- ליגייט הווריד הנבוב התחתון באמצעות 8-0 תפר משי ומחלק באופן דיסטלי.
- נתחו את קשת אבי העורקים ואת גזע עורק הריאה לצורך קצירת השתל והעבירו את שניהם באופן דיסטלי. Ligate את הוורידים הריאתיים על פני השטח האחורי של הלב באמצעות תפר משי 6-0 ולחלק דיסטלי.
- בצע הכנת השתל על ידי הסרת הלב התורם מחלל החזה. מניחים את הלב שנכרת במיכל פלסטיק מלא במלח הפריני בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס למשך 1-2 דקות. העבירו את השתל על בקבוק פלסטיק סטרילי מלא בקרח להנחת חפתים (איור 1A).
הערה: השתלת הלב צריכה להישאר על הבקבוקון במשך כ -5 דקות כדי למקם את השרוול של עורק הריאה התורם. - יש להניח שרוול אנגיוקטטר באורך 20 גרם (ראו טבלת חומרים) מעל עורק הריאה של השרוול התורם. בעזרת מלקחיים עדינים, מקפלים בעדינות את קצוות העורק בחזרה מעל השרוול. הצמידו את הכלי המקופל לשרוול באמצעות עניבת ניילון של 10-0, כפי שתואר קודםלכן 18 (איור 1B,C).
- אחסנו את הלב התורם במי מלח שעברו הפרין או בתמיסת שימור אחרת בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס.
הערה: בעוד שחלקם עשויים להעדיף פתרונות שימור ספציפיים (למשל, הפתרון של אוניברסיטת ויסקונסין) לשימור איסכמי ממושך, זה יכול להיות יקר19. מי מלח עשויים להיות חלופה מתאימה לתקופות קצרות של איסכמיה (<1 שעות)20. בסופו של דבר, הבחירה בפתרון השימור תלויה בתכנון הניסוי21.
2. הליך הנמען
- להזריק קטמין (80−100 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (8−10 מ"ג/ק"ג) באופן תוך-צפקי לעכבר המקבל לצורך הרדמה. להזריק בופרנורפין בשחרור מושהה (0.5-1.0 מ"ג/ק"ג) תת עורית לשיכוך כאבים. אשר מישור כירורגי של הרדמה עם צביטה בוהן וזנב.
- הכינו את אזור הניתוח על ידי גילוח השיער מאזור צוואר הרחם באמצעות סכין גילוח חשמלי. יש למרוח משחת עיניים סטרילית ולא תרופתית על העיניים כדי למנוע התייבשות של הקרנית.
- מניחים את החיה בתנוחת שכיבה עם פורלימבים צמודים לגוף והראש מופנה מעט שמאלה. אבטח את הפורלימבים והאחוריים באמצעות סרט ניתוחי. יש לחטא את העור עם שלושה פילינגים מתחלפים של 0.75% יוד ו-70% אתנול.
- בצעו חתך צווארי בקו האמצע מהמנדיבל התחתון ועד לעצם החזה.
- טרנסקט שריר הירך הימני סטרנוקלידומסטואיד. הבלו את האונה הימנית של הבלוטה submandibular כדי ליצור מקום להשתלת שתל.
- קושרים תפר מעל הווריד הג'וגולרי החיצוני הפרוקסימלי באמצעות תפר משי 6-0. Ligate את הווריד הג'וגולרי החיצוני הדיסטלי ואת הענפים הסמוכים באמצעות 8-0 תפר משי. בצע חתך רוחבי על פני הקיר הקדמי של הווריד הג'וגולרי החיצוני.
- הניחו תפר ניילון בגודל 10-0 דרך קצה הווריד הג'וגולרי החיצוני הפרוקסימלי והרקמה שמתחתיו כדי לאבטח את הווריד במהלך החדרת השרוול (איור 1D).
- ליגייט של עורק הצוואר המשותף הימני הדיסטלי באמצעות 8-0 תפר משי פשוט נחות מהביפורקציה הקרוטידית. קושרים תפר מעל עורק הצוואר המשותף הפרוקסימלי באמצעות תפר משי 6-0. מעבירים את העורק באופן דיסטלי בין התפרים.
- בדומה לשרוול התורם, הניחו חפת אנגיוקטטר באורך 0.6 מ"מ של 24 גרם מעל עורק הצוואר המשותף הימני של המושתל. בעזרת מלקחיים עדינים, מקפלים בעדינות את קצוות העורק בחזרה מעל השרוול. הצמידו את הכלי המקופל לשרוול באמצעות עניבת ניילון 10-0.
- מקם את לב התורם עדיף על אזור צוואר הרחם הנכון.
- לטפטף מלוחים קרים על השתלת הלב כל כמה דקות במהלך ההשתלה.
- הניחו תפר ניילון בגודל 10-0 דרך קצה אבי העורקים התורם ודרך נגיסה שטחית של הרקמה שמתחתיו כדי לאבטח את השתל במקומו (איור 1E).
- לשטוף את אבי העורקים התורם עם 0.5 מ"ל של 0.9% מלוחים heparinized.
- הכנס את חפת עורק הצוואר הנפוצה של המקבל לאבי העורקים התורם. לאבטח את האנסטומוזיס עם 8-0 עניבת משי (איור 1F). הסר את תפר עוגן אבי העורקים.
- יש לאוורר את הווריד הג'וגולרי החיצוני על ידי שטיפת הווריד הג'וגולרי החיצוני של המקבל ב-0.5 מ"ל של 0.9% מי מלח שעברו הפרינטציה.
- לבצע אנסטומוזיס של עורק הריאה על ידי החדרת השרוול של עורק הריאה התורם לתוך הווריד הג'וגולרי החיצוני של המקבל ולאבטח עם 8-0 עניבת משי (איור 1G). הסר את תפר עוגן הווריד הג'וגולרי החיצוני והעביר את הדופן האחורית הנותרת של הווריד הג'וגולרי החיצוני כדי לשחרר את השתל מהרקמה שמתחת. ודא שהשתל מכוון כראוי ללא פיתול או פיתול של האנסטומוזות.
- שחררו את ההחלקות על וריד הג'וגולרי החיצוני של המושתל, ולאחר מכן את עורק הצוואר המשותף, כדי ליזום רפרפוזיה של השתלת הלב (איור 1H).
- יש לסגור את החתך בעור הצווארי באמצעות תפר ניילון 6-0 מופרע.
3. טיפול לאחר הניתוח
- יש להניח את המושתל בחדר התאוששות חם מיד לאחר הניתוח ולעקוב מקרוב עד להחלמה מלאה מההרדמה (כשעתיים).
- המשך לעקוב מקרוב אחר בעל החיים (כל 6-8 שעות) במשך 72 שעות לפחות לאחר הניתוח לאיתור סימנים של התנהגות חריגה, כגון עייפות, רעד, נשימה מהירה או אנורקסיה.
- לשליטה בכאב, יש להזריק קרפרופן (5 מ"ג/ק"ג) באופן תת עורי כל 8-12 שעות לשיכוך כאבים, בנוסף לבופרנורפין תת עורי (0.05 מ"ג/ק"ג) כל 8-12 שעות למשך 24-48 שעות החל מסוף הניתוח.
4. הדמיה תוך-ויטלית של שני פוטונים של סחר בלויקוציטים בשתל הלב
- הזרקת קטמין (80-100 מ"ג/ק"ג) וקסילזין (8-10 מ"ג/ק"ג) באופן תוך-צפקי לעכבר מושתל B6 LysM-GFP17 2 שעות לאחר השתלת רפרפוזיה להרדמה.
- בצע אינטובציה orotracheal באמצעות 20 גרם אנגיוקטטר, כפי שתואר קודםלכן 18.
- חבר את האנגיוקטטר לצינורות ממכונת הנשמה מכנית של עכבר ואוורור עם אוויר החדר בקצב של 120 נשימות לדקה ונפח גאות של 0.5 מ"ל18.
- להזריק 12 μL של 655 ננומטר נקודות קוונטיות לא ממוקדות (ראה טבלת חומרים), תלוי ב 50 μL של PBS תוך ורידי, כפי שתואר קודםלכן 13.
- פתח מחדש את החתך בצוואר כדי לחשוף את השתלת הלב. הנח את העכבר בתא ייצוב.
- אבטחו חלק מהדופן החופשית של החדר השמאלי באמצעות טבעת דקה של דבק רקמה (ראו טבלת חומרים), המיושמת על כיסוי זכוכית המחובר ללוח התא העליון.
- מקם את התא מתחת למיקרוסקופ הדו-פוטונים במטרה להשיג תמונות וסרטונים, כפי שתואר קודםלכן 13.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
מודל השתלת לב הטרוטופי צווארי עכברי זה נוצל לביצוע למעלה מ-1,000 השתלות במעבדה שלנו, עם שיעור הישרדות של כ-97%. שיעור ההצלחה מעט גבוה יותר מדיווחים קודמים המשתמשים בטכניקות השתלת לב הטרוטופיות אחרות של צוואר הרחם בעכברים10,11,20. ניתן לייחס זאת לשרוול הגדול יותר של 20 G המונח על עורק הריאה של התורם כדי להבטיח חזרה מספקת של זרימת הדם למקבל (איור 1B,C). בנוסף, יישור זרימת הדם עם מיקום השרוולים בטכניקה הנוכחית ממזער את הסיכון לפקקת ולמערבולות אנסטומוטיות (איור 1,2). בעוד שהדמיית תהודה מגנטית (MRI) או אולטרסאונד יכולה להעריך את המערבולת של זליגת שתלים22,23, עדיין לא השתמשנו בטכניקות אלה בניסויים. מוות תוך ניתוחי באמצעות טכניקה זו הוא נדיר עבור microsurgeons מנוסים. התמותה לאחר הניתוח נובעת לרוב מסיבוכים של דימום. זמן הניתוח הממוצע של הנמען היה 36.5 ± 3.5 דקות, עם זמן איסכמיה קר ממוצע של 20 דקות. עבור מחקרי הישרדות, שתלי לב הוערכו מדי יום על ידי הדמיה ישירה ומישוש דיגיטלי של פעימות הלב. עכברים מוקרבים בדרך כלל להערכת השתל בסביבות 7-14 ימים לאחר הניתוח. הדמיה תוך-ויטלית של שני פוטונים היא הליך סופני המבוצע בדרך כלל מוקדם לאחר ההשתלה כדי להעריך את הסחר בלוקוציטים (איור 3).
רוב ההשתלות הסינגניות שמרו על פעימות לב חזקות עד להקרבה, עד 6 חודשים לאחר ההשתלה. בבדיקה גסה, רוב השתלים הסינגנים נראו תקינים ובדיקה היסטולוגית לא גילתה שום עדות לדחייה. כל ההשתלות האלוגניות שאינן מדוכאות חיסון (BALB/c ל-B6) פיתחו דופק מופחת תוך 1-2 שבועות לאחר ההשתלה. שתלים אלוגניים שנכרתו מעכברים כאלה הורחבו באופן גס, ובדיקה היסטולוגית הראתה חדירה מפוזרת של לימפוציטים ואזורים של נמק שריר הלב.
איור 1: הכנת שתל לב להשתלה . (A) הלב נכרת מהעכבר התורם. (ב,ג) תא המטען של עורק הריאה נחשף ונמשך דרך חפת 20 G, מקופל לאחור, ומאובטח בתפר ניילון 10-0. (D) תפר ניילון 10-0 ממוקם דרך קצה הווריד הג'וגולרי החיצוני של המקבל ומקובע לרקמה שמתחתיו. (E) תפר ניילון 10-0 ממוקם דרך קצה אבי העורקים התורם ומוצמד לרקמה הבסיסית הסמוכה לעורק הצוואר המקבל. (ו) חפת עורק הצוואר המשותפת של המושתל מוכנסת לאבי העורקים התורם ומאובטחת ב-8-0 תפר משי. (ז) חפת עורק הריאה התורם מוחדרת לווריד הג'וגולרי החיצוני של המושתל ומאובטחת ב-8-0 תפר משי. (H) החלקה פרוקסימלית על הווריד הג'וגולרי החיצוני של המקבל משתחררת, ואחריה שחרור של עורק הצוואר המשותף. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 2: מבט תוך-ניתוחי של השתלת לב. שרוול 1 מ"מ 20 G נמשך מעל עורק הריאה של התורם ומאובטח עם עניבת ניילון 10-0. חפת 0.6 מ"מ 24 G נמשכת מעל עורק הצוואר המשותף הימני של הנמען ומאובטחת בעניבת ניילון 10-0. תפרי עוגן (10-0 ניילון) ממוקמים בדופן אבי העורקים התורם ובווריד הג'וגולרי החיצוני הימני של המקבל ומהודקים לרקמה שמתחתיו כדי למנוע תזוזה במהלך החדרת השרוול. (AO = אבי העורקים, PA = עורק ריאתי, CCA = עורק צוואר משותף, EJV = וריד ג'וגולרי חיצוני). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 3: הדמיה תוך-ויטלית של דינמיקה של לויקוציטים בהשתלת הלב. הדמיה תוך-ויטלית של שני פוטונים של לב פועם שהושתלה מעכבר B6 למושתל LysM-GFP B6 מדגימה סחר של נויטרופילים מושתלים לתוך רקמות השתלת הלב בין 2-3 שעות לאחר הניתוח. (ירוק = נויטרופילים, אדום = כלים המסומנים בנקודות קוונטיות). סרגל קנה מידה = 20 מיקרומטר. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
| סיבוך | סיבות אפשריות | פתרונות |
| מות המקבל | היפותרמיה | כרית חימום |
| התייבשות | 0.9% מלח i.p. לאחר הניתוח | |
| זילוף שתלים גרוע | פיתול עורק הצוואר | אנסטומוזיס מחדש, או |
| טרומבוס או אמבולי אוויר | אנסטומוזיס עורקי פתוח וסומק עם מלוחים heparinized | |
| חסימה ורידית | טרומבוס או אמבולי אוויר | אנסטומוזיס מחדש, או |
| אנסטומוזיס ורידי פתוח וסומק עם מלח heparinized | ||
| דימום לאחר הניתוח | דימום ענפי ורידים ג'וגולריים | ענפי וריד ג'וגולרי ליגייט |
| דחיסת צמר גפן | ||
| אזיקים רופפים | הידוק האזיקים | |
| פעימות לב חלשות | השתלת לב קרה | לטפטף מלוחים חמים על פני הלב |
| השתל מתפתל | תנוחת השתלה לא נכונה | ודא שהשתל מכוון כראוי לפני סגירת העור |
| פעילות לא יציבה (למשל ריצה במעגלים) | איסכמיה מוחית | ליגייט עורק קרוטיד נפוץ נחות מביפורקציה של קרוטיד |
טבלה 1: פתרון בעיות עבור סיבוכים. סיבוכים נפוצים עם פתרונות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
באמצעות טכניקה זו, השתלת לב צוואר הרחם הטרוטופית של עכבר יכולה להתבצע תוך פחות מ -40 דקות על ידי מיקרוכירורג מנוסה ותוך כ -60 דקות על ידי מיקרוכירורג ברמת הכניסה. בעוד שהשתלת לב צווארי נחקרה במודלים רבים של בעלי חיים, מודל עכבר נותר תקן הזהב בשל זנים גנטיים רבים ומוגדרים היטב, יכולות שינוי גנטי וזמינותם של ריאגנטים רבים, כולל נוגדנים חד שבטיים24. הטכניקה המתוארת כאן מספקת הזדמנות ייחודית לניטור לאחר השתלה, כגון אלקטרוקרדיוגרפיה או הדמיה תוך-חיונית, כולל מיקרוסקופיה של שני פוטונים (איור 3) או הדמיית PET סדרתית לא פולשנית13,14,15,25. שיטה זו מספקת מיקום שטחי לשתל הלב שקל יותר לייצב להדמיה תוך חיונית, ובכך מונעת את המורכבות הטבועה בשיטת השתלת הבטן בשל המיקום העמוק יותר של השתל ואיברי הבטן הסובבים אותו. יתר על כן, טכניקה זו שימושית במיוחד בהקשר של השתלה מחדש. מודלים של השתלה מחדש מייצגים כלים רבי עוצמה לזיהוי תאים מקומיים בשתלי לב מושתלים המתווכים תגובות אלואימוניות. בעוד שבעבר השתמשנו בטכניקה זו במודל השתלה מחדש של לב עכבר כדי להעריך תוצאות לטווח קצר, ניתן להרחיב גישה זו בניסויים עתידיים כדי לחקור תוצאות ארוכות טווח16. לשם כך, החקירות הנוכחיות עד כה ניצלו תקופה קצרה של איסכמיה קרה (כ-20 דקות). מחקרים עתידיים יוכלו לחקור את ההשפעה של איסכמיה ממושכת קרה או חמה על תוצאות קצרות וארוכות טווח כדי לחקות באופן הדוק יותר השתלה קלינית.
יש לקחת בחשבון מספר שלבים קריטיים של טכניקה זו. שיטות קודמות כוללות החדרת השרוול על הווריד הג'וגולרי החיצוני הקטן יותר לתוך לומן גדול של עורק הריאה התורם 6,8. מיקום השרוול הגדול יותר על עורק הריאה התורם כדי ליצור כיוון תקין עם זרימת הדם מקשה מעט יותר על החדרת השרוול לווריד הג'וגולרי החיצוני הקטן יותר. קיבוע קצה הווריד לרקמה שמתחתיו וחתך חלקי בלבד של הדופן הקדמית של הווריד מקל על החדרת השרוול. בנוסף, מיקום האזיקים בעורק הצוואר המשותף של המושתל יכול להיות מאתגר למדי בשל הקליבר הקטן של כלי השיט. לפיכך, טכניקות קודמות דיווחו על שימוש באזיקים קטנים יותר (למשל, 26 גרם) עבור אנסטומוזיס12 זה. עם זאת, הגישה הנוכחית משתמשת בשרוול גדול יותר של 24 גרם כדי להבטיח זליגת שתלים מספקת, שלדעתנו עשויה להציע יתרונות הישרדותיים מסוימים. בחירת עכברים מושתלים גדולים יותר עשויה לסייע למיקרו-כירורגים מתחילים. תפרים עוגן מוסרים לאחר reperfusion, ואת השתל אינו קבוע בכיוון הנכון כפי שאחרים תיארו3. לכן, חשוב לבדוק שהשתל ממוקם ומכוון כראוי לפני סגירת העור הצווארי כדי למנוע פיתול או פיתול (טבלה 1). כריתה של בלוטת המשנה הימנית מבוצעת כדי לספק מקום הולם להשתלת הלב, ובכך למנוע דחיסת שתלים לאחר סגירת העור.
המודל המתואר כאן מציע מספר יתרונות. על ידי הנחת האזיקים על גזע עורק הריאה התורם ועל עורק הצוואר המשותף של המקבל, כיוון השרוול מתיישר עם כיוון זרימת הדם. זה מקטין את הסבירות של זרימה טורבולנטית היווצרות פקקת. שנית, נעשה שימוש בשרוול עורק ריאתי גדול יותר של 20 גרם כדי להבטיח חזרה מספקת של זרימת הדם למקבל. שלישית, חפת גדולה יותר של 24 גרם מונחת על עורק הצוואר המשותף כדי להבטיח זלוף הולם של השתל. לבסוף, 10-0 תפרי עוגן ניילון משמשים לקיבוע השתל לרקמות הבסיסיות ולהקל על החדרת השרוול. שינויים אלה מסייעים להתגבר על האתגרים הטכניים של ההליך, למנוע מערבולות anastomotic, ולהפחית סיבוכים לאחר הניתוח כגון היווצרות פקקת.
מגבלה חשובה של כל המודלים להשתלת לב עכברים היא שזרימת הדם הפיזיולוגית אינה משוחזרת דרך חדרי הלב. במקום זאת, מודלים אלה מסתמכים על מחזור הדם דרך כלי הדם הכליליים. ההשלכות של דפוס זרימה מדרדר זה על הפגיעה התאית של השתל ועל התגובה החיסונית לא הוגדרו בבירור; עם זאת, ייתכן שכוחות גזירה מכניים הנובעים ממחזור לא פיזיולוגי זה משפיעים על תגובות החיסון. מודל כירורגי של השתלת לב בעכברים המשחזר את זרימת הדם הפיזיולוגית טרם פותח וידרוש התקדמות טכנית משמעותית. נצפה כי חלק קטן מהעכברים (<3%) חווים התנהגות לא יציבה חולפת (למשל, ריצה במעגלים) לאחר ההליך. התנהגות זו נמשכת כ-1-2 שעות לפני ההחלטה. בהתחשב בכך שהתנהגות זו אינה נצפית לאחר הליכים אחרים המשתמשים באותו משטר הרדמה, היא עשויה להיות קשורה לאיסכמיה מוחית חולפת עקב שינויים בזרימת הדם לאחר השתלת לב צוואר הרחם. התאוששות מלאה התרחשה בכל העכברים ללא ליקויים כרוניים שנצפו.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין מה לחשוף.
Acknowledgments
DK נתמך על ידי מענקי המכונים הלאומיים לבריאות 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, מענק סקירת הצטיינות של מינהל הוותיקים 1I01BX002730, והקרן לבית החולים היהודי בארנס.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 7718729 | |
| 0.75% Providone iosine scrub | Priority Care Inc | NDC 57319-327-0 | |
| 10-0 nylon suture | Surgical Specialties Corporation | AK-0106 | |
| 655-nm nontargeted Q-dots | Invitrogen | Q21021MP | |
| 70% Ethanol | Pharmco Products Inc | 111000140 | |
| 8-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 1005597 | |
| Adson forceps | Fine Science Tools Inc | 91127-12 | |
| BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks) | Jackson Laboratories | ||
| Bipolar coagulator | Valleylab Inc | SurgII-20, E6008/E6008B | |
| Carprofen (Rimadyl) injection | Transpharm | 35844 | |
| Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet | Transpharm | 38995/37919 | |
| Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software | A&B Software | ||
| Dumont no. 5 forceps | Fine Science Tools Inc | 11251-20 | |
| Fine vannas style spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15000-03 | |
| GraphPad Prism 5.0 | Sun Microsystems Inc. | ||
| Halsey needle holder | Fine Science Tools Inc | 91201-13 | |
| Halsted-Mosquito clamp curved tip | Fine Science Tools Inc | 91309-12 | |
| Harvard Apparatus mouse ventilator model 687 | Harvard Apparatus | MA1 55-0001 | |
| Heparin solution (100 U/mL) | Abraxis Pharmaceutical Products | 504031 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| Ketamine (50 mg/kg) | Wyeth | 206205-01 | |
| Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification | Leica Microsystems | ||
| Moria extra fine spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15396-00 | |
| Ohio isoflurane vaporizer | Parkland Scientific | V3000i | |
| Qdots | ThermoFisher | 1604036 | |
| S&T SuperGrip Forceps angled tip | Fine Science Tools Inc | 00649-11 | |
| S&T SuperGrip Forceps straight tip | Fine Science Tools Inc | 00632-11 | |
| Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride | Hospira Inc | NDC 0409-4888-20 | |
| Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators) | Puritan Medical Company LLC | 823-WC | |
| Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | SR-OX2032CA | |
| Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | R-OX2419CA | |
| ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity) | Thermocare Inc | ||
| VetBond | Santa Cruz Biotechnology SC361931 | NC0846393 | |
| Xylazine (10 mg/kg) | Lloyd Laboratories | 139-236 |
References
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
- Heron, I. A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats. Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).
- Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
- Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
- Yu, Y., et al. Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice. Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).
- Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
- Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
- Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (180), e63504 (2022).
- Li, W., et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).
- Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
- Li, W., et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).
- Li, W., et al. Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis. Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).
- Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).
- Ma, Y., et al. Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (160), e61103 (2020).
- Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).
- Hartley, C. J., et al. Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).
- Bovenkamp, P. R., et al. Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI). MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).
- Wang, H.
- Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).
