Summary
Hier wird ein chirurgisches Verfahren zur permanenten Ligatur der linken Koronararterie bei Mäusen vorgestellt. Mit diesem Modell kann die Pathophysiologie und die damit verbundene Entzündungsreaktion nach Myokardinfarkt untersucht werden.
Abstract
Ischämische Herzkrankheit und anschließender Myokardinfarkt (MI) ist eine der häufigsten Todesursachen in den Vereinigten Staaten und auf der ganzen Welt. Um die pathophysiologischen Veränderungen nach einem Myokardinfarkt zu erforschen und zukünftige Behandlungen zu entwickeln, sind Forschungsmodelle von MI erforderlich. Die permanente Ligatur der linken Koronararterie (LCA) bei Mäusen ist ein beliebtes Modell zur Untersuchung der Herzfunktion und des ventrikulären Umbaus nach MI. Hier beschreiben wir ein weniger invasives, zuverlässiges und reproduzierbares chirurgisches Maus-MI-Modell durch permanente Ligatur der LCA. Unser chirurgisches Modell besteht aus einer leicht reversiblen Vollnarkose, einer endotrachealen Intubation, die keine Tracheotomie erfordert, und einer Thorakotomie. Elektrokardiographie und Troponinmessung sollten durchgeführt werden, um MI sicherzustellen. Echokardiographie am Tag 28 nach MI erkennt Herzfunktion und Herzinsuffizienzparameter. Der Grad der Herzfibrose kann durch Massons Trichromfärbung und Herz-MRT beurteilt werden. Dieses MI-Modell ist nützlich für die Untersuchung der pathophysiologischen und immunologischen Veränderungen nach MI.
Introduction
Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind ein großes Problem für die öffentliche Gesundheit, das jedes Jahr 17,9 Millionen Menschenleben fordert, was 31 Prozent der weltweiten Sterblichkeit ausmacht1. Die häufigste Form der kardiovaskulären Anomalie ist die koronare Herzkrankheit, und der Myokardinfarkt (MI) ist eine der Hauptmanifestationen der koronaren Herzkrankheit2. MI wird in der Regel durch einen thrombotischen Verschluss einer Koronararterie aufgrund des Bruchs einer anfälligen Plaqueverursacht 3. Die daraus resultierende Ischämie verursacht tiefgreifende ionische und metabolische Veränderungen im betroffenen Myokard sowie eine rasche Abnahme der systolischen Funktion. MI führt zum Absterben von Kardiomyozyten, was zu ventrikulärer Dysfunktion und Herzinsuffizienz führen kann4.
Die Erforschung von MI bei Patienten ist aufgrund der Knappheit von Geweben, die von Patienten mit MI5 gewonnen werden, begrenzt. Daher sind murine Modelle von MI sowohl für die Untersuchung von Krankheitsmechanismen als auch für die Entwicklung potenzieller therapeutischer Ziele nützlich. Zu den derzeit verfügbaren Mausmodellen für MI gehören irreversible Ischämiemodelle (LCA und Ablationsmethoden) und Reperfusionsmodelle (Ischämie/Reperfusion, I/R)6. Die permanente Ligatur der linken Koronararterie (LCA) bei Mäusen ist die am häufigsten verwendete Methode und imitiert die Pathophysiologie und Immunologie von MI bei Patienten 7,8,9. Permanenter MI kann auch durch Ablationsmethoden induziert werden, die elektrische Schäden oder Kryoverletzungen beinhalten. Ablationsverfahren sind in der Lage, einen Infarkt einheitlicher Größe an der genauen Stelle10 zu erzeugen. Andererseits können Narbenbildung, Infarktmorphologie und molekulare Signalmechanismen zwischen den Ablationsmethoden variieren10,11. Die murine I/R-Methode ist ein weiteres wichtiges MI-Modell, da sie das klinische Szenario der Reperfusionstherapiedarstellt 12. Das I/R-Modell ist mit Herausforderungen wie einer variablen Infarktgröße, Schwierigkeiten bei der Unterscheidung von Reaktionen auf die Erstverletzung und Reperfusion6 verbunden.
Obwohl LCA-Ligaturmethoden weit verbreitet sind, sind sie mit niedrigen Überlebensraten und postoperativen Schmerzen verbunden13. Dieses Protokoll demonstriert das murine chirurgische MI-Modell der LCA-Ligatur, das die Vorbereitung und Intubation von Mäusen, die LCA-Ligatur, die postoperative Versorgung und die Validierung von MI umfasst. Anstatt eine invasive Tracheotomie14 zu verwenden, verwendet diese Methode eine endotracheale Intubation. Das Tier wird intubiert, indem der Oropharynx mit einem Laryngoskop beleuchtet wird, was den Eingriff einfacher, sicherer und weniger traumatisch macht15. Die Maus wird während des gesamten Eingriffs beatmet und unter Isofluran-Anästhesie gehalten. Darüber hinaus werden die Echokardiographie und die Masson-Trichrom-Färbung durchgeführt, um die Herzfunktion bzw. die Herzfibrose nach MI zu bewerten. Insgesamt bietet diese Methode ein zuverlässiges und reproduzierbares chirurgisches Mausmodell von MI, das zur Untersuchung der Pathophysiologie und Entzündung nach MI verwendet werden kann.
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Protocol
Das vorliegende Studienprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Pittsburgh geprüft und genehmigt. Für diese Experimente wurden acht (schein n = 4 und MI n = 4) 1-jährige weibliche C57BL/6J-Mäuse mit einem Gewicht von 24-30 g verwendet. Ungefähr 100% und mindestens 80% der Mäuse überlebten in den ersten 24 Stunden bzw. 28 Tagen.
1. Vorbereitung und endotracheale Intubation der Mäuse
- Einen Perlensterilisator (siehe Materialtabelle) auf 250 °C vorheizen und autoklavierte chirurgische Instrumente für einige Minuten hineinlegen.
- Betäuben Sie die Maus in einer Induktionskammer mit 3% Isofluran und 1 l/min Sauerstoff für 5 min.
- Stellen Sie die Anästhesietiefe in der Maus sicher, indem Sie die Reaktion auf ein festes Zeheneinklemmen überprüfen.
- Wiegen Sie die Maus, um die Dosierung des präoperativen Analgetikums Buprenorphin (0,1 mg/kg) abzuschätzen. Injizieren Sie das Medikament intraperitonial.
- Schneiden Sie das Fell auf der linken Seite des Brustkorbs mit einem Elektrorasierer ab.
- Desinfizieren Sie die Operationsstelle danach dreimal mit Povidon-Jod und 70% Ethanol.
- Legen Sie die Maus in Rückenlage auf ein geneigtes Brett. Befestigen Sie den Kopf und die Gliedmaßen der Maus mit einem Gummiband, das an den oberen Schneidezähnen bzw. dem Klebeband befestigt ist. Tragen Sie steriles ophthalmologisches Gleitmittel auf die Augen auf, um Trockenheit unter Narkose zu vermeiden.
- Öffnen Sie den Kiefer und ziehen Sie die Zunge vorsichtig aus der Mundhöhle.
- Identifizieren Sie die Öffnung des Kehlkopfes, indem Sie den Oropharynx mit einem Laryngoskop beleuchten (siehe Materialtabelle).
- Schneiden Sie ca. 0,5 cm von einer 24 G Katheternadel ab und führen Sie die stumpfe Nadel in den Kunststoffschild ein. Richten Sie die stumpfe Nadel mit dem Kunststoffschild in die Luftröhre. Nehmen Sie die Nadel heraus und lassen Sie den Kunststoffschild in der Luftröhre.
- Stellen Sie das Beatmungsgerät (siehe Materialtabelle) auf eine Atemfrequenz von 137 Schlägen pro Minute (optimiert für die in dieser Studie verwendeten Mäuse) und ein Atemzugvolumen von 0,18 cm³ ein. Verbinden Sie die Beatmungsschläuche mit dem Katheterschild und bestätigen Sie die korrekte Intubation, indem Sie nach einer synchronisierten Brustbewegung mit dem Beatmungsgerät suchen.
- Trennen Sie den Beatmungsschlauch vom Katheterschild und legen Sie das Tier in Rückenlage auf ein vorgewärmtes, temperaturgesteuertes Operationsbrett. Schließen Sie die Maus wieder an das Beatmungsgerät an.
2. Permanente Ligatur der linken Koronararterie
- Desinfizieren Sie die Operationsstelle mit Povidon-Jod und 70% Alkohol. Tragen Sie ein steriles Tuch mit einem viertelgroßen Loch in der Mitte auf, um die Operationsstelle zu sichern. Heben Sie die Haut vorsichtig mit einer Pinzette an und machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen kleinen (1,5-2 cm) kutanen Querschnitt entlang der Linie zwischen dem linken Brustmuskel major und dem kleinen Muskel.
HINWEIS: Für den Einschnitt wurde eine Schere verwendet, da sie die erforderliche Kontrolle über die Tiefe und Richtung des Schnitts bietet. - Trennen Sie die darunter liegenden Brustmuskeln mit einer Pinzette und einer Sezierschere. Die Muskeln wurden mit Hilfe von Retraktoren, die an Gummibändern befestigt waren, getrennt.
- Machen Sie einen Einschnitt in den dritten Interkostalraum mit einer Mikroschere, die dem natürlichen Winkel des Brustkorbs folgt. In dieser Phase ist äußerste Vorsicht geboten, um Verletzungen von Herz und Lunge zu vermeiden.
- Dehnen Sie die Rippen vorsichtig mit Retraktoren auseinander, um den linken Ventrikel freizulegen. Bewegen Sie das Perikardfett beiseite und lokalisieren Sie die Ökobilanz, die vom Rand des linken Vorhofs zur Herzspitze verläuft.
- Pass ein 8-0 Nylonnaht unter der Ökobilanz mit Hilfe eines Nadelhalters. Ligate die LCA mit einem Doppelknoten, gefolgt von einem zweiten Knoten (ein modifizierter Chirurgenknoten).
HINWEIS: Das Blanchieren des unteren linken Ventrikels bestätigt eine erfolgreiche LCA-Ligatur. Darüber hinaus werden Troponinmessungen, EKG-Überwachung (ST-Hebung), Echo-/In-vivo-Herz-gesteuerte MRT oder Mikro-CT-Bilder empfohlen, um die vergleichbaren MI-Läsionen zu bestätigen. - Entfernen Sie die Retraktoren und führen Sie eine 22-G-Katheternadel in die Brusthöhle ein. Entfernen Sie die Nadel und lassen Sie die Spitze des Kunststoffschildes in der Brusthöhle. Schließen Sie den Brustkorb mit einer 4-0-Nylonnaht.
- Schließen Sie eine Spritze an die 22-G-Kunststoffabschirmung an und entfernen Sie langsam überschüssige Luft, die in der Brusthöhle eingeschlossen ist, indem Sie vorsichtig auf die Brust drücken, um einen negativen Luftdruck herzustellen. Entfernen Sie das Plastikschild.
- Verschließen Sie die Haut mit einer 4-0 Nylonnaht.
- Schalten Sie die Isofluranzufuhr aus. In diesem Stadium befindet sich die Maus am Beatmungsgerät und liefert Sauerstoff.
3. Nachsorge
- Schalten Sie das Beatmungsgerät aus, sobald die Spontanatmung einsetzt.
HINWEIS: Das Verfahren dauert etwa 30-35 Minuten pro Tier von der Vorbereitung der Mäuse bis zu diesem Schritt. - Halten Sie die Maus unter eine Wärmelampe und überwachen Sie sie, bis sie wach ist. Das Tier sollte nicht unbeaufsichtigt gelassen werden, bis es genug Bewusstsein wiedererlangt hat, um das Brustbein aufrechtzuerhalten.
- Legen Sie das Tier nach der Operation in einen separaten Käfig und bringen Sie es erst dann mit anderen Tieren in den ursprünglichen Käfig zurück, wenn es sich vollständig erholt hat.
- Überwachen Sie die Maus täglich auf Anzeichen von Schmerzen oder Beschwerden.
- Setzen Sie die intraperitoneale Injektion von Buprenorphin (0,1 mg/kg) alle 6-8 Stunden für weitere 2 Tage nach der Operation fort.
4. Echokardiographische Auswertung
HINWEIS: Eine Echokardiographie wurde durchgeführt, um die Parameter der Herzinsuffizienz am Tag 28 nach MI zu bewerten.
- Anästhesieren Sie die Mäuse 28 Tage nach der Operation mit 3% Isofluran und 1 l/min Sauerstoff, tragen Sie steriles ophthalmologisches Gleitmittel auf die Augen auf und entfernen Sie die Brusthaare mit einer Haarentfernungscreme. Desinfizieren Sie den Brustbereich dreimal mit Povidon-Jod und 70% Ethanol.
- Befestigen Sie die anästhesierten Mäuse auf der Bildgebungsplattform (siehe Materialtabelle) in Rückenlage und halten Sie während des gesamten Eingriffs ein konstantes Anästhesieniveau aufrecht, indem Sie einen Nasenkonus verwenden, der mit dem Anästhesiesystem verbunden ist (1%-2% Isofluran und 1 l/min Sauerstoff).
- Kleben Sie die vier Pfoten mit Elektrodengel auf die EKG-Elektroden (siehe Materialtabelle). Überwachen Sie die Temperatur des Tieres, indem Sie eine rektale Sonde einführen (siehe Materialtabelle).
- Tragen Sie das Scan-Gel (siehe Materialtabelle) auf den Brustkorb auf, platzieren Sie den Schallkopf senkrecht, senken Sie ihn auf die parasternale Linie (parallel zum Thorax) ab und drehen Sie ihn um 35° gegen den Uhrzeigersinn, um die parasternale Längsachse des linken Ventrikels zu erhalten.
- Tippen Sie in der Bildgebungssoftware auf die Schaltfläche B-Modus-Bildgebung (siehe Materialtabelle), um eine vollständige Ansicht des Herzens mit langer Achse zu erhalten. Passen Sie die Größe und Helligkeit des Anschnitts an und speichern Sie die Bilder mit " Clip speichern " oder " Rahmen speichern" für spätere Messungen16.
- Wechseln Sie in den M-Modus (Bewegungsmodus) und platzieren Sie die M-Mode-Achse auf Höhe des Papillarmuskels. Passen Sie die Gate-Größe an und tippen Sie auf die Schaltfläche Start im M-Modus. Speichern Sie die Bilder mit "Clip speichern" oder "Rahmenspeichern 16,17".
- Da der Bilderfassungsprozess im 4D-Modus automatisiert ist, überprüfen Sie, ob die EKG- und Atmungssignale aktiv sind (Abbildung 1), bevor Sie die Daten erfassen.
- Beginnen Sie mit der Erfassung der Daten im B-Modus. Öffnen Sie das 4D-Scanfeld und starten Sie den 3D-Motor. Stellen Sie die Bildparameter im 4D Scan-Bedienfeld ein und tippen Sie auf die Schaltfläche Scannen , um den Scanvorgang zu starten. Nachdem Sie die Bilder in der 2D-Ansicht überprüft haben, laden Sie die Bilder mit der Schaltfläche In 4D laden in den 4D-Modus .
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Representative Results
Abbildung 1 zeigt die repräsentativen aktiven EKG- und Atmungssignale während der echokardiographischen Auswertung von Scheinmäusen (Abbildung 1A) und MI (Abbildung 1B). Die Überprüfung der aktiven EKG- und Atmungssignale ist wichtig, bevor die echokardiographischen Daten erfasst werden. Abbildung 2 zeigt die echokardiographische Messung von Herzfunktionsparametern nach 28 Tagen nach der LCA-Ligatur. Abbildung 2 zeigt M-Mode-Bilder der parasternalen Kurzachsenansicht von Scheinherzen (Abbildung 2A) und MI (Abbildung 2B). Abbildung 2B zeigt eine fehlerhafte Herzwandbewegung nach einer LCA-Ligatur. Indikatoren für Herzinsuffizienz, wie z. B. eine erhöhte LV-Masse (Abbildung 2C), eine verringerte Ejektionsfraktion (Abbildung 2D) und ein verringertes Herzzeitvolumen (Abbildung 2E), wurden in der MI-Gruppe im Vergleich zur Scheingruppe beobachtet.
Alle Tiere wurden gemäß den Standardprotokollen mit einer übermäßigen Dosis CO2 -Gas eingeschläfert. Die Herzen wurden fixiert und in einer optimalen Schnitttemperaturverbindung (OCT) eingefroren. Massons Trichrom-Färbung18 wurde für drei verschiedene Ventrikelschnitte (unterer, mittlerer und oberer) durchgeführt und Bilder wurden mit einem Forschungsdiascanner unter 10-facher Vergrößerung aufgenommen, um den Grad der Herzfibrose zu untersuchen. Abbildung 3 zeigt eine erhöhte Kollagenfärbung (blau) im infarktierten Herzen, was auf eine erweiterte Fibrose hinweist.
Abbildung 1: Aktive EKG- und Atmungssignale während der echokardiographischen Auswertung. Repräsentative aktive EKG- und Atmungssignale während der echokardiographischen Auswertung von (A) Schein- und (B) MI-Mäusen. Grün = EKG-Signale, Gelb = Atmungssignale. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Echokardiographische Auswertung der Herzfunktionsparameter nach LCA-Ligatur am Tag 28 nach der Operation. Repräsentative echokardiographische Bilder der parasternalen Kurzachse (PSAX) im M-Modus von (A) Schein- und (B) MI-Mäusen. Beurteilung von (C) linksventrikulärer Masse (mg), (D) Ejektionsfraktion (%) und (E) Herzzeitvolumen (ml/min) von Schein- und Mäusen mit MI. LVAW;d = linksventrikuläre vordere Wanddicke in der Diastole; LVAW;s = linksventrikuläre vordere Wanddicke in der Systole; LVPW;d = linksventrikuläre hintere Wanddicke in der Diastole; LVPW;s = linksventrikuläre hintere Wanddicke in der Systole; LVID;d = linksventrikulärer Innendurchmesser in der Diastole; LVID;s = linksventrikulärer Innendurchmesser in der Systole. Die Daten werden als Mittelwert ± SD angezeigt. * P < 0,05, ** P < 0,01, **** P < 0,0001. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Beurteilung der Fibrose nach LCA-Ligatur am Tag 28 nach der Operation. Repräsentative Bilder, die Massons Trichrom-Färbung von (A) Schein- und (B) MI-Herzen 28 Tage nach der Operation zeigen. Die fibrotischen Regionen im Infarktherz sind durch Kollagenablagerung gekennzeichnet und nach Massons Trichromfärbung blau gefärbt. Maßstabsleiste = 500 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Das murine Modell von MI gewinnt in kardiovaskulären Forschungslabors an Popularität, und diese Studie beschreibt ein reproduzierbares und klinisch relevantes MI-Modell. Dieses Protokoll verbessert den LCA-Ligationsprozess in mehrfacher Hinsicht. Zunächst wird der Einsatz von injizierbaren präoperativen Anästhetika wie Xylazin/Ketamin oder Natrium-Pentobarbital14,15 vermieden. Es wurde nur eine Isofluran-Anästhesie verwendet, die dazu beiträgt, die Überlebensraten der Tiere zu erhöhen (>80% Überleben 28 Tage nach der Operation), medikamenteninduzierte Komplikationen zu minimieren und im Vergleich zu anderen Wirkstoffen minimale kardiale Wirkungen zu haben19. Isofluran verlangsamt jedoch auch das Herz, wenn auch in geringerem Maße als andere Anästhetika20. Dieses Protokoll beinhaltet eine weniger invasive endotracheale Intubation, die eine Tracheostomie21 vermeidet, was postoperative Schmerzen und Beschwerden reduziert. Frühere murine LCA-Ligaturstudien haben empfohlen, einen Mittelhalsschnitt vorzunehmen, um die Visualisierung der endotrachealen Intubation zu verbessern. Das aktuelle Protokoll verwendet jedoch stattdessen ein Laryngoskop, um den Oropharynx15 zu beleuchten. Lugrin et al. demonstrierten kürzlich ein murines LCA-MI-Modell ohne Thorakozentese14; Das aktuelle Protokoll beinhaltet jedoch eine wirksame Thorakozentese, die dazu beiträgt, überschüssiges Blut und Luft aus der Brusthöhle zu entfernen und einen Pneumothorax19 zu verhindern. Darüber hinaus wird bei dieser Methode anstelle eines Kauterisationsmittels sterile Gaze zur Blutungsbehandlung verwendet, da die Verwendung eines Kauterisationsmittels zur Verringerung der Blutung zu iatrogenen Verbrennungen führen und die Entzündungswerte verändern kann21.
Einer der entscheidenden Schritte in diesem chirurgischen Modell ist die Identifizierung und Ligatur der Ökobilanz. Die Lage der Koronararterie kann je nach Mausstamm und Genotypvariieren 9. In den meisten Fällen ist die Arterie unter dem Mikroskop nicht sichtbar. Erfahrungsgemäß führt die Ligation des Myokardgewebes 2-4 mm unterhalb des Randes des linken Vorhofs zu einer effizienten Blanchierung der linken Ventrikelwand. Darüber hinaus kann das Verfahren einfach modifiziert werden, um eine vorübergehende Myokardischämie mit anschließender Reperfusion (I/R) zu induzieren, indem die Ligatur22 entfernt wird. Dieses Tiermodell ahmt die Wiederherstellung des koronaren Blutflusses bei MI-Patienten nach perkutaner Koronarinterventionnach 23,24 nach. Da sich das permanente LCA-Okklusionsmodell in mehreren Aspekten vom I/R-Modell unterscheidet, wie z. B. der Größe des Infarktbereichs, der Lokalisation des Infarkts und der Infiltration von Entzündungszellen, müssen die Forscher bei der Auswahl des relevanten Modells in Abhängigkeit von der Studie vorsichtig sein 7,14,25.
Es gibt mehrere Ansätze, um eine erfolgreiche Ligation der LCA und die anschließende Entwicklung von MI sicherzustellen. Die Beobachtung einer sofortigen Blanchierung des unteren linken Ventrikels ist die früheste Bestätigung einer erfolgreichen LCA-Ligatur. Darüber hinaus können das Ausmaß und die Lage des Myokardinfarkts sichtbar gemacht werden, indem das gesamte Herz mit Evan-Blau oder 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) gefärbt wird26. Die Messung des zirkulierenden kardialen Troponins kann die Verletzung des Myokardgewebes weiter validieren21. Die Elektrokardiographie kann als nicht-invasive Methode zur Bestätigung der Hebung des ST-Segments nach MI17 verwendet werden. Der Grad der mit MI assoziierten Herzfibrose kann durch Massons Trichromfärbung und Herz-MRT27,28,29 beurteilt werden. Die Echokardiographie kann verwendet werden, um die Parameter der Herzinsuffizienz an den Tagen 1 und 28 nach MI zu bewerten. Um den kardialen Umbau nach dem MI zu untersuchen, können Massons Trichomfärbung und Echokardiographie verwendet werden17. Es ist auch möglich, qPCR und Immunoblot zu verwenden, um die Expression der Gene und Proteine, die an Fibrose, Entzündung und Herzinsuffizienz nach MI14 beteiligt sind, weiter zu untersuchen und zu bestätigen.
Die Haupteinschränkung der LCA-Ligatur ist die hohe Mortalitätsinzidenz, die auf postoperative Herzrhythmusstörungen, ventrikuläre Rupturen, Blutungen, Pneumothorax und postoperative Beschwerden zurückzuführen sein kann19,30. Eine erfolgreiche Thorakozentese, die Minimierung der Schädigung des Nichtzielgewebes und ein angemessenes postoperatives Schmerz- und Temperaturmanagement können jedoch dazu beitragen, den Tod des Tieres zu reduzieren. Wie bei jedem anderen chirurgischen Modell ist die exakte Reproduzierbarkeit eine weitere Einschränkung dieses chirurgischen Modells. Forscher können jedoch MI reproduzieren, die Infarktgröße kontrollieren und das Überleben nach der Operation durch rigorose Praxis und Erfahrung verbessern.
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Disclosures
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des National Institute of Health (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 und R01DK129339), den AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), den AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) und den ALA Innovation Project Award (IA-629694) (an PD) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 22 G catheter needle | Exel INT | 26741 | Thoracentesis |
| 24 G catheter needle | Exel INT | 26746 | Endotracheal intubation |
| 4-0 nylon suture | Covetrus | 29263 | Suturing of muscles and skin |
| 8-0 nylon suture | S&T | 3192 | Ligation of LAD |
| Anesthetic Vaporizers | Vet equip | VE-6047 | Anesthetic support |
| Animal physiology monitor | Fujifilm | VEVO 3100 | Monitor heart rate,respiration rate and body temperature |
| Betadine solution | PBS animal health | 11205 | Antispetic |
| Buprenorphine | Covetrus | 55175 | Analgesic |
| Disecting microscope | OMANO | OM2300S-V7 | Binocular |
| Electric razor | Wahl | 79300-1001M | Shaving |
| Electrode gel | Parker Laboratories | W60698L | Electrically conductive gel |
| Ethanol | Decon Laboratories | 22-032-601 | Disinfectant |
| Forceps | FST | 11065-07 | Stainless Steel |
| Gauze | Curity | CAR-6339-PK | Sterile |
| Heat lamp | Satco | S4998 | Post surgery care |
| Heating pad | Kent scientific | Surgi-M | Temperature control |
| Hot Bead sterilizer | Germinator 500 | 11503 | Sterilization of surgical instrument |
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | Anesthesia |
| Masson’s trichrome staining kit | Thermoscientific | 87019 | Measurement of cardiac Fibrosis |
| Micro Needle Holder | FST | 12500-12 | Stainless Steel |
| Micro scissors | FST | 15000-02 | Stainless Steel |
| Ophthalmic ointment | Dechra | Puralube Vet | Sterile occular lubricant |
| Scanning Gel | Parker Laboratories | Aquasonic 100 | Aqueous ultrasound transmission gel |
| Scissors | FST | 14060-11 | Stainless Steel |
| Small Animal Laryngoscope | Penn-Century | Model LS-2-M | Illuminating the oropharynx |
| Small animal ventilator | Harvard apparatus | 557058 | Ventilator support |
| Surgical light | Cole parmer | 41723 | Illuminator Width (in): 7 |
| Vevo 3100 preclinical imaging platform | Fujifilm | VEVO 3100 | Echocardiography |
| VevoLAB software | Fujifilm | VevoLAB 3.2.6 | Echocardiography data analysis |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254 (2021).
- Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
- Frangogiannis, N. G.
- Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
- Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131 (2021).
- Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
- Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
- Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591 (2019).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100 (2010).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).
- Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
- Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
- Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814 (2016).
- Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
- Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286 (2017).
- Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
- Leuschner, F., et al.
- Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
- Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042 (2021).
