Summary
Die partielle Ligatur des Ischiasnervs induziert lang anhaltende chronische neuropathische Schmerzen, die durch übertriebene Reaktionen auf thermische und mechanische Reize gekennzeichnet sind. Dieses Mausmodell für neuropathische Schmerzen wird häufig verwendet, um innovative Therapien zur Schmerzbehandlung zu untersuchen. Dieser Artikel beschreibt detailliert das chirurgische Verfahren zur Verbesserung der Standardisierung und Reproduzierbarkeit.
Abstract
Die Behandlung chronischer Schmerzen ist bis heute eine Herausforderung, und die derzeitigen Behandlungen sind mit Nebenwirkungen wie Toleranz und Sucht verbunden. Chronische neuropathische Schmerzen resultieren aus Läsionen oder Erkrankungen des somatosensorischen Systems. Um mögliche Therapien mit reduzierten Nebenwirkungen zu untersuchen, sind Tierschmerzmodelle der Goldstandard in präklinischen Studien. Daher sind gut charakterisierte und gut beschriebene Modelle entscheidend für die Entwicklung und Validierung innovativer Therapien.
Die partielle Ligatur des Ischiasnervs (pSNL) ist ein Verfahren, das chronische neuropathische Schmerzen bei Mäusen induziert, die durch mechanische und thermische Überempfindlichkeit, anhaltende Schmerzen und Veränderungen der Extremitätentemperatur gekennzeichnet sind. pSNL ist ein vorteilhaftes Modell zur Untersuchung neuropathischer Schmerzen, da es viele Symptome reproduziert, die bei Menschen mit neuropathischen Schmerzen beobachtet werden. Darüber hinaus ist der chirurgische Eingriff relativ schnell und unkompliziert durchzuführen. Die einseitige pSNL einer Extremität ermöglicht den Vergleich zwischen den ipsilateralen und kontralateralen Pfoten sowie die Bewertung der zentralen Sensibilisierung.
Um eine chronische neuropathische Überempfindlichkeit zu induzieren, wird ein nicht resorbierbarer 9-0-Nylonfaden verwendet, um das dorsale Drittel des Ischiasnervs zu ligieren. Dieser Artikel beschreibt den chirurgischen Eingriff und charakterisiert die Entwicklung chronischer neuropathischer Schmerzen durch mehrere häufig verwendete Verhaltenstests. Da derzeit eine Vielzahl innovativer Therapien zur Behandlung chronischer Schmerzen untersucht wird, bietet dieser Artikel entscheidende Konzepte für die Standardisierung und eine genaue Beschreibung von Operationen, die erforderlich sind, um neuropathische Schmerzen zu induzieren.
Introduction
Chronische Schmerzen sind ein bedeutendes Gesundheitsproblem auf der ganzen Welt und eines der teuersten Gesundheitsprobleme in den Vereinigten Staaten. Chronische Schmerzen werden besser behandelt, wenn sowohl pharmakologische als auch nicht-pharmakologische Modalitäten multidisziplinär eingesetzt werden1. Die Behandlung chronischer Schmerzen ist eine Herausforderung und behandelt die Schmerzen in einigen Fällen nicht angemessen2. Daher sind neue und komplementäre Methoden erforderlich, um die Behandlung chronischer Schmerzen zu verbessern, und Tiermodelle sind für die Erforschung innovativer Therapien von entscheidender Bedeutung.
Chronische neuropathische Schmerzen resultieren aus Läsionen oder Erkrankungen des somatosensorischen Systems, einschließlich Diabetes, Infektionen, Nervenkompressionen oder Autoimmunerkrankungen3. Neuropathische Schmerzen beruhen sowohl auf peripheren als auch auf zentralen Sensibilisierungsmechanismen und entstehen durch eine Läsion der Nerven. Dieser Schmerz kann sowohl durch Berührung als auch durch thermisch hervorgerufene Hyperalgesie und Allodynie, anhaltende Schmerzen und Temperaturänderungen der betroffenen Extremitätgekennzeichnet sein 4. Um die Mechanismen besser zu verstehen und neue Behandlungen voranzutreiben, wurden mehrere Modelle an Nagetieren entwickelt, um die Symptome und Ursachen neuropathischer Schmerzen nachzuahmen5. Zum Beispiel können neuropathische Schmerzen mit Chemotherapeutika-Injektionen, Spinalnervenligatur (SNL), chronischer Verengungsverletzung (CCI) des Ischiasnervs, pSNL, verschonten Nervenverletzungen, Ischiasnervendurchtrennung und Ischiasnerv-Trisektion6 induziert werden. Bemerkenswert ist, dass die Ligatur des Ischiasnervs mehrere Merkmale neuropathischer Schmerzen reproduziert, die beim Menschen beobachtet werden, wie z. B. mechanische und thermische Überempfindlichkeit oder Temperaturänderungen der betroffenen Extremität, die für das komplexe regionale Schmerzsyndrom (CRPS) charakteristisch sind7. Daher eignet sich dieses Modell gut für die Untersuchung von CRPS oder anderen Nervenverletzungen, die chronische neuropathische Schmerzen hervorrufen. Das Modell wurde erstmals 1990 von Seltzer entwickelt8 und wird häufig in Schmerzstudien verwendet, um neuartige analgetische Verbindungen zu untersuchen oder die kognitiven Auswirkungen chronischer Schmerzen zu bewerten 9,10,11,12,13. Das Modell weist eine hohe Reproduzierbarkeit auf, und die partielle Ligatur bewahrt Verhaltensreaktionen auf periphere Reize6.
Viele der derzeit verwendeten Modelle weisen Mängel auf, die bei pSNL nicht beobachtet wurden. Das CCI-Modell weist eine viel höhere Variabilität der Verletzungen zwischen den einzelnen Tieren auf, abhängig von der Enge des Konstriktors, und die Autotomie verändert die Hinterpfotenziffern, wodurch das Modell für die Verhaltensanalyse ungeeignet wird6. Das SNL-Modell ist eine weitaus kompliziertere und längere Operation, die nicht nur fortgeschrittene technische Fähigkeiten erfordert, sondern auch ein hohes Risiko für schwere motorische Defizite birgt3. Diese Unzulänglichkeiten sind im pSNL-Modell nicht zu sehen. Die einfache Reproduzierbarkeit, die kurze Dauer der Operation und das reduzierte Risiko für motorische Defizite postoperativ machen dieses Modell wertvoll für die Untersuchung peripherer neuropathischer Schmerzen 8,14. Nichtsdestotrotz kann das partielle Ligationsverfahren selbst zwischen den Experimentatoren variabel sein, was zu einer geringeren Konsistenz in der Anzahl der ligierten Nervenfasern führt. Daher ist die Darstellung der Details der Operation entscheidend, um die Reproduzierbarkeit zwischen den Studien zu erhöhen.
Um eine chronische Neuropathie zu induzieren, wird eine nicht resorbierbare 9-0-Nylonnaht verwendet, um ein Drittel der Breite des Ischiasnervs zu ligieren. Nach der Operation sind die Reaktionen auf thermische und mechanische Reize übertrieben, beginnend am Tag 1 postoperativ und dauern mehr als 50 Tage8. Hier wurden sowohl thermische als auch mechanische Empfindlichkeiten über 28 Tage mit Hargreaves-, Heizplatten- und von Frey-Filamenttests bewertet. Alle Verhaltenstests zeigten die Konsistenz der lang anhaltenden Überempfindlichkeit. Es wurde gezeigt, dass dieses Modell dosisabhängige Wirkungen sowohl von Morphin als auch von Ibuprofen hat, was bestätigt, dass es für präklinische Schmerzstudien gut geeignet ist. In diesem Artikel werden insbesondere die Anweisungen für ein einzigartiges handgefertigtes Glaswerkzeug beschrieben, das als "Nervenglashaken" bezeichnet wird. Dieses Werkzeug wird anstelle einer Pinzette verwendet, um den Nerv zu manipulieren und unbeabsichtigte zusätzliche Nervenverletzungen während der Operation zu verhindern.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der University of Arizona genehmigt und entsprechen den Richtlinien für die Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health (NIH-Veröffentlichung Nr. 80-23, 1966). Erregerfreie, erwachsene C57Bl6/J-Mäuse (Testgewicht: 22-28 g) wurden in Standard-Vivarium-Mauskäfigen (fünf Mäuse pro Käfig) in klimatisierten Räumen in einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus untergebracht und erhielten ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser. Alle Verhaltensexperimente wurden von Experimentatoren durchgeführt, die für die Behandlungsbedingungen blind waren.
1. Baseline: das Maß für die mechanische Empfindlichkeit
- Lassen Sie die Mäuse nach ihrer Ankunft 1 Woche lang in der Tiereinrichtung leben. Gewöhnen Sie die Tiere dann ≥7 Tage lang an den Umgang mit dem Experimentator.
- Gewöhnen Sie die Mäuse vor dem Test 1 Stunde lang an die von Frey-Testvorrichtung, indem Sie sie in durchsichtige Plexiglasboxen auf einem Drahtgeflecht im selben Raum wie den Testraum platzieren - vorzugsweise mit dem Experimentator, der während der Gewöhnung im Raum anwesend ist.
- Legen Sie die Basisschwelle für den Pfotenentzug über die "Up-and-Down"-Methode unter Verwendung von Frey-Filamenten fest, die in der ergänzenden Tabelle S1 beschrieben sind, beginnend mit dem 3,61 (3,9 mN) Filament.
- Messen Sie die Rückzugsreaktion auf das Sondieren der mittelplantaren Hinterpfote mit einer Reihe von kalibrierten feinen (von Frey) Monofilamenten. Tragen Sie jedes Filament einmal senkrecht auf die Plantarfläche der ipsilateralen pSNL-Hinterpfote der Tiere auf, die in hängenden Maschendrahtkäfigen gehalten werden. Bewerten Sie die mechanische Empfindlichkeit mit der "Up-and-Down"-Methode15: Bestimmen Sie die Entzugsschwelle, indem Sie die Reizstärke entsprechend der Größe des Filaments sequentiell erhöhen oder verringern. Tragen Sie jedes Filament nacheinander einmal auf.
ANMERKUNG: Der Versuchsleiter darf keine Fußballen stimulieren, um konsistente Ergebnisse zwischen den Tieren zu erzielen. - Wenn das Tier beispielsweise nicht auf das 3,61-Filament reagiert, verwenden Sie das dickere 4,08-Filament (9,8 mN) (eine Reaktion wird visuell als Rückzug, Schütteln oder Lecken der betroffenen Pfote vermerkt); Wenn das Tier zum ersten Mal reagiert hat, verwenden Sie das dünnere 3,22 (1,6 mN) Filament. Verwenden Sie weiterhin entweder abnehmende oder zunehmend dicke Filamente, je nachdem, ob das Tier positive bzw. negative Folgereaktionen hatte. Geben Sie negative und positive Antworten in dem Datenblatt an, das in der ergänzenden Tabelle S1 enthalten ist. Testen Sie die gleiche Pfote 4x mit verschiedenen Filamenten nach der ersten positiven Reaktion.
- Messen Sie die Rückzugsreaktion auf das Sondieren der mittelplantaren Hinterpfote mit einer Reihe von kalibrierten feinen (von Frey) Monofilamenten. Tragen Sie jedes Filament einmal senkrecht auf die Plantarfläche der ipsilateralen pSNL-Hinterpfote der Tiere auf, die in hängenden Maschendrahtkäfigen gehalten werden. Bewerten Sie die mechanische Empfindlichkeit mit der "Up-and-Down"-Methode15: Bestimmen Sie die Entzugsschwelle, indem Sie die Reizstärke entsprechend der Größe des Filaments sequentiell erhöhen oder verringern. Tragen Sie jedes Filament nacheinander einmal auf.
2. Baseline: das Maß der thermischen Empfindlichkeit unter Verwendung des Hargreaves-Tests
- Lassen Sie die Mäuse nach ihrer Ankunft 1 Woche lang in der Tiereinrichtung leben. Gewöhnen Sie die Tiere dann ≥7 Tage lang an den Umgang mit dem Experimentator.
- Gewöhnen Sie die Mäuse vor dem Test 1 Stunde lang an das Hargreaves-Testgerät, indem Sie sie in durchsichtige Plexiglasboxen im selben Raum wie den Testraum legen - vorzugsweise mit dem Experimentator, der während der Gewöhnung im Raum anwesend ist.
HINWEIS: Der Hargreaves-Test erfordert, dass das Tier einige Sekunden lang still steht. Bei Mäusen ist die Gewöhnung der Schlüssel zu einem erfolgreichen Experiment. Wenn die Mäuse also nach 1 Stunde Gewöhnung sehr aktiv bleiben, lassen Sie sie bei Bedarf länger akklimatisieren.- Bestimmen Sie die Pfotenentzugslatenzen, wie von Hargreaves et al.16 beschrieben. Akklimatisieren Sie die Mäuse in Plexiglasgehäusen auf einer durchsichtigen Plexiglasplatte.
- Fokussieren Sie eine Strahlungswärmequelle (hochintensive Projektorlampe) auf die Plantarfläche der Hinterpfote ipsilateral zum pSNL. Passen Sie die Intensität der Wärmequelle an, um eine Basislinie der Pfotenentnahmelatenz von ca. 10 s zu erhalten. Halten Sie dann die Intensität für den Rest des Experiments konstant.
- Warten Sie, bis ein Bewegungsmelder den Reiz und den Timer automatisch stoppt, wenn die Pfote zurückgezogen wird. Verwenden Sie einen maximalen Cutoff von 33,5 s, um Gewebeschäden zu vermeiden.
HINWEIS: Der Cut-off wurde auf der Grundlage früherer Experimente und Artikel bestimmt, um zusätzliche Hautschäden zu vermeiden11,17,18. Bei der in dieser Studie verwendeten Intensität ist 33,5 der Cut-off, was einer Reizintensität von 30 (50 W) unter Verwendung des Hargreaves-Apparats entspricht. Das beobachtete Verhalten ist ein Reflexverhalten, kein freiwilliges. - Legen Sie die Basislatenzen für den Pfotenentzug fest, indem Sie den Hargreaves-Apparat verwenden und auf die Plantaroberfläche der ipsilateralen pSNL-Hinterpfote zielen. Starten Sie die thermische Stimulation und zeichnen Sie die Auszahlungslatenz auf. Um die Temperatur des Hitzereizes nicht zu beeinflussen, reinigen Sie den Urin während der Versuche.
3. Baseline: das Maß der thermischen Empfindlichkeit unter Verwendung des Heizplattentests
- Gewöhnen Sie die Tiere vor dem Test für 1 Stunde an den Versuchsraum.
HINWEIS: Da die Raumtemperatur wichtig ist und das Ansprechen auf den Heizplattentest beeinflussen kann, stellen Sie sicher, dass die Temperatur des Raums während der Gewöhnungszeit und während des Testzeitraums konstant bei etwa 22 °C liegt. - Stellen Sie die Kochplatte auf 52 °C ein, da diese Temperatur nachweislich im Idealfall eine aversive thermische Reaktion hervorruft19.
- Legen Sie das Tier in die Testkammer und starten Sie einen Chronometer.
- Achten Sie auf nozifensive Verhaltensweisen (z. B. Pfotenentzug, Lecken, Zittern). Da die pSNL-Operation die Hinterbeine betrifft, ignorieren Sie alle Verhaltensweisen, die in den Vorderbeinen beobachtet werden (insbesondere das Lecken der Vorderbeine).
- Stoppen Sie den Chronometer, sobald ein nozifensives Verhalten beobachtet wird.
- Entfernen Sie das Tier aus der Kammer und notieren Sie die Latenz für dieses Verhalten.
HINWEIS: Entfernen Sie die Tiere nach maximal 30 s aus der Kammer, um Gewebeschäden zu vermeiden. Darüber hinaus ist es wichtig zu beachten, dass es sich bei dem beobachteten Verhalten um ein Reflexverhalten handelt, nicht um ein freiwilliges. - Reinigen Sie die Testkammer mit 70% Ethanol zwischen den Tieren, um die Auswirkungen von Gerüchen auf das Verhalten zu reduzieren. Um eine Beeinflussung der Temperatur des Hitzereizes zu vermeiden, reinigen Sie den Apparat von jeglichem Urin zwischen jedem getesteten Tier.
- Um die Ergebnisse zu bestätigen, nehmen Sie während des Tests Videos der Tiere in der Heizplattenkammer auf, um sie nach dem Testen der Tiere zu überprüfen.
HINWEIS: Durch die Verwendung von Videoüberprüfungen zur Quantifizierung von Latenzen kann der Experimentator den Test wiederholt beobachten und nozifensive Verhaltensweisen, die während der Echtzeitbeobachtung möglicherweise übersehen wurden, genau analysieren.
4. Präoperative Vorbereitung
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass saubere Käfige zur Verfügung stehen, um die Mäuse nach der Operation zu bergen. Reinigen Sie den Operationsbereich mit 70 % Ethanol, desinfizieren Sie die Hände mit 70 % Ethanol, verwenden Sie sterile Handschuhe, tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA) (Laborkittel, Haarnetz, Überschuhe) und üben Sie während der gesamten Operation sterile Techniken.
- Bereiten Sie die Werkzeuge (Ergänzende Abbildung S1) und zusätzliche Ressourcen (Gaze) für die Chirurgie vor, indem Sie sie vorher autoklavieren.
- Induzieren Sie eine Anästhesie mit flüchtigem Isofluran und passen Sie sie nach Bedarf an, um eine chirurgische Ebene zu erhalten. Stellen Sie sicher, dass der Sauerstoff eine angemessene Durchflussrate hat.
- Um sicherzustellen, dass das Tier betäubt ist, kneifen Sie die Zehen einer Hinterpfote mit einer Pinzette zusammen, um sicherzustellen, dass kein Pfotenreflex vorhanden ist, und überprüfen Sie den Hornhautblinzelreflex, bevor Sie eine befeuchtende Augensalbe auftragen.
HINWEIS: Analgetika können in dieser Studie nicht angeboten werden, da sie den zu analysierenden Schmerzpfad verändern oder sogar das gemessene Verhalten gemäß den Schmerzforschungszielen20,21,22 neutralisieren und ungültig machen können. - Wenn Sie sich entschieden haben, auf welcher Seite die Operation durchgeführt werden soll (links ist hier gezeigt), rasieren Sie das Hinterbein des Tieres um die Oberschenkelregion, nach unten zur Patella, nach oben zur Hüfte und über den Femur. 3x mit Chlorhexidin in eine Richtung mit drei separaten Gazen abwischen, abwechselnd mit warmer steriler Kochsalzlösung.
HINWEIS: Stellen Sie in Zukunft sicher, dass die Operation bei jedem Tier auf derselben Seite durchgeführt wird, um die Konsistenz zu erhalten. - Schieben Sie das Bein durch einen Schlitz aus einem 10 cm x 10 cm großen sterilen Tuch, um ein steriles Feld um das Bein Ihrer Wahl zu schaffen.
5. Chirurgischer Eingriff
- Machen Sie mit einer feinen chirurgischen Schere (Ergänzende Abbildung S1F) einen kleinen 2-mm-Schnitt der Haut in der Mittellinie der seitlichen Seite des Oberschenkels. Schieben Sie die Schere in kreisenden Bewegungen unter die Haut, um die Faszie zu durchbrechen und einen Freiraum zu schaffen, der den Schnittraum vergrößert.
- Mit einer Bindezange (Ergänzende Abbildung S1H) einen scharfen Schnitt senkrecht in einem 90°-Winkel in die Oberschenkelmuskulatur mit einer Tiefe von 1 cm machen.
- Führen Sie die feine kleine Schere (Ergänzungsfigur S1G) ebenfalls im 90°-Winkel in denselben Schnitt ein und spreizen Sie sie sanft auf, um die Muskeln zu trennen. Tun Sie dies so lange, bis der Ischiasnerv sichtbar ist.
- Lokalisieren Sie den Ischiasnerv, der glänzend und dünn erscheinen kann und parallel zum vertikalen Oberschenkel in Richtung Hüfte bis Knie verläuft. Entfernen Sie die Schere und die Bindezange vom Körper, bevor Sie fortfahren.
- Verwenden Sie die extra feine Pinzette (Ergänzungsfigur S1D) und den Nervenglashaken (Ergänzungsfigur S1E), um den Nerv von unten zu isolieren. Befreien Sie den Nerv vorsichtig vom umgebenden Bindegewebe an einer Stelle in der Nähe des Trochanters des Femurs, der der Hüfte am nächsten und am weitesten vom Knie entfernt ist.
- Lassen Sie den Nerv auf dem Glasstab ruhen und achten Sie darauf, dass das Ende des Stabes verhindert, dass der Nerv abrollt.
- Platzieren Sie einen chirurgischen Knoten, um 1/3 der Breite des Ischiasnervs mit einer 9-0-Nylonnaht zu binden, bevor er sich in die gemeinsamen Peroneal-, Tibia- und Suralnervenästeteilt 3.
HINWEIS: Die Verzweigung tritt auf, wenn der Ischiasnerv das Knie hinunter verläuft, weg von der Hüfte. Da diese drei Äste des Nervs drei verschiedene Innervationen haben, ist es unbedingt erforderlich, den chirurgischen Knoten vor der Verzweigung zu platzieren, um bei allen Tieroperationen die gleichen Nervendefizite zu gewährleisten. - Achten Sie darauf, die Fäden beim Festziehen der Fäden nahe am Knoten zu halten, um nicht mit übermäßiger Kraft am Nerv zu ziehen, um ein Abrutschen des Nervs vom Glasstab zu vermeiden und weitere Dehnungsverletzungen zu vermeiden.
- Ziehen Sie den Nerv vorsichtig vom Glasstab ab, sobald der Knoten vollständig ist, und stecken Sie ihn wieder an die ursprüngliche Stelle auf Höhe unter den getrennten Muskeln.
- Nähen Sie den Muskelschnitt mit einer resorbierbaren polyglykolischen 5-0-Naht. Nähen Sie die Haut separat mit einer nicht resorbierbaren Polypropylen 6-0-Naht.
- Notieren Sie die Operations- und Anästhesiestoppzeit. Lassen Sie die Maus allein in einem Bergungskäfig aufwachen, bevor Sie sie in einen neuen, sauberen Käfig zurückbringen.
HINWEIS: Kneifen Sie während der gesamten Operation die Zehen des Tieres, um eine ausreichende Aufrechterhaltung der Anästhesie zu bestätigen und seine Atmung und körperliche Durchblutung (rot, rosa, blass) zu überwachen. Wenn die Atmung erheblich reduziert ist oder das Tier blass erscheint, sollten Sie den Anästhesiefluss reduzieren oder den Sauerstofffluss erhöhen und eine mit Kochsalzlösung gefüllte Spritze bereithalten, um sie subkutan zu injizieren, um das Tier zu rehydrieren. Zu jeder Zeit sollte das Tier eine Wärmequelle darunter haben, um die Körperwärme aufrechtzuerhalten.
6. Scheinoperationen bei Kontrolltieren
- Befolgen Sie die Schritte 5.1-5.11 des chirurgischen Eingriffs. Schließen Sie die Schritte 5.4 bis 5.9 aus.
7. Postoperative Verhaltenstests
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Experimentator für jede Behandlung blind ist. Chronische neuropathische Schmerzen entwickeln sich über 2 Wochen nach der Operation, danach können Verhaltenstests nach Verabreichung von Verbindungen von Interesse durchgeführt werden.
- Verwenden Sie den von Frey-, Hargreaves- oder Heizplattentest, um sowohl die thermische als auch die mechanische Überempfindlichkeit und ihre mögliche Umkehrung zu bewerten.
- Entfernen Sie jedes Tier aus der Studie, wenn es die vom Institutional Animal Care and Use Committee beschriebenen Endpunktkriterien erfüllt.
- Euthanasieren Sie die Tiere nach den Verfahren, die vom institutionellen Tierpflege- und Verwendungsausschuss am Ende der Verhaltenstests beschrieben werden.
8. Datenanalyse
- von Frey:
- Analysieren Sie die Daten mit der nichtparametrischen Methode von Dixon, wie von Chaplan und Kollegen23 beschrieben, und drücken Sie die Daten als mittlere Auszahlungsschwelle aus.
- Wählen Sie auf der Hauptseite der referenzierten Software (siehe Materialtabelle) alle Filamente aus, die für die Studie verwendet wurden (2.44, 2.83, 3.22, 3.61, 4.08, 4.31 und 4.56). Wählen Sie im Gruppenfenster das Filament aus, das der letzten Simulation entspricht. Geben Sie im leeren Feld die positiven (X ) und negativen ( o) Antworten an. Notieren Sie sich die gemeldeten Schwellenwerte im Feld links neben dem beobachteten Antwortmuster.
ANMERKUNG: Ein Beispiel für Muster und Quantifizierung ist in der ergänzenden Abbildung S2 dargestellt.
- Wählen Sie auf der Hauptseite der referenzierten Software (siehe Materialtabelle) alle Filamente aus, die für die Studie verwendet wurden (2.44, 2.83, 3.22, 3.61, 4.08, 4.31 und 4.56). Wählen Sie im Gruppenfenster das Filament aus, das der letzten Simulation entspricht. Geben Sie im leeren Feld die positiven (X ) und negativen ( o) Antworten an. Notieren Sie sich die gemeldeten Schwellenwerte im Feld links neben dem beobachteten Antwortmuster.
- Analysieren Sie die Daten mit der nichtparametrischen Methode von Dixon, wie von Chaplan und Kollegen23 beschrieben, und drücken Sie die Daten als mittlere Auszahlungsschwelle aus.
- Hargreaves und Kochplatte:
- Melden Sie die Latenzen in einer Tabelle für weitere statistische Analysen.
- Zeichnen Sie die Ergebnisse als Mittelwert der Sensitivitäten (Schwellenwerte oder Latenzen) als Funktion der Zeit auf.
9. Anleitung zur Herstellung des Nervenglashakens
HINWEIS: Üben Sie während dieses Prozesses den Brandschutz. Tragen Sie bei Bedarf einen geeigneten Schutz, z. B. hitzebeständige Handschuhe oder Brillen.
- Schalten Sie den Bunsenbrenner ein.
- Halten Sie ein Ende des Glasstabs (A) mit einer Hand an das Feuer. Wenn dieser Glasstab schmilzt, verwenden Sie einen anderen Glasstab (B) in der anderen Hand, um das schmelzende Glas an Stab A zu führen und zu ziehen. Nehmen Sie den Glasstab A vom Feuer und lassen Sie das Ende des geschmolzenen Teils auf natürliche Weise nach innen rollen, um eine kleine Kugelform zu bilden. Verwenden Sie den Glasstab B, um diese Form zu führen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Chronische neuropathische Schmerzen wurden durch partielle Ligatur des Ischiasnervs von männlichen C57Bl6/J-Mäusen induziert (Abbildung 1A). Die mechanische Empfindlichkeit wurde mit Hilfe von Frey-Filamenten und der "Up-and-Down"-Methode bewertet. Die thermische Empfindlichkeit gegenüber Hitze wurde mit Hilfe der Hargreaves- und Heizplattentests bewertet. Alle Daten wurden mit einer Zwei-Wege-ANOVA mit wiederholten Messungen mit Geisser-Greenhouse-Korrektur analysiert, um die Wirkung einer pSNL-Operation auf Scheintiere im Laufe der Zeit oder die Auswirkungen verschiedener Dosen von Morphin und Ibuprofen zu vergleichen.
Mäuse, die sich einer pSNL-Operation unterzogen, zeigten im Vergleich zu Scheintieren über 28 Tage niedrigere Schwellenwerte für mechanische Reize (Abbildung 1B). Ähnliche Ergebnisse wurden bei der Bewertung der thermischen Überempfindlichkeit erzielt; Die Pfotenentzugslatenzen nach Exposition gegenüber Strahlungswärmereiz waren bei pSNL-Tieren erhöht (Abbildung 1C), ebenso wie die Entzugslatenzen, wenn die Tiere auf eine 52 °C-Platte gelegt wurden (Abbildung 1D).
Nach der Etablierung chronischer neuropathischer Schmerzen, 14 Tage nach der Operation, untersuchten wir die antinozizeptiven Wirkungen verschiedener Dosen von Morphin oder Ibuprofen. Mäusen wurde intraperitoneal entweder Kochsalzlösung oder zwei verschiedene Dosen Morphin (1 und 5 mg/kg) injiziert. Beide Morphin-injizierten Gruppen zeigten eine Umkehrung der pSNL-induzierten Überempfindlichkeit, die von 1 (1 mg/kg) bis 2 h (5 mg/kg) anhielt (Abbildung 2A). Die mechanische Überempfindlichkeit kehrte 4 Stunden nach der Injektion von Morphin zum Ausgangswert zurück. Wenn den Mäusen zwei verschiedene Dosen Ibuprofen (10 und 30 mg/kg) intraperitoneal verabreicht wurden, zeigten die Ergebnisse eine verringerte mechanische Überempfindlichkeit im Vergleich zu Mäusen, denen Kochsalzlösung injiziert wurde (Abbildung 2B). Die antinozizeptive Wirkung von Ibuprofen hielt bis zu 2 Stunden an. Insgesamt zeigten die Ergebnisse, dass die pSNL-Operation lang anhaltende chronische neuropathische Schmerzen induziert. Darüber hinaus konnten wir zeigen, dass dieses Modell empfindlich auf unterschiedliche Dosen von Analgetika reagiert.
Abbildung 1: Lang anhaltende thermische und mechanische Überempfindlichkeit bei Mäusen aufgrund einer partiellen Ligatur des Ischiasnervs. Die thermische Empfindlichkeit gegenüber Hitze (Hargreaves- und Heizplattentest) und die mechanische Empfindlichkeit gegenüber von-Frey-Filamenten wurden bewertet, um die Induktion und Persistenz von Überempfindlichkeit in einem Modell für chronische neuropathische Schmerzen (pSNL) zu untersuchen. Die Ausgangswerte wurden vor der Ligatur des Ischiasnervs gemessen, und die Überempfindlichkeit wurde über 28 Tage nach der Operation bewertet. (A) Die Abbildung stellt die partielle Ligatur des Ischiasnervs dar. (B) Die mechanischen Entzugsschwellen wurden zu jedem Zeitpunkt zwischen Schein- und pSNL-Mäusen verglichen. Wiederholte Messungen der Zwei-Wege-ANOVA mit Geisser-Treibhaus-Korrektur zeigten einen signifikanten Effekt der pSNL (F(1, 10) = 222,3, p < 0,0001, n = 5-7 pro Bedingung). Sidaks Mehrfachvergleichstest zeigte einen signifikanten Anstieg der Überempfindlichkeit zwischen Tag 1 und 28 (p < 0,05). (C) Die thermischen Entzugslatenzen, gemessen mit dem Hargreaves-Test, wurden zwischen Schein- und pSNL-Mäusen verglichen. Wiederholte Messungen der Zwei-Wege-ANOVA mit Geisser-Treibhaus-Korrektur zeigten einen signifikanten Effekt der pSNL (F(1 , 8) = 113,8; p < 0,0001, n = 4-6 pro Bedingung). Sidaks Mehrfachvergleichstest zeigte einen signifikanten Anstieg der Überempfindlichkeit an den Tagen 2 und 14 (p < 0,05). (D) Die thermischen Entzugslatenzen, gemessen durch den Heizplattentest, wurden zwischen Schein- und pSNL-Mäusen verglichen. Die gewöhnliche Zwei-Wege-ANOVA zeigte einen signifikanten Effekt der pSNL (F(1, 32) = 19,10, p = 0,0001, n = 4-6 pro Bedingung). Sidaks Mehrfachvergleichstest zeigte eine signifikant erhöhte Hitzeempfindlichkeit 4 Wochen nach der pSNL-Operation (p = 0,0026). Die Daten werden als Mittelwert ± S.E.M. dargestellt. Abkürzungen: pSNL = partielle Ligatur des Ischiasnervs; BL = Basislinie. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Dosisabhängige Umkehrung der pSNL-induzierten mechanischen Überempfindlichkeit durch intraperitoneale Injektion von Morphin oder Ibuprofen. Die mechanische Überempfindlichkeit (unter Verwendung von Frey-Filamenten) wurde untersucht, um die potenziellen antinozizeptiven Wirkungen von Morphin oder Ibuprofen in einem Mausmodell für pSNL zu untersuchen. Ausgangswerte (prä-pSNL) wurden vor der Ligatur des Ischiasnervs erfasst. Nach der Etablierung chronischer neuropathischer Schmerzen wurden die Tiere an Tag 14 ein zweites Mal zu einem Ausgangswert behandelt, um eine pSNL-induzierte Überempfindlichkeit (Post-pSNL) sicherzustellen. Dann wurden zwei Dosen entweder Morphin (1/5 mg/kg) oder Ibuprofen (10/30 mg/kg) intraperitoneal injiziert. Eine mögliche Umkehrung der mechanischen Überempfindlichkeit wurde über 4 Stunden nach den Injektionen beurteilt. (A) Die mechanischen Entzugsschwellen wurden zwischen dem salzhaltigen Zustand und den beiden Morphindosen verglichen. Wiederholte Messungen der Zwei-Wege-ANOVA mit Geisser-Greenhouse-Korrektur zeigten einen signifikanten Effekt von 1 mg/kg Morphin (F(1, 11) = 11,16, p = 0,0066, n = 6-7 pro Bedingung) und einen signifikanten Effekt von 5 mg/kg Morphin (F(1, 10) = 21,78, p = 0,0009, n = 6 pro Bedingung). Sidaks Mehrfachvergleichstest zeigte eine signifikante Abnahme der mechanischen Überempfindlichkeit 1 h nach der Injektion für beide Dosen, aber nur einen signifikanten Effekt für die 5 mg/kg-Bedingung nach 2 h (*p < 0,05). (B) Die mechanischen Entzugsschwellen wurden zwischen dem salzhaltigen Zustand und den beiden Ibuprofen-Dosen verglichen. Wiederholte Messungen der Zwei-Wege-ANOVA mit Geisser-Treibhaus-Korrektur zeigten einen signifikanten Effekt von 10 mg/kg Iburofen (F(1, 11) = 7,788, p = 0,0176, n = 6-7 pro Bedingung) und einen signifikanten Effekt von 30 mg/kg Ibuprofen (F(1, 10) = 18,79, p = 0,0015, n = 6 pro Bedingung). Sidaks Mehrfachvergleichstest zeigte eine signifikante Abnahme der mechanischen Überempfindlichkeit 1 und 2 Stunden nach der Injektion für beide Dosen (*p < 0,05). Die Daten werden als Mittelwert ± S.E.M. dargestellt. Abkürzungen: pSNL = partielle Ligatur des Ischiasnervs; IP = intraperitoneal. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Ergänzende Abbildung S1: Chirurgische Instrumente. Die beiden Bilder veranschaulichen die verschiedenen Werkzeuge, die für die Operation verwendet werden. (A) Feiner Castroviejo-Nadelhalter; (B) Castroviejo-Nadelhalter; c) Micro-Adson-Pinzette; d) extrafeine Graefe-Pinzette; (E) Nervenglashaken; f) feine Schere (11,5 cm); g) feine Schere (9 cm); H) Bindezangen; (I) Iris-Pinzette. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Ergänzende Abbildung S2: Repräsentatives Muster der Pfotenentzugsreaktionen, gemessen mit dem von-Frey-Filamenttest. Für diesen Versuch reagierte die Maus nicht auf die ersten drei Stimulationen, sondern zog ihre Pfote bei der vierten Stimulation mit dem 4,56-Filament zurück. Nach positiver Reaktion (x) wurde ein dünneres Filament verwendet (4,31), gefolgt von Filamenten kleinerer Größe, bis die Maus nicht mehr auf ein anderes Filament (in diesem Fall 4,08) reagierte. Der Experimentator muss die Größe der Filamente nacheinander verringern, bis keine Reaktion mehr auftritt (o). Nach dem Ausbleiben der Reaktion verwendete der Experimentator ein dickeres Filament, bis er eine positive Antwort erhielt und seine Größe nach der positiven Reaktion verringerte (hier mit dem 4.31-Filament erhalten). Vier Stimuli wurden nach der ersten positiven Reaktion durchgeführt; Das chronologische Muster jeder Stimulation ist in Feld A mit roten Zahlen versehen. In diesem Fall wurden die Filamente 2,44 bis 3,22 nie verwendet, da das Tier mit dem 3,61-Filament keine positive Reaktion zeigte. (B) Das Antwortmuster wurde dann in der Allodynie-Software ausgefüllt und in der gleichen Reihenfolge gemeldet, in der die Filamente aufgetragen wurden (000xx0x0), in dem weiß hervorgehobenen Feld. Der resultierende Schwellenwert wurde dann von der Software berechnet (2,60839). Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Ergänzende Tabelle S1: Datenerhebungsblatt für die von-Frey-Prüfung. Diese Tabelle ermöglicht es den Experimentatoren, Reaktionsmuster bei der Verwendung von Von-Frey-Filamenten auszufüllen. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Die Behandlung chronischer Schmerzen erfordert oft eine langfristige Medikation, was die Schmerzbehandlung zu einer Herausforderung macht. Daher sind präklinische Modelle ein wesentliches Instrument, um den potenziellen Nutzen innovativer Therapien zu bewerten, die auf pharmakologischen oder nicht-pharmakologischen Ansätzen beruhen. Die zahlreichen Modelle chronischer neuropathischer Schmerzen bringen Herausforderungen mit sich, da die Variabilität der Operationstechniken zwischen verschiedenen Forschern zunimmt, was zu einer verringerten Reproduzierbarkeit führt. Daher ist es wichtig, die potenziellen antinozizeptiven Wirkungen neuer Therapien in mehreren Modellen zu charakterisieren, die gut charakterisiert und standardisiert sind.
Dieser Bericht zeigt, dass die partielle Ligatur des Ischiasnervs bei Mäusen mit relativ kostengünstigen Methoden zur Entwicklung lang anhaltender chronischer neuropathischer Schmerzen führt. pSNL übertreibt die Reaktionen auf thermische und mechanische Reize, und das Modell reagiert dosisabhängig auf die Verabreichung häufig verwendeter Analgetika. Daher scheint das pSNL-Modell ein geeignetes und empfindliches Modell zu sein, um den potenziellen Nutzen neuer Medikamente zu bewerten. Die Hauptmerkmale neuropathischer Schmerzen sind Hyperalgesie und Allodynie. Dieser Bericht zeigt, wie mechanische Allodynie und thermische Hyperalgesie betroffen sind. Mechanische Hyperalgesie wurde jedoch nicht gemessen. Es gibt eine große Grauzone der Überlappung zwischen Allodynie und Hyperalgesie. Beide Empfindungen fallen unter den Schirm der allgemeinen Überempfindlichkeit gegen einen sensorischen Reiz24. So kann die stimulierte Empfindung als eine andere Empfindung wahrgenommen werden, wie z.B. Hitze als kalter Schmerz oder Berührung als brennendes Gefühl. Daher sind Hyperalgesie und Allodynie oft schwer zu unterscheiden, insbesondere in Tierschmerzmodellen.
Das pSNL-Modell wurde in mehreren Studien zu chronischen Schmerzen verwendet, um die Wirkung von Analgetika, die zugrunde liegenden Mechanismen chronischer Schmerzen oder sogar die kognitiven Auswirkungen lang anhaltender neuropathischer Schmerzen zu bewerten. Die Persistenz der mechanischen Überempfindlichkeit bis zu 70 Tagen ermöglicht die Untersuchung der Langzeitwirkungen neuartiger Arzneimittel25. Wichtig ist, dass der optimale Zeitraum für Verhaltenstests die erste, zweite und dritte Woche nach der Operation umfasst, sobald chronische Schmerzen festgestellt wurden 8,11,26,27. Um die Wirksamkeit und Wirksamkeit eines Arzneimittels oder einer nicht-pharmakologischen Therapie zu bewerten, sollten je nach Versuchsaufbau Positivkontrollbehandlungen wie Morphin oder Ibuprofen in Betracht gezogen werden. Im Gegensatz zum Tail-Flick-Test wendet der Hot-Plate-Test einen Stimulus auf die Pfote an, der supraspinale Bahnen19 integriert. Der Heizplattentest wurde in neueren Studien häufig zur Charakterisierung der antinozizeptiven Eigenschaften von Arzneimitteln in Modellen chronischer neuropathischer Schmerzen verwendet 19,28,29,30,31,32,33.
Dieses Modell wurde verwendet, um neuartige nicht-opioide Behandlungen zu charakterisieren und einen neuen Schmerzweg zu identifizieren, an dem der Neurotensin-Rezeptor Typ 2beteiligt ist 11,13. Es wurde auch verwendet, um die Beteiligung von glycinergen Modulationen bei chronischen Schmerzenzu demonstrieren 12 und die Entwicklung neuer Therapien und Signalwege an der Schnittstelle von Schlaf und Schmerz10. Dennoch gibt es bis heute keine Artikel, die eine detaillierte Erklärung der Operation enthalten, die durch ein beschreibendes Video ergänzt wurde.
Eine häufige Kritik an der pSNL und ähnlichen Modellen ist die Zuverlässigkeit der Konsistenz des Grades der Schädigung, die durch die neuropathische Nervenverletzung bei Tieren verursacht wird6. Dieser Artikel beschreibt ein Verfahren zum manuellen Schmelzen und Formen eines Glasstabs, um einen speziellen Nervenglashaken herzustellen, um dieses Problem zu beheben. Die meisten Tieroperationen verwenden eine Pinzette, um feine Nerven oder Gefäße aufzunehmen. Das Nervenglashakenwerkzeug ermöglicht eine sicherere, weniger verletzungsanfällige Methode, um mit dem Nerv umzugehen. Obwohl der Zweck dieses Modells darin besteht, eine Nervenverletzung zu verursachen, ist es ratsam, zusätzliche Schäden am Nerv zu vermeiden, die nicht durch die Naht verursacht werden, die durch ein Drittel der Breite des Ischiasnervs gelegt wird. Der Nervenglashaken ist eine glatte, nicht beschädigende Oberfläche, auf der der Nerv ruhen kann. Darüber hinaus ermöglicht die Kugel / der Haken am Ende eine einfache Aufnahme und Stabilisierung. Darüber hinaus empfiehlt die oben beschriebene Technik (Protokollabschnitt 5.7), beim Nähen des Nervs die Fäden tief in der Körperhöhle zu halten, am nächsten an der Stelle, an der der Knoten erscheinen wird. Dies vermeidet ein Ziehen am Ende der Nähte und fördert die Spannung auf die Naht, die dem Nerv am nächsten liegt, wenn der Knoten gestrafft wird. Diese Technik verhindert zusätzliche Dehnungsverletzungen, wenn der Nerv versehentlich vom Nervenglashaken zur Außenseite des Hohlraums gezogen wird, während der Knoten fester gebunden wird. Ein weiterer Vorteil ist die Verwendung einer feinen Schere für den ersten Schnitt. Dies ermöglicht eine viel kleinere Schnittstelle und damit eine schnellere Heilung, im Gegensatz zu den größeren Schnitten mit Skalpellklingen.
Die in diesem Artikel beschriebenen Methoden weisen ebenfalls einige Einschränkungen auf. Die Entwicklung chronischer Schmerzen im pSNL-Modell wird durch das Geschlecht der Tiere beeinflusst34. Daher ist es wichtig, dass Forschungsstudien beide Geschlechter in ihre Analyse einbeziehen. Der Zweck dieses Berichts war es, sich auf einen chirurgischen Eingriff zu konzentrieren und nicht den sexuellen Dimorphismus des Schmerzmodells zu charakterisieren. Es ist erwähnenswert, dass die Messung der thermischen Empfindlichkeit bei Mäusen mit dem Hargreaves-Test eine Herausforderung darstellt. Die Tiere müssen einige Sekunden lang in einem kleinen Gehege still stehen, während der Reiz angewendet wird. Daher ist die Gewöhnung der Mäuse an das Plexiglasgehäuse ein Schlüsselfaktor für erfolgreiche Ergebnisse. Die Messung des evozierten Schmerzes erfordert auch eine sorgfältige Ausbildung der Experimentatoren. Es werden sowohl evozierte als auch spontane Verhaltenstests empfohlen, um die thermische und mechanische Empfindlichkeit sowie die Funktionalität der Extremität zu bewerten. Zusätzlich wurden in dieser Studie Morphin und Ibuprofen als Positivkontrollen für die antinozizeptive Wirkung verwendet. Diese beiden Medikamente wurden ausgewählt, da sie häufig als Positivkontrollen in mehreren Schmerzmodellen verwendet werden und einen besseren Vergleich zwischen den verschiedenen Modellen ermöglichen. Dennoch ist es wichtig zu erwähnen, dass Pregabalin und Gabapentin häufig zur Behandlung neuropathischer Schmerzen verschrieben werden, und Studien, die sich auf die neuropathische Schmerztherapie konzentrieren, sollten diese Medikamente als Positivkontrollen einschließen.
Dieser Bericht beschreibt mit Präzision eine Operation, die üblicherweise zur Untersuchung chronischer neuropathischer Schmerzen verwendet wird. Die Möglichkeit, dass Forscher und Auszubildende von einer visuellen Beschreibung dieses Mausmodells profitieren können, wird die Entwicklung von Forschungsprojekten erleichtern, die sich auf das Verständnis der Mechanismen chronischer Schmerzen oder auf die Charakterisierung innovativer Therapien konzentrieren. Darüber hinaus ist die Verwendung mehrerer Schmerzmodelle unerlässlich, um die Reproduzierbarkeit zu verbessern, und dieser Bericht wird die Implementierung des pSNL-Modells in neuen Labors erleichtern.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben keinen Interessenkonflikt zu melden. Keiner der Autoren des Manuskripts erhielt eine Vergütung, eine Erstattung oder ein Honorar in irgendeiner anderen Weise. Die Autoren sind nicht mit einem Anbieter oder Pharmaunternehmen verbunden, das mit dieser Studie in Verbindung steht.
Acknowledgments
Diese Forschung wurde vom National Center for Complementary and Integrative Health [R01AT009716, 2017] (M.M.I.), dem Comprehensive Chronic Pain and Addiction Center-University of Arizona (M.M.I.) und dem Medical Scientist Training Program (MSTP) an der University of Arizona, College of Medicine, Tucson, unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5/0, FS-2, 30" Undyed PGA Braided Polyglycolic Acid Synthetic Absorbable Suture | CP Medical | 421A | https://cpmedical.com/suturesearch/product/421a-visorb-50-fs-2-30/ |
| 6/0, P-1, 18" Blue Polypropylene Monofilament Non-Absorbable Suture | CP Medical | 8697P | https://cpmedical.com/suturesearch/product/8697p-polypro-60-p-1-18/ |
| 9/0 (0.3 metric) Nylon Black Monofilament Suture | Crestpoint Ophthalmics | MANI 1407 | https://crestpointophthalmics.com/mani-1407-suture-trape-spatula-nylon-black-mono-box-of-12.html |
| Allodynia Software | National Instruments, LabView 2015 | Quantification of mean withdrawal thresholds (Von Frey data) | |
| C57Bl6/J mice | The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME | 000664 | https://www.jax.org/strain/000664 |
| Castroviejo needle holder | Fine Science Tools | 12565-14 | https://www.finescience.com/en-US/Products/Wound-Closure/Needle-Holders/Castroviejo-Needle-Holder/12565-14 |
| Cold Hot Plate Test | Bioseb | BIO-CHP | https://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/563-cold-hot-plate-test.html |
| Elevated metal mesh stand for Von Frey | Bioseb | BIO-STD2-EVF | https://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1689-elevated-metal-mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up-to-2-pvf-cages.html |
| Extra fine Graefe forceps | Fine Science Tools | 11152-10 | https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-curved-medium-point-general-purpose-forceps/16100110 |
| Fine Castroviejo needle holder | Simovision/Geuder | 17565 | https://simovision.com/assets/Uploads/Brochure-Geuder-Ophthalmic-Surgical-Instruments-EN2.pdf |
| Fine scissors (11.5 cm) | Fine Science Tools | 14558-11 | https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-11 |
| Fine scissors (9 cm) | Fine Science Tools | 14558-09 | https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-09 |
| Iris forceps | Fine Science Tools | 11064-07 | https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Fine-Forceps/Iris-Forceps/11064-07 |
| Micro Adson forceps | Fine Science Tools | 392487 | https://www.fishersci.com/shop/products/micro-adson-tissue-forceps-1x2-teeth-german-steel/13820072#?keyword=adson%20forceps |
| Modular holder cages for rats and mice | Bioseb | BIO-PVF | https://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html |
| Moretti/Effetre #240 Light Cobalt Blue glass rods 4 mm | Ebay | N/A | https://www.ebay.com/itm/402389491328?hash=item5db0485e80:g:agYAAOS w9CtfnIVJ&amdata=enc %3AAQAHAAAAwCoqvgWRo NTe5Vq8PWOgfE4ygWeW4tL k81J1AFu%2Fkcbsk6pxYtJi6 digE5TL9SzlgMzYUMNDr%2B dku2%2B%2FEvB1qXqFmebE 020SGs9LPDXLL5w21un7jrM0 9xfWYvIzBYQYh6FRWyUJngC uuA9Bkjb9lxtZoYlg5y6PyFR2P 34xFk5xaNC5ib65M1%2Fr%2F 4w2Iw45QqsSyXH2cuUKRom0 AGBoBaIr%2BbJw1VnlMjGuc9dtx 4fbPbqoBNSWjj3RbZPOPTYS8Q %3D%3D%7Ctkp%3ABk9SR4q6- 6LfYA |
| Plantar Test for Thermal Stimulation - Hargreaves Apparatus | Ugo Basile | 37570 | https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation |
| Touch-Test Sensory Evaluators, Set of 20 Monofilaments | North Coast Medical | NC12775-99 | https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html |
| Tying forceps | Duckworth & Kent | 2-504ER8 | https://duckworth-and-kent.com/product/tying-forceps-9/ |
References
- Hassett, A. L., Gevirtz, R. N. Nonpharmacologic treatment for fibromyalgia: patient education, cognitive-behavioral therapy, relaxation techniques, and complementary and alternative medicine. Rheumatic Disease Clinics of North America. 35 (2), 393-407 (2009).
- Hylands-White, N., Duarte, R. V., Raphael, J. H. An overview of treatment approaches for chronic pain management. Rheumatology International. 37 (1), 29-42 (2017).
- Campbell, J. N., Meyer, R. A.
- Colloca, L., et al.
- Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
- Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and cons. International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
- Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
- Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43 (2), 205-218 (1990).
- Hasnie, F. S., Wallace, V. C., Hefner, K., Holmes, A., Rice, A. S. Mechanical and cold hypersensitivity in nerve-injured C57BL/6J mice is not associated with fear-avoidance-and depression-related behaviour. British Journal of Anaesthia. 98 (6), 816-822 (2007).
- Ito, H., et al. Suvorexant and mirtazapine improve chronic pain-related changes in parameters of sleep and voluntary physical performance in mice with sciatic nerve ligation. PLoS One. 17 (2), 0264386 (2022).
- Martin, L., et al. Conotoxin contulakin-G engages a neurotensin receptor 2/R-type calcium channel (Cav2.3) pathway to mediate spinal antinociception. Pain. 163 (9), 1751-1762 (2021).
- Peiser-Oliver, J. M., et al. Glycinergic modulation of pain in behavioral animal models. Frontiers in Pharmacology. 13, 860903 (2022).
- Ramiro, I. B. L., et al. Somatostatin venom analogs evolved by fish-hunting cone snails: From prey capture behavior to identifying drug leads. Science Advances. 8 (12), (2022).
- Chung, J. M. Encyclopedia of Pain. Schmidt, R. F., Willis, W. D. , Springer. Berlin Heidelberg. 1299-1300 (2007).
- Zahn, P. K., Brennan, T. J. Primary and secondary hyperalgesia in a rat model for human postoperative pain. Anesthesiology. 90 (3), 863-872 (1999).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
- Yeomans, D. C., Proudfit, H. K. Characterization of the foot withdrawal response to noxious radiant heat in the rat. Pain. 59 (1), 85-94 (1994).
- Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of thermal pain sensation in rats and mice using the Hargreaves test. Bio-Protocol. 7 (16), 2506 (2017).
- Hook, M. A., et al. The impact of morphine after a spinal cord injury. Behavioural brain research. 179 (2), 281-293 (2007).
- Loram, L. C., et al. Prior exposure to repeated morphine potentiates mechanical allodynia induced by peripheral inflammation and neuropathy. Brain, behavior, and immunity. 26 (8), 1256-1264 (2007).
- Green-Fulgham, S. M., et al. Oxycodone, fentanyl, and morphine amplify established neuropathic pain in male rats. Pain. 160 (11), 2634-2640 (2019).
- Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284 (2017).
- Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
- Jensen, T. S., Finnerup, N. B. Allodynia and hyperalgesia in neuropathic pain: clinical manifestations and mechanisms. Lancet Neurology. 13 (9), 924-935 (2014).
- Malmberg, A. B., Gilbert, H., McCabe, R. T., Basbaum, A. I. Powerful antinociceptive effects of the cone snail venom-derived subtype-selective NMDA receptor antagonists conantokins G and T. Pain. 101 (1-2), 109-116 (2003).
- Nakamura, Y., et al. Neuropathic pain in rats with a partial sciatic nerve ligation is alleviated by intravenous injection of monoclonal antibody to high mobility group box-1. PLoS One. 8 (8), 73640 (2013).
- Sherman, K., et al. Heterogeneity in patterns of pain development after nerve injury in rats and the influence of sex. Neurobiology of Pain. 10, 100069 (2021).
- Ba, X., et al. Cinobufacini protects against paclitaxel-induced peripheral neuropathic pain and suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation in rats. Biomedicine Pharmacotherapy. 108, 76-84 (2018).
- Hao, Y., et al. Huachansu suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation to prevent oxaliplatin-induced peripheral neuropathic pain in rats. Gene. 680, 43-50 (2019).
- Guo, J., et al. Effects of resveratrol in the signaling of neuropathic pain involving P2X3 in the dorsal root ganglion of rats. Acta Neurologica Belgica. 121 (2), 365-372 (2021).
- Ni, W., Zheng, X., Hu, L., Kong, C., Xu, Q. Preventing oxaliplatin-induced neuropathic pain: Using berberine to inhibit the activation of NF-kappaB and release of pro-inflammatory cytokines in dorsal root ganglions in rats. Experimental and Therapeutic Medicine. 21 (2), 135 (2021).
- Wang, J., et al. Selective activation of metabotropic glutamate receptor 7 blocks paclitaxel-induced acute neuropathic pain and suppresses spinal glial reactivity in rats. Psychopharmacology. 238 (1), 107-119 (2021).
- Sun, C., Wu, G., Zhang, Z., Cao, R., Cui, S. Protein tyrosine phosphatase receptor type D regulates neuropathic pain after nerve injury via the STING-IFN-I pathway. Frontiers in Molecular Neuroscience. 15, 859166 (2022).
- Coyle, D. E., Sehlhorst, C. S., Mascari, C. Female rats are more susceptible to the development of neuropathic pain using the partial sciatic nerve ligation (PSNL) model. Neuroscience Letters. 186 (2-3), 135-138 (1995).
