Summary
Præsenteret her er en kirurgisk procedure for permanent ligering af venstre koronararterie hos mus. Denne model kan bruges til at undersøge patofysiologien og tilhørende inflammatorisk respons efter myokardieinfarkt.
Abstract
Iskæmisk hjertesygdom og efterfølgende myokardieinfarkt (MI) er en af de førende årsager til dødelighed i USA og rundt om i verden. For at udforske de patofysiologiske ændringer efter myokardieinfarkt og designe fremtidige behandlinger kræves forskningsmodeller af MI. Permanent ligering af venstre koronararterie (LCA) hos mus er en populær model til at undersøge hjertefunktion og ventrikulær remodellering efter MI. Her beskriver vi en mindre invasiv, pålidelig og reproducerbar kirurgisk murin MI-model ved permanent ligering af LCA. Vores kirurgiske model består af en let reversibel generel anæstesi, endotracheal intubation, der ikke kræver en trakeotomi, og en thoracotomi. Elektrokardiografi og troponinmåling bør udføres for at sikre MI. Ekkokardiografi på dag 28 efter MI vil skelne hjertefunktion og hjertesvigt parametre. Graden af hjertefibrose kan evalueres ved Massons trikromfarvning og hjerte-MR. Denne MI-model er nyttig til at studere de patofysiologiske og immunologiske ændringer efter MI.
Introduction
Hjerte-kar-sygdomme er et stort folkesundhedsproblem, der kræver 17,9 millioner liv hvert år, hvilket tegner sig for 31 procent af den globale dødelighed1. Den mest udbredte type kardiovaskulær anomali er koronar hjertesygdom, og myokardieinfarkt (MI) er en af de største manifestationer af koronar hjertesygdom2. MI er normalt forårsaget af trombotisk okklusion af en koronararterie på grund af brud på en sårbar plak3. Den resulterende iskæmi forårsager dybe ioniske og metaboliske ændringer i det berørte myokardium såvel som et hurtigt fald i systolisk funktion. MI resulterer i død af kardiomyocytter, hvilket yderligere kan føre til ventrikulær dysfunktion og hjertesvigt4.
Forskning i MI hos patienter er begrænset på grund af knaphed på væv fra patienter med MI5. Som sådan er murine modeller af MI nyttige til både at studere sygdomsmekanismer samt udvikle potentielle terapeutiske mål. De aktuelt tilgængelige murine modeller af MI omfatter irreversible iskæmimodeller (LCA og ablationsmetoder) og reperfusionsmodeller (iskæmi/reperfusion, I/R)6. Permanent ligering af venstre koronararterie (LCA) hos mus er den mest anvendte metode, og den efterligner patofysiologien og immunologien af MI hos patienter 7,8,9. Permanent MI kan også induceres ved ablationsmetoder, som involverer elektrisk skade eller kryoskade. Ablationsmetoder er i stand til at generere infarkt af ensartet størrelse på det nøjagtige sted10. På den anden side kan ardannelse, infarktmorfologi og molekylære signalmekanismer variere mellem ablationsmetoderne10,11. Murine I / R-metoden er en anden vigtig MI-model, da den repræsenterer det kliniske scenario for reperfusionsterapi12. I/R-modellen er forbundet med udfordringer såsom en variabel infarktstørrelse, vanskeligheder med at skelne respons på indledende skade og reperfusion6.
Selvom LCA ligeringsmetoder er meget udbredt, er de forbundet med lave overlevelsesrater og postoperativ smerte13. Denne protokol demonstrerer den murinkirurgiske MI-model af LCA-ligation, der involverer forberedelse og intubation af mus, LCA-ligation, postoperativ pleje og validering af MI. I stedet for at bruge en invasiv trakeotomi14 anvender denne metode endotracheal intubation. Dyret intuberes ved at belyse oropharynx ved hjælp af et laryngoskop, hvilket gør proceduren lettere, sikrere og mindre traumatisk15. Musen holdes på respiratorstøtte og under isofluranbedøvelse under hele proceduren. Endvidere udføres ekkokardiografi og Massons trikromfarvning for at evaluere henholdsvis hjertefunktion og hjertefibrose efter MI. Samlet set giver denne metode en pålidelig og reproducerbar kirurgisk murinmodel af MI, der kan bruges til at studere patofysiologi og betændelse efter MI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne undersøgelsesprotokol blev gennemgået og godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ved University of Pittsburgh. Otte (sham n = 4 og MI n = 4) 1-årige C57BL/6J hunmus, der vejer 24-30 g, blev brugt til disse forsøg. Ca. 100% og mindst 80% af musene overlevede i henholdsvis de første 24 timer og 28 dage.
1. Forberedelse og endotracheal intubation af musene
- Forvarm en perlesterilisator (se materialetabel) til 250 °C og læg autoklaverede kirurgiske instrumenter i den i et par minutter.
- Bedøv musen i et induktionskammer med 3% isofluran og 1 L/min oxygen i 5 min.
- Sørg for dybden af anæstesi i musen ved at kontrollere svaret på en fast tåklemme.
- Vej musen for at estimere doseringen af det præoperative smertestillende lægemiddel, buprenorphin (0,1 mg / kg). Injicer lægemidlet intraperitonialt.
- Trim pelsen på venstre side af brystkassen ved hjælp af en elektrisk barbermaskine.
- Desinficer det kirurgiske sted med povidon-jod og 70% ethanol derefter tre gange.
- Placer musen i liggende stilling på et skråt bræt. Fastgør musens hoved og lemmer ved hjælp af et elastikbånd, der er fastgjort til henholdsvis de øvre snit og klæbebånd. Påfør sterilt oftalmisk smøremiddel på øjnene for at forhindre tørhed under anæstesi.
- Åbn kæben og træk forsigtigt tungen ud af mundhulen.
- Identificer åbningen af strubehovedet ved at belyse oropharynx ved hjælp af et laryngoskop (se materialetabel).
- Afskær ca. 0,5 cm fra en 24 G kateternål og stik den stumpe kanyle ind i plastskærmen. Før den stumpe nål med plastskærmen ind i luftrøret. Tag nålen ud og lad plastskærmen komme ind i luftrøret.
- Indstil ventilatoren (se materialetabel) til en respirationsfrekvens på 137 slag pr. min (optimeret til de mus, der blev brugt i denne undersøgelse) og tidevandsvolumen 0,18 cc. Tilslut åndedrætsrørene til kateterskjoldet, og bekræft korrekt intubation ved at kigge efter en synkroniseret brystbevægelse med ventilatoren.
- Afbryd åndedrætsrøret fra kateterskjoldet og placer dyret i liggende stilling på et forvarmet temperaturstyret kirurgisk bord. Tilslut musen til ventilatoren igen.
2. Permanent ligering af venstre koronararterie
- Desinficere det kirurgiske sted med povidon-jod og 70% alkohol. Påfør et sterilt drapering med et kvartstort hul i midten for at sikre det kirurgiske sted. Løft forsigtigt huden ved hjælp af et par tang og lav et lille (1,5-2 cm) kutant tværgående snit langs linjen mellem venstre pectoralis major og minor muskler ved hjælp af en kirurgisk saks.
BEMÆRK: Saks blev brugt til at lave snittet, da det giver den nødvendige kontrol over klippets dybde og retning. - Adskil de underliggende pectoralis muskler med tang og dissekere saks. Musklerne blev adskilt ved hjælp af retraktorer fastgjort til elastikbånd.
- Lav et snit i det tredje interkostale rum med et par mikrosaks, der følger brystkassens naturlige vinkel. I denne fase skal der udvises ekstrem forsigtighed for at forhindre skade på hjerte og lunger.
- Stræk forsigtigt ribbenene fra hinanden ved hjælp af retraktorer for at udsætte venstre ventrikel. Flyt perikardiefedtet til side og find LCA, der løber fra kanten af venstre atrium mod hjertets spids.
- Bestå en 8-0 nylonsutur under LCA ved hjælp af en nåleholder. Ligate LCA med en dobbelt knude efterfulgt af en anden knude (en modificeret kirurgs knude).
BEMÆRK: Blanchering af nederste venstre ventrikel bekræfter en vellykket LCA-ligation. Ud over dette anbefales troponinmåling, EKG-overvågning (ST-stigning), ekko / in vivo hjerte-gated MR eller mikro-CT-billeder også for at bekræfte de sammenlignelige MI-læsioner. - Fjern retraktorerne og indsæt en 22 G kateternål i brysthulen. Fjern nålen, og lad spidsen af plastskærmen være i brysthulen. Luk brystkassen ved hjælp af en 4-0 nylonsutur.
- Tilslut en sprøjte til 22 G plastskærmen, og fjern langsomt overskydende luft, der er fanget i brysthulen, ved forsigtigt at trykke på brystet for at etablere et negativt lufttryk. Fjern plastikskærmen.
- Luk huden med en 4-0 nylonsutur.
- Sluk for isofluranforsyningen. På dette stadium er musen på ventilatoren, der leverer ilt.
3. Postoperativ pleje
- Sluk for respiratoren, når spontan vejrtrækning starter.
BEMÆRK: Proceduren tager ca. 30-35 minutter pr. dyr fra klargøring af musene op til dette trin. - Hold musen under en varmelampe og overvåg den, indtil den er vågen. Dyret bør ikke efterlades uden opsyn, før det har genvundet tilstrækkelig bevidsthed til at opretholde brystliggende.
- Efter operationen skal du placere dyret i et separat bur og returnere det til det oprindelige bur med andre dyr først, når det er fuldt ud genoprettet.
- Overvåg musen dagligt for tegn på smerte eller ubehag.
- Fortsæt intraperitoneal injektion af buprenorphin (0,1 mg/kg) hver 6.-8. time i yderligere 2 dage efter operationen.
4. Ekkokardiografisk evaluering
BEMÆRK: Ekkokardiografi blev udført for at evaluere parametrene for hjertesvigt på dag 28 efter MI.
- Efter 28 dage efter operationen bedøves musene med 3% isofluran og 1 l/min ilt, påføres sterilt oftalmisk smøremiddel på øjnene, og brysthår fjernes ved hjælp af hårfjerningscreme. Desinficer brystområdet med povidon-jod og 70% ethanol tre gange.
- Fastgør de bedøvede mus oven på billeddannelsesplatformen (se materialetabel) i liggende stilling og oprethold et stabilt anæstesiniveau under hele proceduren ved hjælp af en næsekegle forbundet til bedøvelsessystemet (1% -2% isofluran og 1 l / min ilt).
- Tape de fire poter til EKG-elektroderne med elektrodegel (se materialetabel). Overvåg dyrets temperatur ved at indsætte en rektal sonde (se materialetabel).
- Påfør scanningsgelen (se materialetabel) på brystet, placer transduceren lodret, sænk den til brystlinjen (parallelt med brystkassen), og drej 35° mod uret for at opnå den parasternale langakse af venstre ventrikel.
- Tryk på billedbehandlingsknappen B-tilstand på billedbehandlingssoftwaren (se materialetabellen) for at få et komplet billede af hjertet med lang akse. Juster portstørrelsen og lysstyrken, og gem billederne ved hjælp af Gem klip eller Gem ramme til senere målinger16.
- Skift til M-tilstand (bevægelsestilstand) og placer M-tilstandsaksen på papillærmuskulaturens niveau. Juster portstørrelsen, og tryk på Start-knappen M-mode. Gem billederne ved hjælp af Gem klip eller Gem ramme16,17.
- Da billedoptagelsesprocessen i 4D-tilstand er automatiseret, skal du kontrollere, at EKG- og respirationssignalerne er aktive (figur 1), før du henter dataene.
- Begynd at hente dataene i B-tilstand. Åbn 4D-scanningspanelet, og start 3D-motoren. Indstil billedparametrene i 4D-scanningspanelet, og tryk på knappen Scan for at starte scanningen. Når du har gennemgået billederne i 2D-visningen, skal du indlæse billederne i 4D-tilstand ved hjælp af knappen Indlæs i 4D.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 1 viser de repræsentative aktive EKG- og respirationssignaler under den ekkokardiografiske evaluering af sham (figur 1A) og MI (figur 1B) mus. Verifikation af aktive EKG- og respirationssignaler er vigtige, før de ekkokardiografiske data erhverves. Figur 2 viser ekkokardiografisk måling af hjertefunktionsparametre efter 28 dage efter LCA-ligation. Figur 2 viser M-mode billeder af para sternal kort akse visning af humbug (figur 2A) og MI (figur 2B) hjerter. Figur 2B viser defekt hjertevægsbevægelse efter LCA-ligering. Indikatorer for hjertesvigt, såsom øget LV-masse (figur 2C), nedsat uddrivningsfraktion (figur 2D) og nedsat hjerteudgang (figur 2E), blev observeret i MI-gruppen sammenlignet med skingruppen.
Alle dyrene blev aflivet i henhold til standardprotokoller ved hjælp af en overdreven dosis CO2 -gas. Hjerterne blev fikseret og frosset i optimal skæretemperatur (OCT) forbindelse. Massons trikromfarvning18 blev udført for tre forskellige ventrikelsektioner (nederste, midterste og øvre), og billeder blev taget ved hjælp af en forskningsdiasscanner under 10x forstørrelse for at undersøge graden af hjertefibrose. Figur 3 viser øget kollagenfarvning (blå) i det infarkterede hjerte, hvilket indikerer forstærket fibrose.
Figur 1: Aktivt EKG og respirationssignaler under den ekkokardiografiske evaluering. Repræsentative aktive EKG- og respirationssignaler under den ekkokardiografiske evaluering af (A) sham og (B) MI-mus. Grøn = EKG-signaler, gul = respirationssignaler. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Ekkokardiografisk evaluering af hjertefunktionelle parametre efter LCA-ligering på dag 28 efter operationen. Repræsentative PSAX-ekkokardiografiske billeder med paraternal kortakse (M-mode) af (A) humbug- og (B) MI-mus. Vurdering af (C) venstre ventrikelmasse (mg), (D) uddrivningsfraktion (%) og (E) hjerteudgang (ml/min) hos sham og mus med MI. LVAW;d = venstre ventrikels forreste vægtykkelse i diastol; LVAW;s = venstre ventrikulær forreste vægtykkelse i systole; LVPW;d = venstre ventrikels bageste vægtykkelse i diastol; LVPW;s = venstre ventrikulær bageste vægtykkelse i systole; LVID;d = venstre ventrikels indre diameter i diastol; LVID;s = venstre ventrikels indre diameter i systole. Data vises som gennemsnit ± SD. * P < 0,05, ** P < 0,01, **** P < 0,0001. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Vurdering af fibrose efter LCA-ligering på dag 28 efter operationen. Repræsentative billeder, der viser Massons trikrome farvning af (A) humbug og (B) MI-hjerter 28 dage efter operationen. De fibrotiske områder i det infarktte hjerte er kendetegnet ved kollagenaflejring og farvet blå efter Massons trikrome farvning. Skalabjælke = 500 μm. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Murinmodellen af MI vinder popularitet i kardiovaskulære forskningslaboratorier, og denne undersøgelse beskriver en reproducerbar og klinisk relevant MI-model. Denne protokol forbedrer LCA-ligeringsprocessen på flere måder. Til at begynde med undgås brugen af injicerbare præoperative anæstetika, såsom xylazin / ketamin eller natriumpentobarbital14,15. Kun isofluranbedøvelse blev anvendt, hvilket hjælper med at forbedre dyreoverlevelsesraten (>80% overlevelse 28 dage efter operationen), minimere lægemiddelinducerede komplikationer og har minimale hjertevirkninger sammenlignet med andre midler19. Imidlertid sænker isofluran også hjertet, omend i lavere grad sammenlignet med andre bedøvelsesmidler20. Denne protokol involverer mindre invasiv endotracheal intubation og undgår trakeostomi21, hvilket reducerer postoperativ smerte og ubehag. Tidligere murine LCA-ligeringsundersøgelser har anbefalet at lave et snit i midten af halsen for at forbedre visualiseringen af endotracheal intubation; Den nuværende protokol bruger dog et laryngoskop i stedet for at belyse orofarynx15. Lugrin et al. demonstrerede for nylig en murin LCA MI-model uden thoracentese14; Den nuværende protokol indeholder imidlertid en effektiv thoracentese, som vil hjælpe med at fjerne overskydende blod og luft fra brysthulen og forhindre pneumothorax19. Derudover bruger denne metode sterilt gaze til blødningsstyring i stedet for en cauterizer, da anvendelse af en cauterizer til at reducere blødning kan resultere i iatrogene forbrændinger og kan ændre inflammatoriske aflæsninger21.
Et af de kritiske trin i denne kirurgiske model er identifikation og ligering af LCA. Placeringen af koronararterien kan variere afhængigt af musestammer og genotyper9. I de fleste tilfælde er arterien ikke synlig under et mikroskop. Fra erfaring resulterer ligering af myokardievævet 2-4 mm under kanten af venstre atrium i effektiv blanchering af venstre ventrikelvæg. Desuden kan proceduren simpelthen ændres for at inducere midlertidig myokardieiskæmi efterfulgt af reperfusion (I / R) ved at fjerne ligeringen22. Denne dyremodel efterligner genoprettelsen af koronar blodgennemstrømning hos MI-patienter efter perkutan koronar intervention23,24. Da den permanente LCA-okklusionsmodel adskiller sig fra I / R-modellen i flere aspekter, såsom størrelsen af det infarkterede område, placeringen af infarkten og infiltration af inflammatoriske celler, skal forskere være forsigtige, når de vælger den relevante model afhængigt af undersøgelsen 7,14,25.
Der er flere tilgange til at sikre vellykket ligering af LCA og efterfølgende udvikling af MI. Observation af øjeblikkelig blanchering af den nederste venstre ventrikel er den tidligste bekræftelse af vellykket LCA-ligation. Bortset fra dette kan omfanget og placeringen af myokardieinfarkt visualiseres ved at farve hele hjertet med Evans blå eller 2,3,5-triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)26. Måling af cirkulerende hjerte-troponin kan yderligere validere myokardievævsskaden21. Elektrokardiografi kan anvendes som en ikke-invasiv metode til bekræftelse af forhøjelse af ST-segmentet efter MI17. Graden af hjertefibrose forbundet med MI kan evalueres ved Massons trikromfarvning og hjerte-MR27,28,29. Ekkokardiografi kan bruges til at evaluere parametrene for hjertesvigt på dag 1 og 28 efter MI. For at undersøge hjertemodellering efter MI kan Massons trichomefarvning og ekkokardiografi bruges17. Det er også muligt at bruge qPCR og immunoblot til yderligere at undersøge og bekræfte ekspressionen af gener og proteiner, der er impliceret i fibrose, inflammation og hjertesvigt efter MI14.
Den største begrænsning af LCA-ligering er den høje forekomst af dødelighed, hvilket kan skyldes postoperative hjertearytmier, ventrikelruptur, blødning, pneumothorax og postoperativt ubehag19,30. Imidlertid kan en vellykket thoracentese, minimering af vævsskader uden for målet og korrekt postoperativ smerte og temperaturstyring bidrage til at reducere dyrets død. Som med enhver anden kirurgisk model er nøjagtig reproducerbarhed en anden begrænsning af denne kirurgiske model. Forskere kan dog reproducere MI, kontrollere infarktstørrelse og forbedre overlevelsen efter operationen ved streng praksis og erfaring.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter at afsløre.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af National Institute of Health-tilskud (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 og R01DK129339), AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) og ALA Innovation Project Award (IA-629694) (til PD).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 22 G catheter needle | Exel INT | 26741 | Thoracentesis |
| 24 G catheter needle | Exel INT | 26746 | Endotracheal intubation |
| 4-0 nylon suture | Covetrus | 29263 | Suturing of muscles and skin |
| 8-0 nylon suture | S&T | 3192 | Ligation of LAD |
| Anesthetic Vaporizers | Vet equip | VE-6047 | Anesthetic support |
| Animal physiology monitor | Fujifilm | VEVO 3100 | Monitor heart rate,respiration rate and body temperature |
| Betadine solution | PBS animal health | 11205 | Antispetic |
| Buprenorphine | Covetrus | 55175 | Analgesic |
| Disecting microscope | OMANO | OM2300S-V7 | Binocular |
| Electric razor | Wahl | 79300-1001M | Shaving |
| Electrode gel | Parker Laboratories | W60698L | Electrically conductive gel |
| Ethanol | Decon Laboratories | 22-032-601 | Disinfectant |
| Forceps | FST | 11065-07 | Stainless Steel |
| Gauze | Curity | CAR-6339-PK | Sterile |
| Heat lamp | Satco | S4998 | Post surgery care |
| Heating pad | Kent scientific | Surgi-M | Temperature control |
| Hot Bead sterilizer | Germinator 500 | 11503 | Sterilization of surgical instrument |
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | Anesthesia |
| Masson’s trichrome staining kit | Thermoscientific | 87019 | Measurement of cardiac Fibrosis |
| Micro Needle Holder | FST | 12500-12 | Stainless Steel |
| Micro scissors | FST | 15000-02 | Stainless Steel |
| Ophthalmic ointment | Dechra | Puralube Vet | Sterile occular lubricant |
| Scanning Gel | Parker Laboratories | Aquasonic 100 | Aqueous ultrasound transmission gel |
| Scissors | FST | 14060-11 | Stainless Steel |
| Small Animal Laryngoscope | Penn-Century | Model LS-2-M | Illuminating the oropharynx |
| Small animal ventilator | Harvard apparatus | 557058 | Ventilator support |
| Surgical light | Cole parmer | 41723 | Illuminator Width (in): 7 |
| Vevo 3100 preclinical imaging platform | Fujifilm | VEVO 3100 | Echocardiography |
| VevoLAB software | Fujifilm | VevoLAB 3.2.6 | Echocardiography data analysis |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254 (2021).
- Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
- Frangogiannis, N. G.
- Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
- Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131 (2021).
- Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
- Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
- Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591 (2019).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100 (2010).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).
- Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
- Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
- Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814 (2016).
- Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
- Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286 (2017).
- Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
- Leuschner, F., et al.
- Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
- Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042 (2021).
