Summary
Los modelos de trasplante cardíaco de ratón representan valiosas herramientas de investigación para estudiar la inmunología del trasplante. El presente protocolo detalla el trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón que implica la colocación de manguitos en la arteria carótida común del receptor y el tronco de la arteria pulmonar del donante para permitir el flujo sanguíneo laminar.
Abstract
Los modelos murinos de trasplante cardíaco se utilizan con frecuencia para estudiar la lesión por isquemia-reperfusión, las respuestas inmunes innatas y adaptativas después del trasplante y el impacto de las terapias inmunomoduladoras en el rechazo del injerto. El trasplante cardíaco cervical heterotópico en ratones se describió por primera vez en 1991 utilizando anastomosis suturadas y posteriormente se modificó para incluir técnicas de manguito. Esta modificación permitió mejorar las tasas de éxito, y desde entonces, ha habido múltiples informes que han propuesto nuevas mejoras técnicas. Sin embargo, la traducción a una utilización más generalizada sigue siendo limitada debido a la dificultad técnica asociada con las anastomosis del injerto, que requiere precisión para lograr la longitud y el calibre adecuados de los manguitos para evitar la torsión anastomótica vascular o la tensión excesiva, que puede resultar en daño al injerto. El presente protocolo describe una técnica modificada para realizar un trasplante cardíaco cervical heterotópico en ratones que consiste en la colocación del manguito en la arteria carótida común del receptor y la arteria pulmonar del donante en alineación con la dirección del flujo sanguíneo.
Introduction
Abbott et al. publicaron1 la primera descripción del trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas en 1964. Estas técnicas quirúrgicas fueron refinadas y simplificadas por Ono et al. en 19692. Corry et al. describieron por primera vez un método para el trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratones en 1973; Similar a los modelos de rata previamente reportados, esto implicó el injerto en el abdomen del huésped con revascularización por anastomosis de extremo a lado de la arteria pulmonar del donante y la aorta ascendente a la vena cava inferior y la aorta abdominal del receptor, respectivamente3. El trasplante cardíaco cervical heterotópico en ratas fue descrito por Heron en 1971 utilizando manguitos de teflón hechos de catéteres intravenosos de 16 G (1,6 mm de diámetro exterior)4. Chen5 y Matsuura et al.6 informaron más tarde de un trasplante cardíaco cervical heterotópico en ratones en 1991, cuyas técnicas diferían principalmente en su método de reanastomosis. El abordaje de Chen implicó anastomosis suturadas de la aorta ascendente del donante a la arteria carótida del receptor y de la arteria pulmonar del donante a la vena yugular externa del receptor5. Debido a la habilidad técnica avanzada requerida para estas anastomosis suturadas microquirúrgicas, se necesitó una cantidad significativa de tiempo y experiencia para lograr una alta tasa de éxito. Matsuura et al. describieron un método que utilizaba una técnica de manguito sin sutura, similar a la utilizada por Heron, que involucraba anastomosis de extremo a extremo utilizando la colocación extraluminal de puños. Fabricó manguitos de teflón a partir de catéteres intravenosos de 22 G (0,8 mm de diámetro exterior) y 24 G (0,67 mm de diámetro exterior) y los colocó sobre la vena yugular externa y la arteria carótida común del receptor, respectivamente6. Estos manguitos se colocaron dentro de la arteria pulmonar y la aorta del donante y se aseguraron atando una ligadura de sutura alrededor de la conexión. Este enfoque se tradujo en una mejor tasa de éxito. Lo más importante es que resultó en un acortamiento del tiempo requerido para completar ambas anastomosis cervicales, reduciendo así el tiempo isquémico caliente del injerto a menos de un tercio del que utiliza el método de sutura abdominal. Además, dado que los puños se colocan alrededor de la superficie externa del vaso, no hay cuerpo extraño expuesto a la luz del vaso, lo que reduce en gran medida la posibilidad de trombosis después de la cirugía7. Mientras tanto, la utilización de la técnica del manguito proporciona soporte alrededor de los vasos en el sitio de la anastomosis sin requerir sutura, lo que reduce el riesgo de sangrado después de la revascularización6.
Se han propuesto numerosas revisiones de esta técnica. Para acomodar la corta longitud de la arteria carótida común del ratón (aproximadamente 5 mm), Tomita et al.8 desarrollaron una modificación de esta técnica con un manguito arterial más pequeño (0,6 mm de diámetro exterior), omitiendo suturas de sutura y tirando de la arteria directamente a través del manguito con fórceps finos. Wang et al. simplificaron aún más este enfoque colocando manguitos de 22 G y 24 G en la arteria pulmonar derecha del donante y en la arteria carótida común derecha del receptor, respectivamente9. Varios relatos han descrito modificaciones a estos enfoques, incluyendo el uso de manguitos especializados, pinzas microquirúrgicas, dilatadores de vasos y cardioplejía10,11,12. En particular, todos estos métodos implican la circulación retrógrada de la sangre a través del corazón, con sangre que fluye desde la arteria carótida común receptora hasta la aorta del donante, las arterias coronarias, el seno coronario, luego se vacía en la aurícula derecha y sale de la arteria pulmonar hacia la vena yugular externa receptora.
En comparación con el injerto en el abdomen, el trasplante cardíaco cervical ofrece múltiples ventajas. Como se mencionó anteriormente, la exposición cervical permite una revascularización más rápida y tiempos isquémicos cálidos máscortos 6. El método cervical también es menos invasivo y se asocia con tiempos de recuperación postoperatoria más cortos, ya que evita una laparotomía6. Es importante destacar que se pueden realizar anastomosis de extremo a extremo con manguitos en lugar de anastomosis de extremo a lado, lo que disminuye el riesgo de complicaciones como el sangrado anastomótico. El abordaje abdominal también plantea un mayor riesgo de desarrollar complicaciones trombóticas en la aorta abdominal o la vena cava inferior, lo que lleva a isquemia de la médula espinal y parálisis de las extremidades posteriores. La ubicación cervical superficial del trasplante permite un fácil acceso a la evaluación de la viabilidad del injerto mediante palpación, electrocardiografía e imágenes invasivas o no invasivas. Aunque los injertos cervicales reanudan la actividad cardíaca espontánea después de la reperfusión, no afectan significativamente los parámetros sistólico y diastólico del receptor. Este modelo proporciona información valiosa para estudiar las respuestas celulares después del trasplante, como la lesión por isquemia-reperfusión y el rechazo del injerto. Además, este modelo ofrece un enfoque ideal para permitir imágenes posteriores al trasplante, como la microscopía intravital de dos fotones o la tomografía por emisión de positrones (PET). Con este fin, nuestro laboratorio ha reportado previamente métodos para obtener imágenes de tejidos y órganos en movimiento en el ratón, incluyendo corazones murinos latiendo e injertos de arco aórtico después del trasplante cervical heterotópico para visualizar el tráfico de leucocitos durante la lesión por isquemia-reperfusión y dentro de las placas ateroscleróticas, respectivamente13,14,15 . Además, debido a su ubicación superficial y facilidad de exposición, este modelo es adecuado para el retrasplante cardíaco16.
Este informe describe una técnica que permite el flujo sanguíneo laminar con la colocación externa de los manguitos vasculares en los vasos de los que se origina el flujo sanguíneo. Esto permite una transición suave del flujo sanguíneo de un vaso a otro, evitando la exposición del borde del vaso distal en la luz vascular. Además, la técnica utiliza un manguito más grande de 20 G, en lugar de los manguitos de 22 G utilizados anteriormente, para la arteria pulmonar del donante para garantizar un amplio retorno del flujo sanguíneo al receptor.
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Protocol
Todos los procedimientos de manejo de animales se llevaron a cabo de conformidad con las pautas de Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de los NIH y fueron aprobados por el Comité de Estudios Animales de la Facultad de Medicina de la Universidad de Washington. Los corazones de ratones C57BL / 6 (B6) y BALB / c (con un peso de 20-25 g) se trasplantaron en receptores de B6 de la misma calidad (6-8 semanas de edad). Los ratones se obtuvieron de fuentes comerciales (ver Tabla de materiales). Se realizaron trasplantes singénicos para evaluar las respuestas celulares relacionadas con la lesión por isquemia-reperfusión, y trasplantes alogénicos para investigar los mecanismos inmunes implicados en la tolerancia y el rechazo del injerto. Los ratones reporteros de la proteína fluorescente M-verde lisozima B6 (LysM-GFP)17, originalmente obtenidos de Klaus Ley del Instituto La Jolla de Alergia e Inmunología, La Jolla, CA, y posteriormente criados en nuestras instalaciones, se utilizaron como receptores para experimentos seleccionados para visualizar la infiltración de neutrófilos en injertos cardíacos. La cirugía de supervivencia se realizó mediante procedimientos asépticos.
1. Procedimiento de donación
- Anestesiar a los ratones inyectando ketamina (80-100 mg/kg) y xilazina (8-10 mg/kg) (ver Tabla de materiales) por vía intraperitoneal en el ratón donante. Confirme el plano quirúrgico de la anestesia con pellizco para el dedo del pie y la cola.
- Prepare el área quirúrgica afeitando el cabello del pecho y el abdomen con una maquinilla de afeitar eléctrica.
- Administrar 100 unidades de heparina (ver Tabla de Materiales) por vía intravenosa en la vena peneana (hombres) o vena yugular externa (hombres o mujeres).
- Coloque los ratones en posición supina con las extremidades anteriores por encima. Asegure las extremidades anteriores y posteriores con cinta quirúrgica y desinfecte la piel con tres exfoliantes alternos de 0,75% de yodo y 70% de etanol.
- Realizar una incisión, laparosternotomía mediana, desde el ombligo hasta el ángulo esternal (3-4 cm), seguida de una toracotomía bilateral a lo largo de cada margen costal (2 cm bilateralmente). Doble la pared torácica anterior sobre el cuello para una exposición completa del mediastino.
- Extirpar el timo y exponer la vena cava inferior intratorácica.
- Transecto a lo ancho de la aorta abdominal para la exanguinación.
- Para la perfusión retrógrada, inyectar 1,5 mL de solución salina a 4 °C en la vena cava inferior intratorácica con la aguja orientada superiormente hacia el injerto, como se describió anteriormente13.
- Ligate la vena cava superior con un 8-0 sutura de seda y dividir distalmente.
- Repita la perfusión retrógrada inyectando otros 1,5 ml de solución salina a 4 °C a través de la vena cava inferior.
- Ligate la vena cava inferior con un 8-0 sutura de seda y dividir distalmente.
- Diseccionar el arco aórtico y el tronco de la arteria pulmonar para la recolección del injerto y transecto ambos distalmente. Ligate las venas pulmonares en la superficie posterior del corazón usando una sutura de seda 6-0 y divídelas distalmente.
- Realice la preparación del injerto extrayendo el corazón del donante de la cavidad torácica. Colocar el corazón extirpado en un recipiente de plástico lleno de solución salina heparinizada a 4 °C durante 1-2 min. Transfiera el injerto a un matraz de plástico estéril lleno de hielo para la colocación del manguito (Figura 1A).
NOTA: El injerto cardíaco debe permanecer en el matraz durante aproximadamente 5 minutos para colocar el manguito de la arteria pulmonar del donante. - Coloque un manguito angiocatéter de 1 mm de largo y 20 G (consulte la Tabla de materiales) sobre la arteria pulmonar para el manguito del donante. Con fórceps finos, doble suavemente los bordes de la arteria hacia atrás sobre el manguito. Asegure el recipiente plegado al manguito con un lazo de nylon 10-0, como se describió anteriormente18 (Figura 1B, C).
- Guarde el corazón del donante en solución salina heparinizada u otra solución de preservación a 4 °C.
NOTA: Si bien algunos pueden preferir soluciones de preservación específicas (por ejemplo, la solución de la Universidad de Wisconsin) para la preservación isquémica prolongada, puede ser costosa19. La solución salina puede ser una alternativa adecuada para períodos cortos de isquemia (<1 h)20. En última instancia, la elección de la solución de preservación depende del diseño experimental21.
2. Procedimiento del destinatario
- Inyecte ketamina (80-100 mg/kg) y xilazina (8-10 mg/kg) por vía intraperitoneal en el ratón receptor para la anestesia. Inyecte buprenorfina de liberación sostenida (0,5-1,0 mg/kg) por vía subcutánea para analgesia. Confirme el plano quirúrgico de la anestesia con pellizco para el dedo del pie y la cola.
- Prepare el área quirúrgica afeitando el cabello del área cervical con una maquinilla de afeitar eléctrica. Aplique ungüento oftálmico estéril y no medicado en los ojos para evitar el secado de la córnea.
- Coloque al animal en posición supina con las extremidades anteriores adyacentes al cuerpo y la cabeza girada ligeramente hacia la izquierda. Asegure las extremidades anteriores y posteriores con cinta quirúrgica. Desinfectar la piel con tres exfoliantes alternados de 0,75% de yodo y 70% de etanol.
- Haga una incisión cervical en la línea media desde la mandíbula inferior hasta el esternón.
- Transecto del músculo esternocleidomastoideo derecho. Extirpe el lóbulo derecho de la glándula submandibular para crear espacio para la implantación del injerto.
- Ate un nudo deslizante sobre la vena yugular externa proximal con una sutura de seda 6-0. Ligar la vena yugular externa distal y ramas adyacentes usando un 8-0 Sutura de seda. Haga una incisión transversal a través de la pared anterior de la vena yugular externa.
- Coloque una sutura de nylon 10-0 a través del borde de la vena yugular externa proximal y el tejido subyacente para asegurar la vena durante la inserción del manguito (Figura 1D).
- Ligar la arteria carótida común derecha distal usando un 8-0 Sutura de seda justo inferior a la bifurcación carotídea. Ate un nudo deslizante sobre la arteria carótida común proximal usando una sutura de seda 6-0. Transecto la arteria distalmente entre las suturas.
- Similar al manguito del donante, coloque un manguito angiocatéter de 24 G de 0,6 mm de largo sobre la arteria carótida común derecha del receptor. Con fórceps finos, doble suavemente los bordes de la arteria hacia atrás sobre el manguito. Asegure el recipiente plegado al manguito con un lazo de nylon 10-0.
- Coloque el corazón donante superior a la zona cervical derecha.
- Gotea solución salina fría sobre el injerto cardíaco cada pocos minutos durante la implantación.
- Coloque una sutura de nylon 10-0 a través del borde de la aorta del donante y a través de una mordida superficial del tejido subyacente para asegurar el injerto en su lugar (Figura 1E).
- Enjuague la aorta del donante con 0,5 ml de solución salina heparinizada al 0,9%.
- Inserte el manguito de la arteria carótida común del receptor en la aorta del donante. Asegurar la anastomosis con un 8-0 corbata de seda (Figura 1F). Retire la sutura del anclaje aórtico.
- Desairee la vena yugular externa enjuagando la vena yugular externa del receptor con 0,5 ml de solución salina heparinizada al 0,9%.
- Realizar anastomosis de la arteria pulmonar insertando el manguito de la arteria pulmonar del donante en la vena yugular externa del receptor y asegurar con un 8-0 corbata de seda (Figura 1G). Retire la sutura de anclaje de la vena yugular externa y transecte la pared posterior restante de la vena yugular externa para liberar el injerto del tejido subyacente. Asegúrese de que el injerto esté orientado correctamente sin torcer o torcer las anastomosis.
- Suelte los nudos deslizantes en la vena yugular externa del receptor seguido de la arteria carótida común para iniciar la reperfusión del injerto cardíaco (Figura 1H).
- Cierre la incisión de la piel cervical con una sutura de nylon 6-0 interrumpida.
3. Cuidados postoperatorios
- Coloque al receptor en una cámara de recuperación caliente inmediatamente después de la cirugía y monitoree de cerca hasta que esté completamente recuperado de la anestesia (aproximadamente 1 h).
- Continúe vigilando de cerca al animal (cada 6-8 h) durante al menos 72 h después de la cirugía para detectar signos de comportamiento anormal, como letargo, temblores, respiración rápida o anorexia.
- Para el control del dolor, inyectar carprofeno (5 mg/kg) por vía subcutánea cada 8-12 h para analgesia, además de buprenorfina subcutánea (0,05 mg/kg) cada 8-12 h durante 24-48 h a partir del final de la cirugía.
4. Imágenes intravitales de dos fotones del tráfico de leucocitos en el injerto cardíaco
- Inyectar ketamina (80-100 mg/kg) y xilazina (8-10 mg/kg) por vía intraperitoneal en un ratón receptor de B6 LysM-GFP17 2 h después de la reperfusión del injerto para anestesia.
- Realizar la intubación orotraqueal utilizando un angiocatéter de 20 G, como se describió anteriormente18.
- Conecte el angiocatéter al tubo de un ventilador mecánico de ratón y ventile con aire ambiente a una velocidad de 120 respiraciones/min y un volumen corriente de 0,5 ml18.
- Inyecte 12 μL de puntos cuánticos no dirigidos de 655 nm (ver Tabla de materiales), suspendidos en 50 μL de PBS por vía intravenosa, como se describió anteriormente13.
- Vuelva a abrir la incisión del cuello para exponer el injerto cardíaco. Coloque el ratón en una cámara de estabilización.
- Asegure una porción de la pared libre del ventrículo izquierdo usando un anillo delgado de adhesivo tisular (ver Tabla de materiales), aplicado a un cubreobjetos de vidrio unido a la placa de la cámara superior.
- Coloque la cámara bajo el microscopio de dos fotones con el objetivo de adquirir imágenes y videos, como se describió anteriormente13.
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Representative Results
Este modelo de trasplante cardíaco heterotópico cervical de ratón se ha utilizado para realizar más de 1.000 trasplantes en nuestro laboratorio, con una tasa de supervivencia de aproximadamente el 97%. La tasa de éxito es ligeramente superior a los informes anteriores utilizando otras técnicas de trasplante cardíaco heterotópico cervical en ratones10,11,20. Esto podría atribuirse potencialmente al manguito más grande de 20 G colocado en la arteria pulmonar del donante para garantizar un amplio retorno del flujo sanguíneo al receptor (Figura 1B, C). Además, la alineación del flujo sanguíneo con la colocación del manguito en la presente técnica minimiza el riesgo de trombosis y turbulencia anastomótica (Figura 1,2). Si bien la resonancia magnética (RM) o el ultrasonido podrían evaluar la turbulencia de la perfusión del injerto22,23, aún no hemos utilizado estas técnicas en los experimentos. La muerte intraoperatoria con esta técnica es rara para los microcirujanos experimentados. La mortalidad posoperatoria se debe con mayor frecuencia a complicaciones hemorrágicas. El tiempo medio de operación del receptor fue de 36,5 ± 3,5 min, con un tiempo promedio de isquemia fría de 20 min. Para los estudios de supervivencia, los injertos cardíacos se evaluaron diariamente mediante visualización directa y palpación digital de los latidos del corazón. Los ratones generalmente se sacrifican para la evaluación del injerto alrededor de 7-14 días después de la operación. La imagen intravital de dos fotones es un procedimiento terminal que generalmente se realiza temprano después del trasplante para evaluar el tráfico de leucocitos (Figura 3).
La mayoría de los trasplantes singénicos mantuvieron latidos cardíacos fuertes hasta el sacrificio, hasta 6 meses después del trasplante. En la inspección macroscópica, la mayoría de los injertos singénicos parecían normales y el examen histológico no reveló evidencia de rechazo. Todos los trasplantes alogénicos no inmunosuprimidos (BALB/c en B6) desarrollaron una disminución de los latidos cardíacos dentro de 1-2 semanas después del injerto. Los injertos alogénicos extirpados de tales ratones se dilataron enormemente, y el examen histológico mostró infiltración difusa de linfocitos y áreas de necrosis miocárdica.
Figura 1: Preparación del injerto cardíaco para trasplante . (A) Se extirpa el corazón del ratón donante. (B,C) El tronco de la arteria pulmonar está expuesto y tirado a través de un manguito de 20 G, doblado hacia atrás y asegurado con una sutura de nylon 10-0. (D) Se coloca una sutura de nylon 10-0 a través del borde de la vena yugular externa del receptor y se fija al tejido subyacente. (E) Se coloca una sutura de nylon 10-0 a través del borde de la aorta del donante y se asegura al tejido subyacente adyacente a la arteria carótida receptora. (F) El manguito de la arteria carótida común del receptor se inserta en la aorta del donante y se asegura con un 8-0 Sutura de seda. (G) El manguito de la arteria pulmonar del donante se inserta en la vena yugular externa del receptor y se asegura con un 8-0 Sutura de seda. (H) Se libera el nudo deslizante proximal en la vena yugular externa del receptor, seguido de la liberación del nudo deslizante de la arteria carótida común. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Vista intraoperatoria del injerto cardíaco. Se coloca un manguito de 1 mm 20 G sobre la arteria pulmonar del donante y se asegura con una corbata de nylon 10-0. Se coloca un manguito de 0,6 mm 24 G sobre la arteria carótida común derecha del receptor y se asegura con un lazo de nylon 10-0. Las suturas de anclaje (10-0 nylon) se colocan en la pared de la aorta del donante y la vena yugular externa derecha del receptor y se aseguran al tejido subyacente para evitar el movimiento durante la inserción del manguito. (AO = aorta, PA = arteria pulmonar, CCA = arteria carótida común, EJV = vena yugular externa). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Imágenes intravitales de dos fotones de la dinámica leucocitaria en el injerto cardíaco. Las imágenes intravitales de dos fotones de corazón latiendo trasplantado de ratón B6 a receptor B6 LysM-GFP demuestran el tráfico de neutrófilos receptores en los tejidos del injerto cardíaco entre 2-3 h después de la operación. (Verde = neutrófilos, rojo = vasos etiquetados con puntos cuánticos). Barra de escala = 20 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Complicación | Posibles causas | Soluciones |
| Muerte del receptor | Hipotermia | Almohadilla térmica |
| Deshidratación | 0.9% de P.I. salina postoperatoria | |
| Mala perfusión del injerto | Torsión de la arteria carótida | Re-anastomosis, o |
| Trombos o émbolos de aire | Anastomosis arterial abierta y rubor con solución salina heparinizada | |
| Obstrucción venosa | Trombos o émbolos de aire | Re-anastomosis, o |
| Anastomosis venosa abierta y enjuague con solución salina heparinizada | ||
| Sangrado postoperatorio | Sangrado de ramas de la vena yugular | Ligar ramas de la vena yugular |
| Compresión del hisopo de algodón | ||
| Puños sueltos | Apriete los puños | |
| Latidos cardíacos débiles | Injerto cardíaco frío | Goteo de solución salina tibia en la superficie del corazón |
| Torsión del injerto | Posición incorrecta del injerto | Asegúrese de que el injerto esté correctamente orientado antes del cierre de la piel |
| Actividad errática (por ejemplo, correr en círculos) | Isquemia cerebral | Ligar la arteria carótida común inferior a la bifurcación carotídea |
Tabla 1: Solución de problemas de complicaciones. Complicaciones comúnmente encontradas con soluciones.
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Discussion
Utilizando esta técnica, el trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón puede ser realizado en menos de 40 minutos por un microcirujano experimentado y en aproximadamente 60 minutos por un microcirujano de nivel básico. Mientras que el trasplante de corazón cervical ha sido estudiado en numerosos modelos animales, un modelo de ratón sigue siendo el estándar de oro debido a múltiples cepas genéticas bien definidas, capacidades de alteración genética y la disponibilidad de numerosos reactivos, incluyendo anticuerpos monoclonales24. La técnica descrita aquí ofrece una oportunidad única para el monitoreo post-trasplante, como la electrocardiografía o la imagen intravital, incluyendo microscopía de dos fotones (Figura 3) o imágenes PET no invasivas seriadas13,14,15,25. Este método proporciona una ubicación superficial para el injerto cardíaco que es más fácil de estabilizar para la imagen intravital, evitando así la complejidad inherente al método de trasplante abdominal debido a la ubicación más profunda del injerto y los órganos abdominales circundantes. Además, esta técnica es especialmente útil en el contexto del retrasplante. Los modelos de retrasplante representan herramientas poderosas para identificar células residentes en injertos cardíacos trasplantados que median respuestas aloinmunes. Si bien hemos utilizado previamente esta técnica en un modelo de retrasplante cardíaco de ratón para evaluar los resultados a corto plazo, este enfoque puede ampliarse en experimentos futuros para explorar los resultados a largo plazo16. Con este fin, las investigaciones actuales hasta ahora han utilizado un corto período de isquemia fría (aproximadamente 20 min). Los estudios futuros podrían investigar el efecto de la isquemia prolongada por frío o calor sobre los resultados a corto y largo plazo para imitar más de cerca el trasplante clínico.
Varios pasos críticos de esta técnica deben ser considerados. Los métodos anteriores implican la inserción del manguito en la vena yugular externa más pequeña en el gran lumen de la arteria pulmonar donante 6,8. La colocación del manguito más grande en la arteria pulmonar donante para establecer la orientación adecuada con el flujo sanguíneo hace que sea un poco más difícil insertar el manguito en la vena yugular externa más pequeña. Fijar el borde de la vena al tejido subyacente y solo incidir parcialmente la pared anterior de la vena facilita la inserción del manguito. Además, la colocación del manguito en la arteria carótida común del receptor puede ser bastante difícil debido al pequeño calibre del vaso. Como tal, técnicas previas han reportado la utilización de manguitos más pequeños (por ejemplo, 26 G) para esta anastomosis12. Sin embargo, el enfoque actual utiliza un manguito de 24 G más grande para garantizar una perfusión adecuada del injerto, lo que creemos que puede ofrecer algunos beneficios de supervivencia. La selección de ratones receptores más grandes puede ayudar a los microcirujanos novatos. Las suturas de anclaje se retiran después de la reperfusión, y el injerto no se fija en una orientación adecuada como otros han descrito3. Por lo tanto, es importante verificar que el injerto esté correctamente posicionado y orientado antes del cierre de la piel cervical para evitar torsiones o torsión (Tabla 1). La escisión de la glándula submandibular derecha se realiza para proporcionar un espacio adecuado para el injerto cardíaco, evitando así la compresión del injerto después del cierre de la piel.
El modelo descrito aquí ofrece varias ventajas. Al colocar los manguitos en el tronco de la arteria pulmonar del donante y la arteria carótida común del receptor, la orientación del manguito se alinea con la dirección del flujo sanguíneo. Esto disminuye la probabilidad de flujo turbulento y formación de trombos. En segundo lugar, se utiliza un manguito de arteria pulmonar más grande de 20 G para garantizar un amplio retorno del flujo sanguíneo al receptor. En tercer lugar, se coloca un manguito más grande de 24 G en la arteria carótida común para garantizar una perfusión adecuada del injerto. Por último, se utilizan suturas de anclaje de nylon 10-0 para fijar el injerto a los tejidos subyacentes y facilitar la inserción del manguito. Estas modificaciones ayudan a superar los desafíos técnicos del procedimiento, prevenir la turbulencia anastomótica y reducir las complicaciones postoperatorias como la formación de trombos.
Una limitación importante de todos los modelos de trasplante de corazón de ratón es que el flujo sanguíneo fisiológico no se restablece a través de las cámaras del corazón. En cambio, estos modelos se basan en la circulación a través de los vasos coronarios. Las consecuencias de este patrón de flujo retrógrado sobre la lesión celular del injerto y las respuestas inmunes no se han delineado claramente; Sin embargo, es posible que las fuerzas de cizallamiento mecánico resultantes de esta circulación no fisiológica influyan en las respuestas inmunes. Un modelo quirúrgico de trasplante de corazón en ratones que restaura el flujo sanguíneo fisiológico aún no se ha desarrollado y requeriría avances técnicos sustanciales. Se observa que una pequeña proporción de ratones (<3%) experimentan un comportamiento errático transitorio (por ejemplo, correr en círculos) después del procedimiento. Este comportamiento dura aproximadamente 1-2 h antes de la resolución. Dado que este comportamiento no se observa después de otros procedimientos que utilizan el mismo régimen anestésico, puede estar relacionado con isquemia cerebral transitoria debido a alteraciones del flujo sanguíneo después del trasplante cardíaco cervical. La recuperación completa ha ocurrido en todos los ratones sin ningún déficit crónico observado.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
DK cuenta con el apoyo de las subvenciones de los Institutos Nacionales de Salud 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, la subvención de revisión de mérito de la Administración de Veteranos 1I01BX002730 y la Fundación para el Hospital Barnes-Judy.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 7718729 | |
| 0.75% Providone iosine scrub | Priority Care Inc | NDC 57319-327-0 | |
| 10-0 nylon suture | Surgical Specialties Corporation | AK-0106 | |
| 655-nm nontargeted Q-dots | Invitrogen | Q21021MP | |
| 70% Ethanol | Pharmco Products Inc | 111000140 | |
| 8-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 1005597 | |
| Adson forceps | Fine Science Tools Inc | 91127-12 | |
| BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks) | Jackson Laboratories | ||
| Bipolar coagulator | Valleylab Inc | SurgII-20, E6008/E6008B | |
| Carprofen (Rimadyl) injection | Transpharm | 35844 | |
| Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet | Transpharm | 38995/37919 | |
| Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software | A&B Software | ||
| Dumont no. 5 forceps | Fine Science Tools Inc | 11251-20 | |
| Fine vannas style spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15000-03 | |
| GraphPad Prism 5.0 | Sun Microsystems Inc. | ||
| Halsey needle holder | Fine Science Tools Inc | 91201-13 | |
| Halsted-Mosquito clamp curved tip | Fine Science Tools Inc | 91309-12 | |
| Harvard Apparatus mouse ventilator model 687 | Harvard Apparatus | MA1 55-0001 | |
| Heparin solution (100 U/mL) | Abraxis Pharmaceutical Products | 504031 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| Ketamine (50 mg/kg) | Wyeth | 206205-01 | |
| Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification | Leica Microsystems | ||
| Moria extra fine spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15396-00 | |
| Ohio isoflurane vaporizer | Parkland Scientific | V3000i | |
| Qdots | ThermoFisher | 1604036 | |
| S&T SuperGrip Forceps angled tip | Fine Science Tools Inc | 00649-11 | |
| S&T SuperGrip Forceps straight tip | Fine Science Tools Inc | 00632-11 | |
| Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride | Hospira Inc | NDC 0409-4888-20 | |
| Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators) | Puritan Medical Company LLC | 823-WC | |
| Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | SR-OX2032CA | |
| Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | R-OX2419CA | |
| ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity) | Thermocare Inc | ||
| VetBond | Santa Cruz Biotechnology SC361931 | NC0846393 | |
| Xylazine (10 mg/kg) | Lloyd Laboratories | 139-236 |
References
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