Summary
Presentert her er en kirurgisk prosedyre for permanent ligering av venstre koronararterie hos mus. Denne modellen kan brukes til å undersøke patofysiologien og tilhørende inflammatorisk respons etter hjerteinfarkt.
Abstract
Iskemisk hjertesykdom og påfølgende hjerteinfarkt (MI) er en av de viktigste årsakene til dødelighet i USA og rundt om i verden. For å utforske de patofysiologiske endringene etter hjerteinfarkt og designe fremtidige behandlinger, er det nødvendig med forskningsmodeller av MI. Permanent ligering av venstre koronararterie (LCA) hos mus er en populær modell for å undersøke hjertefunksjon og ventrikulær remodellering etter MI. Her beskriver vi en mindre invasiv, pålitelig og reproduserbar kirurgisk murine MI-modell ved permanent ligering av LCA. Vår kirurgiske modell består av en lett reversibel narkose, endotrakeal intubasjon som ikke krever trakeotomi og torakotomi. Elektrokardiografi og troponinmåling bør utføres for å sikre MI. Ekkokardiografi på dag 28 etter MI vil skjelne hjertefunksjon og hjertesviktparametere. Graden av hjertefibrose kan evalueres ved Massons trikrome farging og hjerte-MR. Denne MI-modellen er nyttig for å studere de patofysiologiske og immunologiske endringene etter MI.
Introduction
Kardiovaskulær sykdom er et stort folkehelseproblem som krever 17,9 millioner liv hvert år, og står for 31 prosent av global dødelighet1. Den mest utbredte typen kardiovaskulær anomali er koronar hjertesykdom, og hjerteinfarkt (MI) er en av de viktigste manifestasjonene av koronar hjertesykdom2. MI skyldes vanligvis trombotisk okklusjon av en koronararterie på grunn av ruptur av et sårbart plakk3. Den resulterende iskemi forårsaker dype ioniske og metabolske forandringer i det berørte myokardiet, samt en rask reduksjon i systolisk funksjon. MI resulterer i død av kardiomyocytter, noe som ytterligere kan føre til ventrikulær dysfunksjon og hjertesvikt4.
Forskning på MI hos pasienter er begrenset på grunn av mangel på vev oppnådd fra pasienter med MI5. Som sådan er murine modeller av MI nyttige både for å studere sykdomsmekanismer så vel som å utvikle potensielle terapeutiske mål. For tiden tilgjengelige murinmodeller av MI inkludererirreversible iskemimodeller (LCA og ablasjonsmetoder) og reperfusjonsmodeller (iskemi/reperfusjon, I/R)6. Permanent ligering av venstre koronararterie (LCA) hos mus er den mest brukte metoden, og den imiterer patofysiologien og immunologien til MI hos pasienter 7,8,9. Permanent hjerteinfarkt kan også induseres ved ablasjonsmetoder, som involverer elektrisk skade eller kryoskade. Ablasjonsmetoder er i stand til å generere ensartet infarkt på den nøyaktige plasseringen10. På den annen side kan arrdannelse, infarktmorfologi og molekylære signalmekanismer variere mellom ablasjonsmetodene10,11. Murine I/R-metoden er en annen viktig MI-modell, da den representerer det kliniske scenariet for reperfusjonsbehandling12. I/R-modellen er assosiert med utfordringer som variabel infarktstørrelse, vansker med å skille responser ved initial skade og reperfusjon6.
Selv om det er mye brukt, er LCA-ligeringsmetoder forbundet med lave overlevelsesrater og postoperativ smerte13. Denne protokollen demonstrerer murine kirurgisk MI-modell av LCA-ligering som involverer fremstilling og intubering av mus, LCA-ligering, postoperativ behandling og validering av MI. I stedet for å bruke en invasiv trakeotomi14, benytter denne metoden endotrakeal intubasjon. Dyret intuberes ved å belyse oropharynx ved hjelp av et laryngoskop, noe som gjør prosedyren enklere, sikrere og mindre traumatisk15. Musen holdes på respiratorstøtte og under isoflurananestesi gjennom hele prosedyren. Videre utføres ekkokardiografi og Massons trikrome farging for å evaluere henholdsvis hjertefunksjon og hjertefibrose etter MI. Samlet sett gir denne metoden en pålitelig og reproduserbar kirurgisk murinmodell av MI som kan brukes til å studere patofysiologi og inflammasjon etter MI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Den nåværende studieprotokollen ble gjennomgått og godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ved University of Pittsburgh. Åtte (sham n = 4 og MI n = 4) 1 år gamle kvinnelige C57BL/6J mus som veier 24-30 g ble brukt til disse forsøkene. Omtrent 100% og minst 80% av musene overlevde i henholdsvis de første 24 timene og 28 dagene.
1. Forberedelse og endotrakeal intubasjon av musene
- Forvarm en perlesterilisator (se materialfortegnelse) til 250 °C og legg autoklaverte kirurgiske instrumenter i den i noen minutter.
- Bedøv musen i et induksjonskammer med 3 % isofluran og 1 l/min oksygen i 5 minutter.
- Sørg for dybden av anestesi i musen ved å sjekke responsen på en fast tåklemme.
- Vei musen for å estimere dosen av det preoperative analgetikaet buprenorfin (0,1 mg/kg). Injiser stoffet intraperitonialt.
- Trim pelsen på venstre side av brystkassen ved hjelp av en elektrisk barberhøvel.
- Desinfiser operasjonsstedet med povidon-jod og 70% etanol deretter tre ganger.
- Plasser musen i liggende stilling på et skrått brett. Fest hodet og lemmer på musen ved hjelp av et elastisk bånd festet til henholdsvis øvre snitt og tape. Påfør sterilt oftalmisk smøremiddel på øynene for å forhindre tørrhet under anestesi.
- Åpne kjeven og trekk tungen forsiktig ut av munnhulen.
- Identifiser åpningen av strupehodet ved å belyse oropharynx ved hjelp av et laryngoskop (se Materialfortegnelse).
- Klipp av ca. 0,5 cm fra en 24 G kateterkanyle og stikk den butte kanylen inn i plasthylsen. Rett den stumpe nålen med plastskjoldet inn i luftrøret. Ta ut nålen, og la plastskjoldet ligge i luftrøret.
- Sett ventilatoren (se materialfortegnelse) til en respirasjonsfrekvens på 137 slag per min (optimalisert for musene som brukes i denne studien) og tidevannsvolum 0,18 cc. Koble åndedrettsvernet til kateterskjoldet og bekreft korrekt intubasjon ved å se etter en synkronisert brystbevegelse med ventilatoren.
- Koble åndedrettsvernet fra kateterskjoldet og legg dyret i liggende stilling på et forvarmet temperaturkontrollert kirurgisk bord. Koble musen til ventilatoren igjen.
2. Permanent ligering av venstre koronararterie
- Desinfiser operasjonsstedet med povidon-jod og 70% alkohol. Påfør et sterilt drap som har et kvart stort hull i midten for å sikre operasjonsstedet. Løft huden forsiktig med en tang og lag et lite (1,5-2 cm) kutant tverrsnitt langs linjen mellom venstre pectoralis major og minor muskler ved hjelp av en kirurgisk saks.
MERK: Saks ble brukt til å lage snittet, da det gir den nødvendige kontrollen over dybden og retningen på kuttet. - Skill de underliggende pectoralis musklene med tang og dissekere saks. Musklene ble separert ved hjelp av tilbaketrekkere festet til elastiske bånd.
- Gjør et snitt i det tredje interkostalrommet med en mikrosaks som følger brystkassens naturlige vinkel. I denne fasen må ekstrem forsiktighet utvises for å forhindre skade på hjerte og lunger.
- Strekk ribbeina forsiktig fra hverandre ved hjelp av tilbaketrekkere for å eksponere venstre ventrikkel. Flytt perikardfettet til side og finn LCA, som går fra kanten av venstre atrium mot toppen av hjertet.
- Pass en 8-0 nylonsutur under LCA ved hjelp av en nåleholder. Ligate LCA med en dobbel knute etterfulgt av en andre knute (en modifisert kirurgens knute).
MERK: Blanchering av nedre venstre ventrikkel bekrefter en vellykket LCA-ligering. I tillegg til dette anbefales troponinmåling, EKG-overvåking (ST-elevasjon), ekko/in vivo hjertestyrt MR eller mikro-CT-bilder for å bekrefte de sammenlignbare MI-lesjonene. - Fjern tilbaketrekkerne og stikk en 22 G kateternål inn i brysthulen. Fjern nålen, og la spissen av plastskjoldet ligge i brysthulen. Lukk brystkassen med en 4-0 nylonsutur.
- Koble en sprøyte til 22 G plastskjoldet og fjern sakte overflødig luft fanget i brysthulen ved å trykke forsiktig på brystet for å etablere et negativt lufttrykk. Fjern plastskjoldet.
- Lukk huden med en 4-0 nylonsutur.
- Slå av isofluran forsyningen. På dette stadiet er musen på ventilatoren som leverer oksygen.
3. Postoperativ behandling
- Slå av ventilatoren når spontan pust starter.
MERK: Prosedyren tar omtrent 30-35 min per dyr fra klargjøring av musene opp til dette trinnet. - Hold musen under en varmelampe og overvåk den til den er våken. Dyret bør ikke etterlates uten tilsyn før det har gjenopprettet nok bevissthet til å opprettholde sternal recumbency.
- Etter operasjonen, plasser dyret i et eget bur og returner det til det opprinnelige buret med andre dyr først etter at det er fullstendig gjenopprettet.
- Overvåk musen daglig for tegn på smerte eller ubehag.
- Fortsett intraperitoneal injeksjon av buprenorfin (0,1 mg/kg) hver 6.-8. time i ytterligere 2 dager etter operasjonen.
4. Ekkokardiografisk evaluering
MERK: Ekkokardiografi ble utført for å evaluere parametrene for hjertesvikt på dag 28 etter MI.
- Etter 28 dager etter operasjonen, bedøve musene med 3% isofluran og 1 l / min oksygen, påfør sterilt oftalmisk smøremiddel på øynene, og fjern brysthår ved hjelp av hårfjerningskrem. Desinfiser brystområdet med povidon-jod og 70% etanol tre ganger.
- Fest de bedøvede musene på toppen av bildeplattformen (se materialtabellen) i liggende stilling og oppretthold et jevnt nivå av anestesi gjennom hele prosedyren ved hjelp av en nesekjegle koblet til bedøvelsessystemet (1% -2% isofluran og 1 l / min oksygen).
- Teip de fire potene til EKG-elektrodene med elektrodegel (se Materialfortegnelse). Overvåk temperaturen på dyret ved å sette inn en rektal sonde (se materialfortegnelse).
- Påfør skannegelen (se materialfortegnelse) på brystet, plasser transduseren vertikalt, senk den til parasternallinjen (parallelt med thoraxen) og roter 35° mot klokken for å oppnå parasternal langaksevisning av venstre ventrikkel.
- Trykk på B-modus bildeknappen på bildebehandlingsprogramvaren (se Materialfortegnelse) for å få et komplett langaksebilde av hjertet. Juster portstørrelsen og lysstyrken og lagre bildene ved hjelp av Lagre klipp eller Lagre ramme for senere målinger16.
- Bytt til M-modus (bevegelsesmodus) og plasser M-mode-aksen på nivået med papillærmuskelen. Juster portstørrelsen og trykk på M-modus Start-knappen. Lagre bildene ved hjelp av Lagre klipp eller Lagre ramme16,17.
- Siden 4D-bildeopptaksprosessen er automatisert, må du kontrollere at EKG- og respirasjonssignalene er aktive (figur 1) før du henter dataene.
- Begynn å hente dataene i B-modus. Åpne 4D-skannepanelet og start 3D-motoren. Angi bildeparametrene i 4D-skannepanelet og trykk på Skann-knappen for å starte skanningen. Når du har gått gjennom bildene i 2D-visningen, laster du bildene inn i 4D-modus ved hjelp av knappen Last inn i 4D.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 1 viser representative aktive EKG- og respirasjonssignaler under ekkokardiografisk evaluering av simulering (figur 1A) og MI (figur 1B) mus. Verifikasjon av aktivt EKG og respirasjonssignaler er viktig før innhenting av ekkokardiografiske data. Figur 2 viser ekkokardiografisk måling av hjertefunksjonsparametere etter 28 dager etter LCA-ligering. Figur 2 viser M-mode-bilder av para sternal kortaksevisning av humbug (figur 2A) og MI (figur 2B) hjerter. Figur 2B viser defekt hjerteveggbevegelse etter LCA-ligering. Indikatorer for hjertesvikt, som økt LV-masse (figur 2C), redusert ejeksjonsfraksjon (figur 2D) og redusert hjerteutgang (figur 2E), ble observert i MI-gruppen sammenlignet med simuleringsgruppen.
Alle dyrene ble avlivet i henhold til standardprotokoller ved bruk av en overdreven dose CO2 -gass. Hjertene var faste og frosset i optimal skjæretemperatur (OCT) forbindelse. Massons trichrome farging18 ble utført for tre forskjellige ventrikkelseksjoner (nedre, midtre og øvre) og bilder ble tatt ved hjelp av en forskningslysbildeskanner under 10x forstørrelse for å undersøke graden av hjertefibrose. Figur 3 viser økt kollagenfarging (blå) i infarkthjertet, noe som indikerer forstørret fibrose.
Figur 1 Aktivt EKG og respirasjonssignaler under ekkokardiografisk evaluering. Representative aktive EKG- og respirasjonssignaler under ekkokardiografisk evaluering av (A) simulerings- og (B) MI-mus. Grønn = EKG-signaler, gul = respirasjonssignaler. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2 Ekkokardiografisk evaluering av hjertefunksjonsparametre etter LCA-ligering dag 28 etter operasjonen. Representative parasternale kortakse (PSAX) M-modus ekkokardiografiske bilder av (A) simulering og (B) MI-mus. Vurdering av (C) venstre ventrikkelmasse (mg), (D) ejeksjonsfraksjon (%) og (E) hjerteminuttvolum (ml/min) av simulert behandling og mus med MI. LVAW;d = venstre ventrikkels fremre veggtykkelse i diastol; LVAW;s = venstre ventrikkels fremre veggtykkelse i systole; LVPW;d = venstre ventrikulær bakre veggtykkelse i diastole; LVPW;s = venstre ventrikkels bakre veggtykkelse i systole; LVID;d = venstre ventrikulær indre diameter i diastolen; LVID;s = venstre ventrikkels indre diameter i systole. Data vises som gjennomsnitt ± SD. * P < 0,05, ** P < 0,01, **** P < 0,0001. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3 Utredning av fibrose etter LCA-ligering dag 28 etter operasjonen. Representative bilder som viser Massons trichrome-farging av (A) humbug og (B) MI-hjerter 28 dager etter operasjonen. De fibrotiske områdene i det infarkterte hjertet er preget av kollagenavsetning og farget blått etter Massons trikrome farging. Skala bar = 500 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
MURINE modellen av MI blir stadig mer populær i kardiovaskulære forskningslaboratorier, og denne studien beskriver en reproduserbar og klinisk relevant MI-modell. Denne protokollen forbedrer LCA-ligeringsprosessen på flere måter. Til å begynne med unngås bruk av injiserbare preoperative anestetika som xylazin / ketamin eller natriumpentobarbital14,15. Bare isoflurananestesi ble brukt, noe som bidrar til å forbedre dyreoverlevelsen (>80% overlevelse 28 dager etter operasjonen), minimere legemiddelinduserte komplikasjoner og har minimal hjerteeffekt sammenlignet med andre midler19. Isofluran bremser imidlertid også hjertet, om enn i lavere grad sammenlignet med andre bedøvelsesmidler20. Denne protokollen innebærer mindre invasiv endotrakeal intubasjon som unngår trakeostomi21, noe som reduserer postoperativ smerte og ubehag. Tidligere LCA-ligeringsstudier har anbefalt å gjøre et snitt midt i nakken for å forbedre visualiseringen av endotrakeal intubasjon; Den nåværende protokollen bruker imidlertid et laryngoskop i stedet for å belyse oropharynx15. Lugrin et al. demonstrerte nylig en murine LCA MI-modell uten thoracentese14; Imidlertid inkluderer den nåværende protokollen en effektiv thoracentese, som vil bidra til å fjerne overflødig blod og luft fra brysthulen, og forhindre pneumothorax19. I tillegg bruker denne metoden sterilt gasbind for blødningsbehandling i stedet for en cauterizer, da bruk av en cauterizer for å redusere blødning kan resultere i iatrogene forbrenninger og kan endre inflammatoriske avlesninger21.
Et av de kritiske trinnene i denne kirurgiske modellen er identifisering og ligering av LCA. Plasseringen av koronararterien kan variere avhengig av musestammer og genotyper9. I de fleste tilfeller er arterien ikke synlig under et mikroskop. Av erfaring resulterer ligering av myokardvevet 2-4 mm under kanten av venstre atrium i effektiv blanchering av venstre ventrikkelvegg. Videre kan prosedyren enkelt modifiseres for å indusere midlertidig myokardiskemi etterfulgt av reperfusjon (I / R) ved å fjerne ligering22. Denne dyremodellen etterligner gjenopprettelsen av koronar blodstrøm hos MI-pasienter etter perkutan koronar intervensjon23,24. Siden den permanente LCA-okklusjonsmodellen skiller seg fra I/R-modellen i flere aspekter, for eksempel størrelsen på det infarkterte området, infarktens lokalisasjon og infiltrasjon av inflammatoriske celler, må forskerne være forsiktige når de velger den relevante modellen avhengig av studien 7,14,25.
Det er flere tilnærminger for å sikre vellykket ligering av LCA og påfølgende utvikling av MI. Å observere umiddelbar blanchering av nedre venstre ventrikkel er den tidligste bekreftelsen på vellykket LCA-ligering. Bortsett fra dette kan omfanget og lokalisasjonen av hjerteinfarktet visualiseres ved å farge hele hjertet med Evans blå eller 2,3,5-trifenyltetrazoliumklorid (TTC)26. Måling av sirkulerende hjertetroponin kan ytterligere validere myokardvevsskaden21. Elektrokardiografi kan brukes som en ikke-invasiv metode for å bekrefte høyde av ST-segmentet etter MI17. Graden av hjertefibrose assosiert med MI kan evalueres ved Massons trikrome farging og hjerte-MR27,28,29. Ekkokardiografi kan brukes til å evaluere parametrene for hjertesvikt på dag 1 og 28 etter MI. For å undersøke hjerteremodellering etter MI, kan Massons trichome-farging og ekkokardiografi benyttes17. Det er også mulig å bruke qPCR og immunoblot for å undersøke og bekrefte uttrykket av gener og proteiner involvert i fibrose, betennelse og hjertesvikt etter MI14.
Den største begrensningen ved LCA-ligering er den høye forekomsten av dødelighet, som kan skyldes postoperative hjertearytmier, ventrikkelruptur, blødning, pneumothorax og postoperativt ubehag19,30. Imidlertid kan en vellykket thoracentese, minimering av ikke-målvevskader, og riktig postoperativ smerte og temperaturstyring bidra til å redusere dyrets død. Som med alle andre kirurgiske modeller, er nøyaktig reproduserbarhet en annen begrensning av denne kirurgiske modellen. Forskere kan imidlertid reprodusere MI, kontrollere infarktstørrelse og forbedre overlevelse etter operasjonen ved streng praksis og erfaring.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter å opplyse.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av National Institute of Health tilskudd (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 og R01DK129339), AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566), og ALA Innovation Project Award (IA-629694) (til PD).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 22 G catheter needle | Exel INT | 26741 | Thoracentesis |
| 24 G catheter needle | Exel INT | 26746 | Endotracheal intubation |
| 4-0 nylon suture | Covetrus | 29263 | Suturing of muscles and skin |
| 8-0 nylon suture | S&T | 3192 | Ligation of LAD |
| Anesthetic Vaporizers | Vet equip | VE-6047 | Anesthetic support |
| Animal physiology monitor | Fujifilm | VEVO 3100 | Monitor heart rate,respiration rate and body temperature |
| Betadine solution | PBS animal health | 11205 | Antispetic |
| Buprenorphine | Covetrus | 55175 | Analgesic |
| Disecting microscope | OMANO | OM2300S-V7 | Binocular |
| Electric razor | Wahl | 79300-1001M | Shaving |
| Electrode gel | Parker Laboratories | W60698L | Electrically conductive gel |
| Ethanol | Decon Laboratories | 22-032-601 | Disinfectant |
| Forceps | FST | 11065-07 | Stainless Steel |
| Gauze | Curity | CAR-6339-PK | Sterile |
| Heat lamp | Satco | S4998 | Post surgery care |
| Heating pad | Kent scientific | Surgi-M | Temperature control |
| Hot Bead sterilizer | Germinator 500 | 11503 | Sterilization of surgical instrument |
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | Anesthesia |
| Masson’s trichrome staining kit | Thermoscientific | 87019 | Measurement of cardiac Fibrosis |
| Micro Needle Holder | FST | 12500-12 | Stainless Steel |
| Micro scissors | FST | 15000-02 | Stainless Steel |
| Ophthalmic ointment | Dechra | Puralube Vet | Sterile occular lubricant |
| Scanning Gel | Parker Laboratories | Aquasonic 100 | Aqueous ultrasound transmission gel |
| Scissors | FST | 14060-11 | Stainless Steel |
| Small Animal Laryngoscope | Penn-Century | Model LS-2-M | Illuminating the oropharynx |
| Small animal ventilator | Harvard apparatus | 557058 | Ventilator support |
| Surgical light | Cole parmer | 41723 | Illuminator Width (in): 7 |
| Vevo 3100 preclinical imaging platform | Fujifilm | VEVO 3100 | Echocardiography |
| VevoLAB software | Fujifilm | VevoLAB 3.2.6 | Echocardiography data analysis |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254 (2021).
- Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
- Frangogiannis, N. G.
- Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
- Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131 (2021).
- Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
- Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
- Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591 (2019).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100 (2010).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).
- Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
- Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
- Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814 (2016).
- Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
- Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286 (2017).
- Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
- Leuschner, F., et al.
- Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
- Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042 (2021).
