Summary
Непрерывная регистрация артериального давления позволяет исследовать влияние различных гемодинамических параметров. В этом отчете демонстрируется применение непрерывного мониторинга артериального давления на модели ишемического инсульта на крупных животных для определения патофизиологии инсульта, влияния различных гемодинамических факторов и оценки новых подходов к лечению.
Abstract
Контроль артериального давления, как с точки зрения абсолютных значений, так и с точки зрения его вариабельности, влияет на исходы у пациентов с ишемическим инсультом. Тем не менее, по-прежнему сложно определить механизмы, которые приводят к плохим результатам, или оценить меры, с помощью которых эти последствия могут быть смягчены из-за запретительных ограничений, присущих человеческим данным. В таких случаях животные модели могут быть использованы для проведения строгих и воспроизводимых оценок заболеваний. Здесь мы сообщаем о уточнении ранее описанной модели ишемического инсульта у кроликов, которая дополняется непрерывной регистрацией артериального давления для оценки влияния модуляции на артериальное давление. Под общим наркозом бедренные артерии обнажаются через хирургические разрезы для двустороннего размещения артериальных оболочек. При рентгеноскопической визуализации и дорожной карте микрокатетер продвигается в артерию заднего круга кровообращения головного мозга. Ангиограмма выполняется путем инъекции контралатеральной позвоночной артерии для подтверждения окклюзии целевой артерии. Когда окклюзионный катетер остается в нужном положении в течение фиксированного времени, артериальное давление непрерывно регистрируется, чтобы обеспечить плотное титрование манипуляций с артериальным давлением, будь то механическими или фармакологическими средствами. По завершении интервала окклюзии микрокатетер удаляют, и животное поддерживается под общим наркозом в течение предписанной длины реперфузии. Для острых исследований животное затем усыпляют и обезглавливают. Мозг собирают и обрабатывают для измерения объема инфаркта под световой микроскопией и дополнительно оценивают с помощью различных гистопатологических пятен или пространственного транскриптомного анализа. Этот протокол обеспечивает воспроизводимую модель, которая может быть использована для более тщательных доклинических исследований влияния параметров артериального давления во время ишемического инсульта. Это также способствует эффективной доклинической оценке новых нейропротекторных вмешательств, которые могут улучшить уход за пациентами с ишемическим инсультом.
Introduction
Ишемический инсульт (ИИ) является основной причиной смерти и длительной инвалидности во всем мире, и, по прогнозам, его распространенность будет увеличиваться по мере старения общества1. Несмотря на то, что были достигнуты значительные успехи в неотложных вмешательствах и стратегиях вторичной профилактики, дополнительные нейропротекторные методы лечения не последовали быстро 2,3,4,5,6,7. Необходимы дальнейшие исследования патобиологии инсульта, потому что механизмы, с помощью которых терапия может оказаться или не оказаться эффективной, плохо изучены. Во многом это связано с гетерогенным характером популяции пациентов с инсультом, многие из которых имеют многочисленные сопутствующие заболевания, затрудняющие анализ1. Одной из причин ограничений в исследованиях является отсутствие данных на тканевом уровне - золотой стандарт в биомедицинских исследованиях - из-за непомерно высокой заболеваемости забором тканей из центральной нервной системы человека. В частности, забор сосудистой ткани у живого человека может вызвать инсульт, поэтому сосудистая ткань обычно получается только при вскрытии, что недостаточно репрезентативно для населения в целом и склоняется к более позднему заболеванию у пожилых пациентов с сопутствующими диагнозами.
В таких случаях, когда не может быть использовано достаточное количество данных о человеке, животные модели могут восполнить пробелы в данных. Модели инсульта на крупных животных ограничены, так как большинство крупных животных, используемых в исследованиях, являются копытными, имеющими rete mirabile, который предотвращает прямой эндоваскулярный доступ к мозговым артериям 8,9,10,11,12,13,14,15,16,17 . Кролики имеют долгую историю использования для исследования сердечно-сосудистых заболеваний, включая внутричерепные патологии 8,9,10,11,12,13,14,15,16,17. Кролики представляют собой идеальную модель цереброваскулярных заболеваний, потому что они достаточно велики для эндоваскулярной катетеризации и не имеют rete mirabile, который исключает внутричерепной доступ у других крупных млекопитающих 9,15,16,17. Ранее они использовались специально для исследования ИИ путем точной и хорошо контролируемой окклюзии внутричерепной артерии с помощью микрокатетера18.
Контроль артериального давления (АД), как посредством модуляции абсолютного АД, так и вариабельности АД (АД), степени, в которой артериальное АД колеблется вокруг среднего АД, является новой потенциальной терапевтической мишенью для пациентов с ИИ после сообщений о худших исходах у пациентов с плохо контролируемым АД или АД 19,20,21,22 . Механистическое исследование того, как изменения приводят к плохим результатам у пациентов с ИИ, отсутствует. Отчасти это связано с трудностями в получении данных на тканевом уровне и проведении хорошо контролируемых анализов у людей. Для тестирования вмешательств, модулирующих АД или БПВ, необходимо использовать модели на животных для преодоления этих ограничений. В этом отчете описывается успешное сопряжение ранее проверенной модели ИИ у кроликов с использованием контролируемой окклюзии задней мозговой артерии в сочетании с непрерывным внутриартериальным измерением АД18. Представленный здесь метод улучшает предыдущие подходы к патофизиологии инсульта, применяя проверенную и воспроизводимую модель инсульта к системе, в которой может быть достигнуто точное измерение и контроль АД. В этой уточненной модели инфарктное бремя может быть оценено с помощью постпроцедурного гистопатологического окрашивания собранного мозга, которое также поддается различным окрашиваниям и более продвинутым анализам, таким как пространственная транскриптомика. Кроме того, закупоренная артерия заднего круга кровообращения также может быть выбрана для оценки для анализа заболеваемости после процедур выживания.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Этот протокол одобрен Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (Университет штата Юта, номер протокола IACUC 21-09021). Зрелые новозеландские белые кролики получают от коммерческих продавцов.
1. Приобретение животных
- Акклиматизация животных в течение необходимого времени после прибытия в соответствии с институциональным протоколом, социальное размещение животных в виварии со стандартными диетами чау-чау. Период акклиматизации в нашем учреждении составляет 2 недели.
2. Анестезия и мониторинг
- Индуцируют общую эндотрахеальную анестезию внутримышечной инъекцией бупренорфина (0,03 мг/кг) с последующей внутримышечной инъекцией кетамина (25-35 мг/кг) и ксилазина (3 мг/кг). Поддерживайте анестезию 1-5% изофлураном в кислороде, вводимом через эндотрахеальную трубку. Во время индукции используйте 100% FiO 2, а затем титруйте до самого низкого FiO 2, который поддерживает 100% SpO2.
ПРИМЕЧАНИЕ: Непрерывная анестезия необходима для предотвращения движения животного, так что инсульт будет единственным нарушением процесса индукции инсульта. Это также предотвращает скачки АД, которые могут возникнуть в результате возбуждения, которое может возникнуть из-за неадекватной анестезии. Последовательная оксигенация также важна для контроля для достижения сопоставимых инсультов. Все эти показатели учтены в репрезентативных результатах, описанных ниже. - Подтвердите достаточную глубину анестезии, применив вредные раздражители к пальцу ноги. Нанесите ветеринарную глазную мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость.
- Контролируйте насыщение кислородом с помощью пульсоксиметра, помещенного на ухо. Получите внутривенный доступ с помощью ангиокатетера в ушной вене. Убедитесь, что он закреплен швом или клейкой повязкой из прозрачной пленки. Чтобы смягчить спазм сосудов, поместите 0,25 дюйма трансдермального нитроглицерина на внутреннюю часть уха после индукции анестезии.
- Обеспечьте поддерживающие жидкости нормальным физиологическим раствором со скоростью 1 куб. см / кг / ч. Установите датчик температуры пищевода для контроля температуры тела. Поддерживайте нормотермию (33-37 °C) по мере необходимости с помощью согревающих одеял, подложенных под животное.
3. Хирургическая подготовка
- Поместите кролика в положение лежа на спине на операционном столе, совместимом с рентгеноскопией. Вытяните головку, так как она оптимизирует положение для последующих ангиографических изображений. Кролики имеют изысканно чувствительные артерии, склонные к спазму сосудов после инструментов.
- Удалите мех с обеих паховых областей с помощью электрических машинок для стрижки. Затем пальпируйте двусторонние импульсы бедренной артерии, чтобы подтвердить адекватный клиренс путем двусторонней обрезки. Подготовьте кожу скрабами из хлоргексидина и спирта, а затем задрапируйте кожу обычным стерильным способом.
- Вводят местную анестезию путем подкожного введения 2 мл 1% лидокаина в двусторонние паховые области. Сделайте хирургический разрез 5 см лезвием No 10 в месте, где был введен лидокаин. Используйте тупое рассечение, чтобы обнажить сосудисто-нервный пучок (рис. 1А). При необходимости расширьте разрез, чтобы адекватно обнажить артериальный сегмент, достаточно большой для доступа.
- При выделении сосудисто-нервного пучка капните несколько капель 1% лидокаина на артерию, чтобы предотвратить спазм сосудов. Аккуратно отделите артерию от вены и соседнего нерва с помощью щипцов. Идентифицируют артерию по характерному внешнему виду ее мышечной стенки по сравнению с тонкими стенками вены. Артерия будет иметь более светлую кровь, в то время как вена будет содержать более темную кровь.
4. Артериальный доступ
- После того, как артерия была изолирована, проведите под сосудом прямоугольные щипцы. Возьмитесь инструментом за две петли сосуда и осторожно проведите ими под артерией. Разместите по одному на верхнем и нижнем концах открытого сосуда.
- Подвергните артерию мягкому вытяжению, потянув за петли сосуда. На этом этапе осмотрите сосуд на наличие остаточной ткани и удалите его с помощью осторожного рассечения (рис. 1B). Это увеличивает шансы на успешный доступ.
- Для доступа используйте ангиокатетер 22 G. Слегка наденьте сам катетер на внутреннюю иглу, так как он часто прилипает, когда он полностью сидит, и может сместить устройство во время попыток доступа.
- После рассечения сосуда и подготовки ангиокатетера снова закапайте лидокаин на сосуд. Артерия будет заметно расширяться, что увеличивает шансы на успешный доступ и размещение оболочки с использованием техники Сельдингера.
- Мягко натяните нижнюю петлю сосуда, чтобы набухнуть артерию, уменьшив отток. Это также стабилизирует судно для попытки доступа. Медленно продвигайте иглу ангиокатетера в середину обнаженного артериального сегмента (рис. 1C). Когда в ангиокатетере и камере в его центре видна вспышка крови, направьте катетер над иглой в просвет артерии.
- Если попытка доступа не увенчалась успехом, добейтесь гемостаза, применив тягу к петле судна вверх по течению. Промойте ангиокатетер физиологическим раствором и замените его на вводную иглу для дополнительных попыток.
- Когда ангиокатетер успешно помещен в сосуд к его концентратору, проведите микропровод Cope через просвет ангиокатетера в аорту (рис. 1D). Снимите ангиокатетер с проволоки и замените его 5 французскими тонкими гидрофильными оболочками (рис. 1E).
- Подтвердите возврат артериальной крови через трубку бокового рычага, открыв трехходовой клапан. Промойте оболочку 0,9% физиологическим раствором и закройте клапан во время промывки.
- Закрепите ступицу ножен на прилегающей коже дополнительным шелковым швом 3-0. Повторите этот процесс для контралатеральной бедренной артерии. Для достижения более высокой эффективности два оператора могут одновременно работать, сосредотачиваясь на одной артерии каждый.
5. Шейно-мозговая ангиография и внутричерепной доступ
- При рентгеноскопической визуализации направьте 4 французских скользящих катетера на 0,035-дюймовую скользящую проволоку, вставленную через левую оболочку бедренной кости. Расположите наконечник скользящего катетера в проксимальном отделе левой позвоночной артерии. Извлеките проволоку и промойте катетер гепаринизированным 0,9% физиологическим раствором.
- Выполняйте ангиографию вручную, вводя йодированный контраст в левую позвоночную артерию под малым увеличением, чтобы визуализировать всю голову и шею (рис. 2А). Модулируйте инъекцию контрастного раствора, начиная с инъекции под низким давлением, которая нарастает, чтобы визуализировать всю сосудистую сеть.
ПРИМЕЧАНИЕ: Необходима достаточная инъекция для визуализации рефлюкса вниз по правой позвоночной артерии, так как это ангиографическое изображение будет использоваться для руководства дорожной картой для эффективного выбора правильной позвоночной артерии. Мягкая инъекция необходима, чтобы свести к минимуму спазм сосудов или более глубокие повреждения. Кроме того, чрезмерная сила или объем могут вызвать преходящие движения животного даже под глубокой анестезией. - Для инъекции в левый позвонок введите 50% контраст, разведенный в физиологическом растворе, с легким крещендо из шприца объемом 3 куб. См. Обычно достаточно ввести 1-2 куб. см разбавленного контраста. Определите адекватное количество инъекции, проверив рефлюкс вниз по правой позвоночной артерии и в правую подключичную артерию. Во время этой инъекции также обратите внимание на заднюю мозговую и верхнюю мозжечковые артерии, одна из которых будет мишенью для окклюзии микрокатетером.
- Подготовьте 2,4-дюймовый проточный микрокатетер с 0,010-дюймовым микропроводом. Сделайте С-образную форму на кончике микропровода. В соответствии с дорожной картой продвигайте микрокатетер внутри катетера с 4 французскими скольжениями через правую оболочку бедренной кости и по проводу в правую позвоночную артерию. Из-за склонности к катетер-индуцированному спазму сосудов минимизируйте время манипуляции с устройством и количество выполненных попыток катетера.
- Продвигают микрокатетер через шейный сегмент правой позвоночной артерии. Чтобы наилучшим образом пройти резкий поворот от сегмента V2 к сегменту V3, продвигайте микрокатетер в одиночку, пока микропровод находится проксимальнее его кончика. Сведение микропровода в этот момент часто вызывает выделение мелких боковых ветвей позвоночной артерии и может быть источником существенного спазма сосудов.
- После прохождения резкого поворота от V2 к V3 микрокатетер часто легко переходит к проксимальному отделу основной артерии. В этот момент продвигают микропровод и выбирают нужную заднюю мозговую или верхнюю мозжечковую артерию. Инъекции микрокатетера не рекомендуются, учитывая хрупкий характер внутричерепных артерий.
- Продвиньте микрокатетер по микропроводу в целевую артерию. Выберите проксимальное положение, так как оно обычно безопаснее всего в задней части для общения из-за его угла в начале. Более глубокое положение возможно в верхней мозжечковой артерии (рис. 2Б).
- Повторите ангиограмму, введя катетер левой позвоночной артерии с большим увеличением над головой, чтобы подтвердить окклюзию целевой артерии (рис. 2B-C). Для оптимальной визуализации введите контраст полной силы в шприц объемом 3 куб. см. Как правило, для адекватного помутнения всех внутричерепных артерий требуется не более 1 куб. см.
- Аккуратно извлеките микропровод из микрокатетера под рентгеноскопической визуализацией, чтобы подтвердить стабильное положение. Поместите запорный кран на ступицу микрокатетера и закройте запорный кран, чтобы предотвратить кровопотерю из-за ретроградного кровотока. Удалите катетер левого позвонка, чтобы освободить оболочку левого бедренного доступа.
- В течение последующего периода окклюзии получите прерывистые рентгеноскопические изображения, чтобы подтвердить стабильное положение окклюзионного микрокатетера. Результаты периодов окклюзии задней мозговой артерии в диапазоне от 60 до 240 минут были опубликованы ранее18.
6. Измерение и модуляция артериального давления
- В то время как один участок бедренного доступа используется для окклюзионного внутричерепного микрокатетера, используйте контралатеральную оболочку для измерения АД.
- Записывайте непрерывные показания артериального АД с помощью пьезорезистивного датчика 3 французских калибра, помещенного через оболочку бедренной кости и продвигаемого до тех пор, пока наконечник датчика не окажется в нижней грудной аорте. Подключите этот датчик к оборудованию для сбора данных и визуализируйте измеренное давление с помощью соответствующего программного обеспечения. Наблюдайте за АД в окне визуализации давления. Записи BP могут быть экспортированы в электронную таблицу для визуализации в статистическом программном обеспечении.
- В качестве альтернативы, если требуется механическое манипулирование АД с использованием баллонного катетера, вставьте 4-французский баллонный катетер Фогарти диаметром 5 мм через имеющуюся бедренную оболочку. Поместите баллон в подаренную аорту. Используйте внутренний просвет 0,025 дюйма для отслеживания давления, чтобы непрерывно контролировать АД перед баллоном, и диаметр 4 френча баллона для второй линии отслеживания АД, которая будет подключена к оболочке для непрерывного мониторинга АД ниже по течению от баллона.
7. Эвтаназия и забор тканей
- Удалить окклюзионный микрокатетер через 3 ч, а затем продолжить измерение артериального АД и модуляцию в течение дополнительного желаемого периода. Стандартный восстановительный период продолжительностью 3 ч используется для визуализации завершенного инфаркта при последующей гистологии.
- После завершения предписанного времени окклюзии и восстановления убедитесь, что животное находится в хирургической плоскости анестезии, и выполните эвтаназию (перфузионную фиксацию фосфатным буферным раствором с последующим обезглавливанием после подтверждения отсутствия сердечной деятельности). В качестве альтернативы выполняют перфузионную фиксацию путем инфузии перфузата через бедренную оболочку, а затем пересечения яремной вены, нижней полой вены или правого предсердия.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перфузия может быть предпочтительнее для некоторых посмертных анализов, поскольку раствор может повлиять на экспрессию генов или значения биомаркеров. Обе техники были успешно выполнены нашей группой. - При острых процедурах с немедленным забором мозга подтверждают эвтаназию и обезглавливают животное. Удаляйте кальварий по частям с помощью ронгеров, начиная с затылочного гребня и работая кпереди до тех пор, пока мозг не будет собран в целости и сохранности. Поместите мозг в формалин или раствор с оптимальной температурой резки и заморозьте, в зависимости от желаемого типа анализа тканей.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В первоначальных экспериментах с этой моделью наша группа успешно достигла желаемого результата окклюзии задней церебральной или верхней мозжечковой артерии у 12 из 14 животных (85,7%). Для эксперимента были изучены семь самцов и семь самок. Средняя масса животного составила 3,6 кг (± 0,46 кг). У двух животных, у которых не было достигнуто успеха, глубокий катетер-индуцированный вазоспазм препятствовал безопасному доступу к внутричерепному кровообращению. У одного кролика внутричерепной доступ не мог быть получен из-за окклюзионного вазоспазма, а у другого животного перфорация внутричерепной артерии произошла во время попытки катетеризации, что, вероятно, было связано с попыткой расположить микрокатетер слишком далеко дистально в задней мозговой артерии.
У всех животных мозг был успешно собран и подвергнут гистопатологическому анализу либо окрашиванием гематоксилином и эозином (H & E), либо 2% хлоридом трифенилтетразолия (TTC). В соответствии с ранее опубликованными результатами модели окклюзии, большие объемы инфаркта происходили с более длительной продолжительностью окклюзии, которые были успешно выполнены от 60 до 240 мин18. Изображения окрашивания H&E после 90 минут окклюзии и 120 минут реперфузии представлены на рисунке 3.
Исходные артериальные АД ниже нормотензии (систолическое АД 40-60 мм рт. ст.) отмечались у всех животных после индукции анестезии без использования вазопрессоров или надувания внутриаортального баллона. Частичное надувание баллона продемонстрировало немедленное увеличение систолического АД, при этом на рисунке 4 представлено отслеживание АД образца. Эта цифра включает в себя отслеживание на короткое время, чтобы визуализировать как почти мгновенные изменения после надувания внутриаортального баллона, так и изменения на протяжении каждого сердечного цикла.
Рисунок 1: Доступ к бедренной артерии . (А) Хирургическое облучение правого бедренного сосудисто-нервного пучка перед тупым расслоением. Белыми наконечниками стрелок обозначены медиальная и латеральная границы пучка, которые должны быть обнажены при рассечении. (B) После изоляции артерия набухает при капании раствора лидокаина и мягком вытяжении петли сосуда, расположенного ниже по течению. Сосуд можно очистить путем аккуратного рассечения ткани (черной стрелки) от адвентиции. (C) Поддерживая мягкое натяжение сосуда, ангиокатетер 22G продвигается в сосуд. Увидев вспышку крови в ангиокатетере (черная стрелка) и его камере, ангиокатетер осторожно продвигается в артерию. (D) Когда ангиокатетер продвигается в артерии к ее центру, провод Коупа продвигается в артерию через ангиокатетер. (E) После удаления ангиокатетера через микропровод Cope сосудистая оболочка (белый наконечник стрелки) продвигается вместе с ее внутренним интродьюсером по проволоке. Видно, как оболочка входит в артерию, стенку которой можно увидеть в месте артериотомии (белая стрелка). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Ангиографические изображения. (A) Изображение цифровой субтракционной ангиографии с малым увеличением во время инъекции проксимальной левой позвоночной артерии (белая стрелка) демонстрирует заполнение основной артерии (черная стрелка). Обратите внимание на рефлюкс обратно вниз по правой позвоночной артерии в подключичную артерию, который можно использовать в качестве дорожной карты для катетеризации. Черные наконечники стрел очерчивают ход правой верхней мозговой артерии, которая будет нацелена на окклюзию. Белые наконечники стрелок обозначают заднюю мозжечковую артерию, которая также может быть мишенью. (B) Точечное рентгеноскопическое изображение с большим увеличением демонстрирует микрокатетер в правой верхней мозжечковой артерии из правого позвоночного доступа. Белая стрелка указывает на рентгеноконтрастный маркер на кончике микрокатетера. (C) Цифровая субтракционная ангиография с большим увеличением во время инъекции в левую позвоночную артерию демонстрирует стойкое заполнение основной артерии (черная стрелка) во время прохождения через нее микрокатетера. За пределами средней правой верхней мозжечковой артерии, где кончик микрокатетера обозначен белым наконечником стрелки, не отмечается заполнения. Черная звездочка обозначает неперфузированную территорию ниже по течению от окклюзии в верхней мозжечковой артерии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Патологоанатомические изображения . (A) Фотография неповрежденного собранного мозга, показывающая поверхность мозга справа от животного. Обратите внимание на потемневший вид верхнего мозжечка, указывающий на петехиальное кровоизлияние в остро инфарктную ткань. Белые наконечники стрелок разграничивают границу инфаркта. (B) Длинноосевое Т2-взвешенное магнитно-резонансное изображение интактного мозга в формалине. Обратите внимание на повышенный сигнал в правом мозжечке (звездочка), соответствующий инфаркту, граница которого очерчена белыми наконечниками стрелок. (C) Изображения яркого поля серийных корональных срезов толщиной 1,5 мм после окрашивания гематоксилином и эозином (H & E) демонстрируют инфаркт правого мозжечка, край которого обозначен черными стрелками на нескольких срезах. Эти срезы были нарезаны из блоков заготовленного мозга кролика, разрезанного в корональной плоскости с матрицей разрезания. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Мониторинг АД. Измерение давления АД с помощью баллонного катетера Фогарти, расположенного в инфраренальной аорте. (A) Данные примерно за 1 час мониторинга АД демонстрируют изменения артериального давления в режиме реального времени с изменениями надувания баллона. (B) Краткосрочное отслеживание демонстрирует изменения давления на протяжении всего сердечного цикла. Кроме того, отмечаются небольшие, быстрые изменения из-за изменчивости дыхания, которая физиологически нормальна. Немедленное почти удвоение измеренного АД отмечается после надувания воздушного шара. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Существенный прогресс был достигнут в лечении ИС, особенно с учетом достижений в стратегиях неотложного вмешательства и вторичной профилактики. Тем не менее, можно проделать большую работу по улучшению ухода за пациентами с ИБ. Ограниченный прогресс в других аспектах лечения ИИ, особенно в области нейропротекции, вероятно, является результатом ограничений в патофизиологическом понимании механистических процессов на тканевом и молекулярном уровне. Впечатляющие данные от людей нереалистичны и, вероятно, невозможно получить. В таких обстоятельствах данные на тканевом уровне с животных моделей могут восполнить пробелы в знаниях и повлиять на значимые изменения.
Как подробно описано выше, кролики обеспечивают оптимальное сочетание размера, физиологии и анатомии для исследования цереброваскулярных патологий18. При отсутствии rete mirabile отсутствуют структурные барьеры для внутричерепных артерий. Кроме того, внутричерепные сосуды достаточно велики для размещения эндоваскулярных устройств, что неосуществимо в моделях грызунов. Данные из внутричерепных тканей могут быть проанализированы несколькими способами, будь то установленные гистопатологические и иммуногистохимические окрашивания или передовые методы, такие как образцы эндоваскулярной биопсии, проанализированные с помощью секвенирования одноклеточной РНК или пространственной транскриптомики интактных тканей 9,15,16,17,18. Этот отчетный протокол улучшает предыдущие сообщения о модели окклюзии кроликов, учитывая ее применение к нескольким артериям заднего кровообращения и акцент на практических шагах по смягчению вазоспазма или повреждения артерий18. Этот протокол также является улучшением существующих отчетов, учитывая осуществимые и воспроизводимые методы непрерывного мониторинга АД.
В то время как кролики представляют огромный потенциал для прогресса в патобиологическом понимании цереброваскулярных заболеваний, они также представляют технические проблемы. Согласно неофициальным сообщениям ветеринарных сотрудников, кролики имеют заслуженную репутацию гемодинамически нестабильных. Гипотония при индукции анестезии неизбежна. Чтобы смягчить последствия, необходима своевременная интубация после седации. Эффективное воздействие и быстрый доступ к бедренной артерии позволяют проводить ранний мониторинг гемодинамики с помощью измерения АД. Тем не менее, это должно быть сбалансировано с тщательными методами, чтобы ограничить кровопотерю во время доступа. Ограничение кровопотери также должно быть приоритетом на всех этапах эндоваскулярной процедуры, что может быть достигнуто при согласованном наблюдении во время замены устройств и использовании вращающихся гемостатических клапанов на всех катетерах. Поскольку весь протокол происходит в течение нескольких часов, также необходимы замещающие внутривенные жидкости для противодействия кровопотере и неощутимым потерям. Наконец, артерии кролика очень чувствительны и склонны к спазму сосудов, к которому можно приготовиться с помощью местного нитроглицерина, как описано выше. Минимальное количество инструментов может ограничить спазм сосудов, и это лучше всего достигается путем согласованного планирования, чтобы свести к минимуму воздействие механических стрессоров на артерию. Лидокаин, капающий на артерию, может противодействовать этой реакции, а верапамил (1 мг / мл) можно аналогичным образом капать на сосуд или вводить в артерию через катетер. Наконец, пауза в течение нескольких минут может позволить вазоспазму исчезнуть.
Несмотря на проблемы, сходство анатомии и физиологии кроликов с людьми может быть полезно при моделировании заболеваний человека, а способность минимизировать эти проблемы делает их пригодными для экспериментов. В сочетании с передовым секвенированием и визуализацией кролики предлагают замечательную возможность для исследования цереброваскулярных заболеваний. В частности, описанные выше методы позволяют хорошо контролировать ИИ и влияние различных гемодинамических параметров на его патофизиологию, диагностику и лечение.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
MDA, GH и MAJ являются консультантами Certus Critical Care, Inc. MDA является консультантом Johnson & Johnson.
Acknowledgments
Исследование, представленное в этой публикации, было поддержано Национальным центром развития трансляционных наук Национальных институтов здравоохранения под номерами наград UL1TR002538 и KL2TR002539 и трансформационным грантом 19TPA34910194 от Американской кардиологической ассоциации.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-0 Silk Suture | Ethicon | A184H | |
| Buprenorphine | Sigma-Aldrich | B9275 | |
| Catheter | Terumo | CG415 | 4F glide catheter |
| Endovascular Pressure Sensor | Millar | SPR-524 | |
| Euthasol | Virbac | PVS111 | |
| Guidewire | Terumo | GR1804 | |
| Iohexol | ThermoFisher | 466651000 | Iodinated Contrast |
| Ketamine | Biorbyt | orb61131 | |
| LabChart Software | ADInstruments | ||
| Lidocaine | Spectrum | LI102 | |
| Microcatheter | Medtronic | EV3 105-5056 | Marathon Microcatheter |
| Microwire | Medtronic | EV3 103-0608 | Mirage Microwire |
| PowerLab | ADInstruments | ||
| Rabbit Brain 2mm Coronal Cutting Matrix | Ted Pella | 15026 | |
| Saline | FisherScientific | 23-535435 | |
| Sheath | Merit Medical | PSI-5F-11 | |
| Xylazine | ThermoFisher | J61430.14 |
References
- the American Heart Association. Heart Disease and Stroke Statistics-2022 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 145 (8), 153 (2022).
- Jadhav, A. P., Campbell, B. C. V. Ongoing advances in medical and interventional treatments of large vessel occlusion stroke. Stroke. 52 (3), 1115-1117 (2021).
- Caprio, F. Z., Sorond, F. A. Cerebrovascular disease: Primary and secondary stroke prevention. The Medical Clinics of North America. 103 (2), 295-308 (2019).
- Kleindorfer, D. O., et al. Guideline for the prevention of stroke in patients with stroke and transient ischemic attack: A guideline from the American Heart Association/American Stroke Association. Stroke. 52 (7), 364 (2021).
- Kitagawa, K. Blood pressure management for secondary stroke prevention. Hypertension Research: Official Journal of the Japanese Society of Hypertension. 45 (6), 936-943 (2022).
- Buchan, A. M., Pelz, D. M. Neuroprotection in acute ischemic stroke: A brief review. The Canadian Journal of Neurological Sciences. 49 (6), 741-745 (2021).
- Paul, S., Candelario-Jalil, E. Emerging neuroprotective strategies for the treatment of ischemic stroke: An overview of clinical and preclinical studies. Experimental Neurology. 335, 113518 (2021).
- Zabriskie, M., et al. New Zealand White rabbits fed high cholesterol diets develop morbid systemic diseases before intracranial atherosclerosis is detected. Journal of Veterinary Science & Medical Diagnosis. 8 (3), (2019).
- McNally, J. S., et al. Rabbit models of intracranial atherosclerotic disease for pathological validation of vessel wall MRI. The Neuroradiology Journal. 34 (3), 193-199 (2020).
- Brousseau, M. E., Hoeg, J. M. Transgenic rabbits as models for atherosclerosis research. Journal of Lipid Research. 40 (3), 365-375 (1999).
- Ji, D., Zhao, G., Songstad, A., Cui, X., Weinstein, E. J. Efficient creation of an APOE knockout rabbit. Transgenic Research. 24 (2), 227-235 (2015).
- Abela, G. S., et al. Triggering of plaque disruption and arterial thrombosis in an atherosclerotic rabbit model. Circulation. 91 (3), 776-784 (1995).
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: a model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: Utility of the rabbit elastase aneurysm model in pre-clinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of Neurointerventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
- Zabriskie, M. S., Wang, C., Wang, S., Alexander, M. D. Apolipoprotein E knockout rabbit model of intracranial atherosclerotic disease. Animal Models and Experimental Medicine. 3 (2), 208-213 (2020).
- Zabriskie, M. S., Cooke, D. L., Wang, C., Alexander, M. D. Spatially resolved transcriptomics for evaluation of intracranial vessels in a rabbit model: Proof of concept. bioRxiv. , (2022).
- Alexander, M. D., Darflinger, R. D., Sun, Z., Cooke, D. L. Assessment of cell yield among different devices for endovascular biopsy to harvest endothelial cells. Biotechniques. 66 (1), 34-36 (2017).
- English, J. D., et al. A novel model of large vessel ischemic stroke in rabbits: microcatheter occlusion of the posterior cerebral artery. Journal of Neurointerventional Surgery. 7 (5), 363-366 (2015).
- Peng, T. J., Ortega-Gutiérrez, S., de Havenon, A., Petersen, N. H. Blood pressure management after endovascular thrombectomy. Frontiers in Neurology. 12, 723461 (2021).
- Nepal, G., Shrestha, G. S., Shing, Y. K., Muha, A., Bhagat, R. Systolic blood pressure variability following endovascular thrombectomy and clinical outcome in acute ischemic stroke: A meta-analysis. Acta Neurologica Scandinavica. 144 (4), 343-354 (2021).
- Bennett, A. E., et al. Increased blood pressure variability after endovascular thrombectomy for acute stroke is associated with worse clinical outcome. Journal of Neurointerventional Surgery. 10 (9), 823-827 (2018).
- de Havenon, A., et al. Increased blood pressure variability contributes to worse outcome after intracerebral hemorrhage. Stroke. 49 (8), 1981-1984 (2018).
