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Medicine

Chirurgischer Ansatz, Herausforderungen und Lösungen für die Uterustransplantation bei Ratten

Published: April 14, 2023 doi: 10.3791/64757
Automatic Translation
1, 1, 1, 1, 1
1Swiss HPB Laboratory, Department of Visceral & Transplant Surgery, University Hospital Zürich

Summary

Das vorliegende Protokoll beschreibt alle wesentlichen Schritte für eine erfolgreiche Uterustransplantation (UTx) bei Ratten. Das Rattenmodell hat sich als geeignet erwiesen, die klinische Implementierung von UTx zu fördern; Ratten-UTx ist jedoch ein hochkomplexes Verfahren, das sorgfältige Anweisungen erfordert.

Abstract

Die Uterustransplantation (UTx) ist ein neuer Ansatz zur Behandlung von Frauen mit absoluter Uterusfaktor-Infertilität (AUFI). Schätzungsweise 3%-5% der Frauen leiden an AUFI. Diesen Frauen wurde bis zum Aufkommen von UTx die Möglichkeit genommen, Kinder zu bekommen. Die klinische Anwendung von UTx wurde durch experimentelle Studien an Tieren vorangetrieben, und die erste erfolgreiche UTx wurde bei Ratten erzielt. Ratten sind aufgrund ihrer physiologischen, immunologischen, genetischen und reproduktiven Eigenschaften ein geeignetes Modellsystem für solche Transplantationen. Insbesondere die kurze Tragzeit ist ein klarer Vorteil, da der übliche Endpunkt der experimentellen UTx eine erfolgreiche Schwangerschaft mit Lebendgeburt ist. Die größte Herausforderung für Rattenmodelle bleibt die kleine Anatomie, die fortgeschrittene mikrochirurgische Fähigkeiten und Erfahrungen erfordert. Obwohl UTx in der Klinik zu einer Schwangerschaft geführt hat, ist das Verfahren nicht etabliert und bedarf einer kontinuierlichen experimentellen Optimierung. Hier wird ein detailliertes Protokoll vorgestellt, einschließlich der wesentlichen Fehlerbehebung für Ratten-UTx, von dem erwartet wird, dass das gesamte Verfahren für Personen ohne Erfahrung mit dieser Art der Mikrochirurgie leichter verständlich ist.

Introduction

Die Uterustransplantation (UTx) ist eine neuartige Behandlung der absoluten Uterusfaktor-Unfruchtbarkeit (AUFI). AUFI resultiert aus einem Fehlen (angeboren oder erworben) oder einer Fehlbildung der Gebärmutter und betrifft 3%-5% der Frauen weltweit1. Ethische, rechtliche oder religiöse Gründe schließen eine Adoption oder Leihmutterschaft für viele Frauen aus, die den Wunsch nach Mutterschaft haben, aber unter AUFI2 leiden. Für diese Frauen bleibt UTx die einzige Möglichkeit, eine eigene Familie zu gründen. UTx wurde in der Klinik eingesetzt, wenn auch mit gemischtem Erfolg; Das Verfahren ist technisch anspruchsvoll und bedarf einer stetigen Verbesserung für die klinische Etablierung.

Im Jahr 2014 wurde die erste Transplantation einer Gebärmutter von einer Lebendspenderin (LD), die zu einer erfolgreichen Schwangerschaft führte, von der schwedischen Pioniergruppe von Brännström3 durchgeführt. Die erste Geburt nach UTx von einem verstorbenen Spender (DD) wurde 2016 in Brasilien gemeldet4. Bis 2021 wurden weltweit mehr als 80 UTxs durchgeführt, jedoch mit einer Erfolgsquote von etwa 50 % und mit Transplantaten, die für die Mehrheit von LD stammen1.

Obwohl nicht lebensrettend, ist UTx ein immer beliebteres Verfahren, um die Wünsche nach eigenen Nachkommen zu erfüllen. Daher steigt die Nachfrage nach Transplantaten, was die DD-Spende in den Fokus der Zukunft rückt. Die DD-Spende ist jedoch aufgrund wesentlich längerer kalter (und im Falle des Herztodes auch warmer) ischämischer Exposition kompliziert, was das Risiko einer Transplantatdysfunktion und Abstoßung erhöht 5,6. Die Operationstechnik, die anspruchsvolle Kompatibilitätsanpassung und die damit verbundene Immunsuppression sind nach wie vor kritische Punkte in Bezug auf UTx-Ergebnisse7.

Um die oben genannten Risiken in der Klinik zu managen, werden geeignete Tiermodelle zur Erforschung von Ischämie und Immunsuppression benötigt. Der klinisch relevanteste Endpunkt für Tiermodelle ist nach wie vor die erfolgreiche Geburt; Bisher wurden Trächtigkeiten nach experimenteller UTx bei Mäusen, Ratten, Schafen, Kaninchen und Cynomolgus-Affen erreicht8. Während größere Tiere prädestiniert sind, sich Operationstechniken anzueignen und zu optimieren, haben Nagetiere den entscheidenden Vorteil einer kurzen Tragzeit. Daher sind Nagetiermodelle in praktischer, finanzieller und ethischer Hinsicht überlegen9. Die größte Herausforderung von UTx bei Mäusen ist jedoch die kleine Anatomie, wobei die sehr anspruchsvolle Operation mit der geringen Reproduzierbarkeit von murinem UTx10 verbunden ist. Im Gegensatz dazu sind Ratten chirurgisch besser zugänglich und behalten die Vorteile einer kurzen Tragzeit. Damit ist die Ratte zum Modell der Wahl für UTx9 geworden. Wranning et al. führten 2008 das Rattenmodell der orthotopen UTx ein, und unter Verwendung dieses Modells wurde die erste Lebendgeburt nach UTx und natürlicher Paarung berichtet11,12,13. Nachfolgende Studien haben entscheidende Beiträge zur Implementierung von UTx beim Menschen geleistet9.

Nichtsdestotrotz bleibt UTx bei Ratten eine Herausforderung, und nur wenige Gruppen beherrschen diese Operationstechnik bisher. Ein relevantes Hemmnis für die Verbreitung von Ratten-UTx unter den Forschern ist das Fehlen einer genauen Beschreibung der einzelnen mikrochirurgischen Schritte, der Fallstricke und der entsprechenden Maßnahmen zur Fehlerbehebung14. Ziel dieses Protokolls ist es, einen detaillierten Leitfaden für dieses hochkomplexe mikrochirurgische Verfahren bereitzustellen, um die Implementierung dieses Tiermodells in die zukünftige Forschung zu erleichtern.

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Protocol

Alle Tierversuche wurden nach der schweizerischen Tierschutzverordnung durchgeführt und vom Veterinäramt Zürich (Nr. 225/2019) bewilligt, um die menschliche Versorgung zu gewährleisten. Weibliche reine Lewis-Ratten (Körpergewicht 170-200 g) und weibliche jungfräuliche Braune Norwegenratten (170-200 g) wurden als Gebärmutterspender/-empfänger verwendet, während männliche Lewis-Ratten (300-320 g) für die Paarung verwendet wurden. Die Ratten waren zwischen 12 und 15 Monate alt. Die Tiere stammten aus kommerziellen Quellen (siehe Materialtabelle) und wurden unter kontrollierten Bedingungen und in einer angereicherten Umgebung mit freiem Zugang zu Wasser und Standardfutter gehalten.

1. Entnahme der Gebärmutter

HINWEIS: Einzelheiten zum Verfahren entnehmen Sie bitte den bereits veröffentlichten Berichten12,13,15.

  1. In einem geschlossenen Plexiglasbehälter (14 cm x 25 cm x 13 cm) für 1-2 min eine Anästhesie mit Isofluran und Sauerstoff einleiten (5 Vol.-% Isofluran inO2).
    1. Buprenorphin 30 min vor der Operation subkutan (0,05 mg/kg) und Bupivacain (0,5%, 8 mg/kg) subkutan im Bereich des geplanten Bauchschnitts verabreichen.
    2. Rasieren Sie die gesamte Bauchhaut der Ratte mit einem Elektrorasierer.
    3. Verwenden Sie Klebebänder, um das Tier während der Operation auf einer Heizplatte zu fixieren. Tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf.
    4. Halten Sie die Anästhesie während des Eingriffs mit 2-4 Vol.-% Isofluran im Sauerstoff durch kontinuierliche Verabreichung durch einen kleinen Nasenkegel aufrecht.
    5. Überwachen Sie die Anästhesietiefe anhand klinischer Parameter ohne spezielle Hilfsmittel (Atemfrequenz von ~70-120/min - ein langsamer Ratenabfall von 50 % ist während der Anästhesie akzeptabel; Überprüfung der Anästhesietiefe mit Zehenquetschung; Farbe der Schleimhäute sollte rosa sein, nicht blau oder grau)16, und passen Sie die Isoflurankonzentration entsprechend an.
      HINWEIS: Optional: Eine häufige Überwachung der Atmung während der Operation ist mit Hilfe eines Assistenten möglich.
    6. Bestätigen Sie die Narkosetiefe, indem Sie einen Zehenkneifen durchführen.
    7. Reinigen Sie die Bauchhaut in kreisenden Bewegungen mit drei abwechselnden Tupfern einer antiseptischen Lösung und 70% Alkohol. Trocknen lassen.
    8. Legen Sie ein steriles Abdecktuch (siehe Materialtabelle) mit einem Bauchfenster über das Tier.
  2. Führen Sie eine mediane Laparotomie durch.
    1. Öffnen Sie den Abdomen über einen 6-8 cm langen Schnitt in der Mittellinie, beginnend 0,5 cm unterhalb des Xiphisternums in Richtung Hypogastrium. Verwenden Sie ein Skalpell Nr. 10 für den Hautschnitt und eine kleine scharfe Schere für den Linea alba-Schnitt. Schädigen Sie weder die Leber noch die Blase.
    2. Bewegen Sie den Darm mit Wattestäbchen außerhalb der Bauchhöhle, bedecken Sie ihn vorsichtig mit einer mit steriler Kochsalzlösung angefeuchteten Gaze und schützen Sie ihn zur besseren Isolierung mit einer sterilen Plastiktüte.
    3. Setzen Sie Retraktoren oder Clips (siehe Materialtabelle) an den linken und rechten Bauchwandordnern ein, um den Bauchmuskel beiseite und den Bauch offen zu halten, um einen optimalen Zugang und eine optimale Sicht auf die Gebärmutter und die zugehörigen Gefäße zu erhalten. Befestigen Sie die Clips/Retraktoren mit Klebebändern.
    4. Tragen Sie vorgewärmte Kochsalzlösung auf, um den Operationsbereich und den Darm feucht zu halten und ein Austrocknen der Eingeweide zu vermeiden.
  3. Entnehmen Sie das rechte Gebärmutterhorn mit der gemeinsamen Gebärmutterhöhle und dem Gebärmutterhals sowie den Gefäßstielen, einschließlich der rechten Gebärmutter, der inneren und der gemeinsamen Beckengefäße.
    1. Ligatieren (4/0 Polyglactin; siehe Materialtabelle), verätzen und durchtrennen Sie das linke Gebärmutterhorn neben der Verzweigung aus der gemeinsamen Gebärmutterhöhle.
    2. Entfernen Sie überschüssiges Fett, das die Gebärmutter und die Vagina umgibt.
      Anmerkungen: Halten Sie das Fett um das Gebärmutter-Gefäß-System herum.
    3. Präparieren Sie die Blase an ihrem Ansatz am Gebärmutterhals mit Verätzung aller drainierenden und versorgenden Blasengefäße. Halten Sie während der Kauterisation einen ausreichenden Abstand zwischen dem Gebärmutterhals und der Vagina ein, um eine unnötige Verätzung dieser beiden Strukturen zu vermeiden. Andernfalls steigt das Risiko einer Transplantatnekrose.
      HINWEIS: Die meisten chirurgischen Eingriffe sollten die Blase betreffen. Ziehen Sie die Blase mit einer Gefäßklemme ein oder ziehen Sie sie nach kaudal (siehe Materialtabelle), um eine bessere Sicht auf die Excavatio vesicouterina zu erhalten.
    4. Kauterisieren und durchtrennen Sie die absteigenden Gebärmuttergefäße auf Höhe des Harnleiters so distal wie möglich zum Gebärmutterhals.
      Anmerkungen: Halten Sie die Mikrozirkulation um die Vagina und den Gebärmutterhals während der Teilung so weit wie möglich aufrecht.
    5. Trennen Sie den zervikalen/vaginalen Teil des zukünftigen Transplantats von der rektalen Befestigung und den paravaginalen und parazervikalen Bändern.
      HINWEIS: Vermeiden Sie jegliche Kauterisation an der transplantierten Vagina.
    6. Präparieren Sie die Vagina vorsichtig durch Diathermie um 2-3 mm kaudal des Gebärmutterhalses.
      HINWEIS: Im Vaginallumen sind keine Zotten (Gebärmutterhals) sichtbar.
    7. Lokalisieren Sie sowohl die Gebärmutterarterie als auch die Gebärmuttervene an ihren Ursprüngen. Ligate (Polyamid 8/0; siehe Materialtabelle), verätzen und durchtrennen die Gesäßgefäße und alle Gefäße kaudal der Gebärmuttergefäße.
      HINWEIS: Eine direkte Ligatur der Vena iliaca communis caudal zur Vena uterus ist in der Regel möglich.
    8. Durch stumpfe Dissektion werden die gemeinsamen Beckengefäße voneinander befreit, von der Gabelung der Aorta und der Hohlvene bis hin zur Teilung der Gebärmuttergefäße.
      HINWEIS: Man kann einen besseren chirurgischen Zugang zu diesem Bereich erhalten, indem man ein oder zwei benachbarte Lymphknoten entfernt.
    9. Das rechte Gebärmutterhorn wird 3 mm vom Eileiter entfernt, nachdem der utero-ovarielle Pedikel auf gleicher Höhe verätzt wurde. Dies ermöglicht eine Anastomose des transplantierten Gebärmutterhorns in den oberen Teil des Empfänger-Gebärmutterhorns.
    10. Platzieren Sie die Ligaturen (8/0 Polyamid) direkt um die rechte Arteria iliaca communis und Vene communis, proximal zu den Aorten- und Kavalbifurkationen. Machen Sie einen kleinen Schnitt (0,5-1 mm) in die rechte Arteria iliaca communis neben der Bifurkation und führen Sie eine gebogene, stumpfe 30-G-Nadel oder eine gerade, stumpfe 25-G-Nadel in das Lumen ein (zum Spülen). Befestigen Sie es mit einer Ligatur (6/0 Polyamid).
      HINWEIS: Eine weitere Möglichkeit ist die zusätzliche Sicherung mit einer Bulldog-Klemme, um ein Verschieben der Nadel und/oder des Gefäßes zu vermeiden.
    11. Präparieren Sie die Vena iliaca communis kaudal der Ligatur an der rechten Vena iliaca communis, um den Abfluss während der Spülung zu ermöglichen.
  4. Spülen Sie das Transplantat aus, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.
    1. Spülen Sie den Uterus manuell mit 3-ml-Spritzen mit ca. 9 ml kalter Ringer-Lösung (RHX: Ringer ergänzt mit 50 I.E./ml Heparin und 0,4 mg/ml Xylazin) bei einer Flussrate von 6 ml/min. Spülen Sie erneut mit 6 ml Organkonservierungslösung, ergänzt mit Heparin (50 I.E./ml) und Xylazin (0,4 mg/ml) (siehe Materialtabelle).
      Anmerkungen: Vermeiden Sie einen hohen Spüldruck und achten Sie auf die richtige Platzierung der Nadeln.
    2. Entfernen Sie das Transplantat, wenn das Gebärmuttergewebe blass geworden ist. Durchtrennen Sie die Arteria iliaca communis kaudal der Ligatur an der Bifurkation der Bauchaorta.
  5. Legen Sie das Transplantat in gekühlte Organkonservierungslösung (4 °C), um es vor der Transplantation vorzubereiten und zu lagern.
  6. Nach der Entnahme des Transplantats wird das Tier euthanasiert, indem Sie zuerst die Isofluraneinstellung auf Maximum stellen und dann einen bilateralen Pneumothorax mit anschließender Ausblutung induzieren17.

2. Syngene Gebärmuttertransplantation

HINWEIS: Einzelheiten zum Verfahren entnehmen Sie bitte den bereits veröffentlichten Berichten12,13,15.

  1. Induzieren Sie eine Anästhesie und bereiten Sie das Tier wie in Schritt 1.1 beschrieben vor.
    1. 30 Minuten vor der Operation ist eine wirksame Analgesie (wie in Schritt 1.1.1 beschrieben) und 200 I.E./kg hochmolekulares Heparin zu verabreichen.
  2. Führen Sie eine mediane Laparotomie durch.
    1. Öffnen Sie den Abdomen über einen 6-8 cm langen Mittellinienschnitt, der 0,5 cm unterhalb des Xiphisternums in Richtung Hypogastrium beginnt. Verwenden Sie ein Skalpell Nr. 10 für den Hautschnitt und eine kleine scharfe Schere für den Linea alba-Schnitt. Schädigen Sie nicht die Leber und die Blase.
    2. Bewegen Sie den Dünndarm mit Wattestäbchen aus der Bauchhöhle, wickeln Sie ihn mit einer sterilen, angefeuchteten Gaze ein und decken Sie ihn zur besseren Isolierung mit einer sterilen Plastiktüte ab.
    3. Setzen Sie Retraktoren oder Clips an den linken und rechten Bauchwandordnern ein, um den Bauchmuskel beiseite und den Bauch offen zu halten, um einen optimalen Zugang und eine optimale Sichtbarkeit der Gebärmutter und der zugehörigen Gefäße zu erhalten. Befestigen Sie die Clips/Retraktoren mit Klebebändern.
    4. Tragen Sie vorgewärmte Kochsalzlösung auf, um den Operationsbereich und den Darm feucht zu halten und ein Austrocknen der Eingeweide zu vermeiden.
  3. Führen Sie eine Hysterektomie mit Dissektion und Mobilisation des oberen Drittels der Vagina aus dem Rektum und der Blase durch.
    1. Kauterisieren Sie die Mikrogefäße um die Gebärmutter, den Gebärmutterhals und die Vagina. Schneiden Sie die Gebärmutter ab und trennen Sie sie von den umgebenden Strukturen in der Nähe des Organs, um die Mikrozirkulation der Gebärmutter zu schützen.
    2. Entfernen Sie Fettgewebe aus der Umgebung.
    3. Amputieren Sie das linke Horn durch Kauterisation. Bewahren Sie auf der rechten Seite ein 7-8 mm großes Segment des oberen Teils der Gebärmutter für eine spätere Anastomose des Gebärmuttertransplantats auf.
  4. Führen Sie eine Gebärmuttertransplantation durch.
    1. Mobilisieren und trennen Sie die rechten gemeinsamen Beckengefäße, vom Ursprung der Gebärmuttergefäße bis zur Aorten-/Kavalverzweigung.
    2. Positionieren Sie das Transplantat in der Bauchhöhle. Wickeln Sie das Transplantat in eine Gaze, die in kalter Organkonservierungslösung getränkt ist.
      HINWEIS: Das Transplantat muss während der Anastomose kalt gehalten werden.
    3. Platzieren Sie atraumatische Gefäßklemmen auf jeder Seite der rechten Beckenvene communis und rahmen Sie die zukünftige Anastomosenstelle ein.
      Anmerkungen: Senken Sie die Anästhesie auf 1-1,5 Vol.-% Isofluran, um sich an die plötzliche Abnahme der Herzvorbelastung und die daraus resultierende Hypotonie anzupassen.
    4. Schneiden Sie einen Schlitz, der etwas größer als die Öffnung der Transplantatvene ist, in die Vena iliaca communis.
    5. Positionieren Sie die Vene des Transplantats.
    6. Platzieren Sie eine Haltenaht (10/0 Polyamid; siehe Materialtabelle) in jede Ecke des Schlitzes an der rechten Beckenvene communis.
      HINWEIS: Halten Sie den Nahtknoten an der Schwanzecke locker, um eine bessere Anpassung zu erzielen und Schnüreffekte zu vermeiden.
    7. Spülen Sie den Anastomosenbereich während des Eingriffs regelmäßig mit gekühltem RHX, um Thrombosen vorzubeugen.
    8. Anastomosieren Sie eine Seite der Transplantatvene mit sechs bis acht Schlaufen einer durchgehenden Naht in die Vene des Empfängers (Abbildung 1).
      HINWEIS: Beginnen Sie mit der kranialen Haltenaht (10/0 Polyamid) und anastomosieren Sie zuerst den einströmenden Teil der Gefäße.
    9. Anastomosieren Sie die andere Seite des Gefäßes auf die gleiche Weise, diesmal von außen beginnend.
    10. Binden Sie einen Knoten an der kranialen Haltenaht und dann einen an der kaudalen Haltenaht (10/0 Polyamid), nachdem Sie die Anastomosen auf beiden Seiten beendet haben.
      Anmerkungen: Ziehen Sie die durchgehenden Nähte nur so weit wie nötig an, um Taschenfadeneffekte zu vermeiden.
    11. Platzieren Sie atraumatische Gefäßklemmen auf jeder Seite der rechten Arteria iliaca communis und rahmen Sie die zukünftige Anastomosenstelle ein.
    12. Führen Sie die arterielle Anastomose (Arteria iliaca communis [RCIA] über 8-10 Schlaufen mit unterbrochenen Nähten (10/0 Polyamid) durch.
      HINWEIS: Unterbrochene Nähte sind leichter zu kontrollieren als kontinuierliche Nähte (optional bei der "Fischmaul"-Technik)18. Das ständige Spülen des Anastomosenbereichs mit gekühltem RHX während des Eingriffs hilft, Thrombosen vorzubeugen. Wenn Sie kontinuierliche Nähte verwenden, führen Sie diesen Schritt analog zur venösen Anastomose durch.
  5. Führen Sie eine Transplantatreperfusion durch.
    1. Wenn beide Anastomosenstellen offen erscheinen und die Blutung gestoppt ist, lösen Sie die Gefäßklemmen an den Transplantatgefäßen (Abbildung 2).
    2. Untersuchen Sie das Transplantat auf Anzeichen einer Reperfusion, wie z. B. Rötung, Füllung der Vene oder Pulsation in der Transplantatarterie.
    3. Verbinden Sie die Vaginalmanschette des Transplantats mit dem Vaginalgewölbe der Empfängerin, indem Sie sechs bis sieben intraluminale (6/0 Polyglactin) unterbrochene Nähte verwenden.
      Anmerkungen: Beginnen Sie zuerst mit einer einzelnen Naht an der 12-Uhr-Position und platzieren Sie die nächsten an der 10- und 1-Uhr-Position. Die beiden Nähte an der 9- und 3-Uhr-Position sollten nach den Nähten in der ersten Reihe19,20 gebunden werden.
    4. Anastomosieren Sie das transplantierte Uterushorn mit fünf bis sieben unterbrochenen Nähten (7/0 Polyamid) von Anfang bis Ende zum verbleibenden kranialen Uterussegment der Empfängerin.
      Anmerkungen: Nähen Sie nicht durch das Lumen.
  6. Verschließen Sie den Bauch mit einer kontinuierlichen Naht. Verwenden Sie 4/0 Polyglactin zum Nähen der Muskelschicht und 6/0 Polyamid oder chirurgische Wundclips für die Haut.
  7. Lassen Sie das Tier nach Abschluss der Transplantation in einem beheizten Käfig erholen. Bleiben Sie bei dem Tier, bis es die Fähigkeit zum Liegen des Brustbeins wiedererlangt hat, und behalten Sie die Einzelhaltung bei, bis es sich vollständig erholt hat. Führen Sie eine psoopertaive Analgesiebehandlung durch subkutane Verabreichung von Buprenorphin (0,05 mg/kg) und geeignetem NSAR durch, jedoch nicht vor 4-8 Stunden nach der ersten Dosis der Anästhesie. Versorgen Sie drei Tage nach der Operation kontinuierlich mit Buprenorphin über Trinkwasser (1 mg/kg, oral, 5 ml Buprenorphin in 160 ml Trinkwasser (0,3 mg/ml)).
  8. Die Hautnaht wird 10-14 Tage nach der Chirurgie entfernt.

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Representative Results

Es werden Ergebnisse aus zwei Gruppen von Ratten vorgestellt. UTx wurde vor (Gruppe 1, n = 8) und nach (Gruppe 2, n = 8) Protokollanpassung (Tabelle 1) durchgeführt, um die Auswirkungen unserer Modifikationen zu demonstrieren (siehe die Diskussion für eine Erläuterung unserer Modifikationen)12,15,21.

Das Ergebnis von Ratten-UTx ist mit drei Schlüsselphasen verbunden. Die erste Phase ist die erfolgreiche Wiederherstellung von UTx. In der Regel sollten sich die Empfänger innerhalb der ersten 2 postoperativen Tage erholen. Die zweite Phase bezieht sich auf den Gesundheitszustand des Transplantats 2 Wochen nach der Operation, der über die Aufnahme in den Paarungsprozess entscheidet (Tabelle 2). In der dritten Phase kommt es zu einer spontanen Paarung mit anschließender erfolgreicher Geburt als Nachweis der Fruchtbarkeit.

Alle Tiere beider Gruppen erholten sich ohne Zwischenfälle von der Operation. In der zweiten Phase wurden vier Tiere aus Gruppe 1 und zwei aus Gruppe 2 ausgeschlossen. Der Ausschluss erfolgte aufgrund von Transplantatthrombose und Abszess (n = 4 für Gruppe 1, n = 2 für Gruppe 2) und verengter/missgebildeter utero-uteriner Anastomose (zusätzlich für n = 1, Gruppe 1) bei der Untersuchung bei Relaparotomie (Tabelle 2). Die Relaparotomie (entlang der Narbe der ursprünglichen Laparotomie) wurde 2 Wochen nach der Transplantation bei allen Weibchen durchgeführt, da das körperliche Erscheinungsbild der Tiere als Indikator für die Gesundheit des Transplantats wenig Wert hatte. Insgesamt betrug die 2-Wochen-Überlebensrate des Transplantats 50 % bzw. 75 % für die Gruppen 1 und 2 (Tabelle 3).

In Phase 3 wurden vier Weibchen aus Gruppe 1 für die Paarung mit Lewis-Männchen gematcht, etwa 9 Wochen nach UTx. Zwei Weibchen zeigten Anzeichen einer Trächtigkeit (Körpergewichtszunahme, Abbildung 3; Nistverhalten); Es wurde jedoch keine Lebendgeburt beobachtet. Nach zwei Paarungszyklen von drei Weibchen wurden bei einer weiblichen Ratte Körperteile (Knochen und Gewebe) gefunden (°1). Die histologische Untersuchung von Hämatoxylin- und Eosin-gefärbten Gewebeschnitten durch einen Veterinärpathologen zeigte, dass sich diese Jungtiere bis zur Geburt entwickelt hatten (Abbildungen 4 und Abbildung 5).

Sechs Weibchen aus Gruppe 2 wurden mit Lewis-Männchen verpaart (siehe Abbildung 6 für Veränderungen des Körpergewichts). Drei der sechs Ratten (zwei Lewis- und eine Braune Wanderratte) brachten Welpen zur Welt, während zwei weitere Anzeichen einer Trächtigkeit zeigten. Der erste Wurf der weiblichen Lewis-Ratte bestand aus zwei Jungtieren (Abbildung 7). Kurz nach der Geburt wurde das Lewis-Weibchen erneut schwanger; Allerdings überlebten nur zwei von drei Jungtieren postnatal (Abbildung 8). Eine wahrscheinliche Erklärung für den einen Todesfall ist Kindstötung, da sie auch bei gesunden Welpen unter Bedingungen von postpartalem Stress auftritt. Ebenso brachte das Braune Norwegenweibchen zweimal zur Welt, jedes Mal vier Jungtiere pro Paarungszyklus (Abbildung 9). Die größte Wurfzahl der Gruppe 2 wurde von einer weiteren Lewis-Hündin mit sieben Welpen nach dem ersten Paarungszyklus zur Welt gebracht. Alle überlebenden Jungtiere zeigten eine normale Entwicklung (Abbildung 10).

Insgesamt erhöhte die Anpassung des Protokolls das 2-wöchige Transplantatüberleben von 50 % auf 75 %. Fünf von sechs Weibchen wurden schwanger, verglichen mit zwei von vier in Gruppe 1. Ebenso brachten drei von sechs Weibchen lebende Welpen zur Welt, verglichen mit null von vier Weibchen der Gruppe 1. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das angepasste Protokoll sowohl die direkten chirurgischen Ergebnisse als auch die Rate erfolgreicher Lebendgeburten nach UTx verbesserte (Tabelle 4 und Abbildung 6).

Figure 1
Abbildung 1: Anastomose des Transplantats und der Vene des Empfängers. Die rechte Vena iliaca communis (RCIV) des Transplantats wird über eine End-to-Side-Anastomose mit der RCIV des Empfängers verbunden (Schritt 2.4). RCIA = Arteria iliaca communis rechts Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 2
Abbildung 2: Anastomose des Transplantats und der Empfängerarterie. Die rechte Arteria iliaca communis (RCIA) wird über eine End-to-Side-Anastomose mit der RCIA des Empfängers verbunden (Schritt 2.4). Nach dem Öffnen beider Gefäßklemmen (2.5) sollte die Arterie vollständig durchblutet sein, sofern keine äußeren Blutungen vorliegen. Schwarzer Pfeil: Transplantat RCIA; roter Pfeil: Transplantat RCIV. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 3
Abbildung 3: Veränderungen des Körpergewichts nach der Paarung der Weibchen der Gruppe 1. Überwachung des Körpergewichts der vier Frauen der Gruppe 1, die bei der Relaparotomie ein intaktes Transplantat aufwiesen. Ein Tier (°1) wurde während eines Kaiserschnitts eingeschläfert, um die Gebärmutter zu inspizieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 4
Abbildung 4: Histologische Untersuchung des Uterus der Gruppe 1 Ratte mit toten Jungtieren. Körperteile von Jungtieren wurden bei Ratte °1 gefunden. Die Untersuchung ergab eine vitale und erweiterte Gebärmutter, was darauf hindeutet, dass sich die Welpen normal entwickelten, aber nicht entbunden werden konnten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 5
Abbildung 5: Körperteile von Welpen im Uterus der Ratte °1 der Gruppe 1. Das Entwicklungsstadium der Knochen entsprach dem von ausgetragenen Jungtieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 6
Abbildung 6: Überwachung des Körpergewichts der sechs Frauen der Gruppe 2, die nach der Relaparotomie ein intaktes Transplantat aufwiesen. Grüne Sterne kennzeichnen einzelne Geburtsereignisse. Hashtag-Nummern beziehen sich auf die einzelnen Frauen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 7
Abbildung 7: Die erste Lebendgeburt nach Ratten-UTx nach dem modifizierten Protokoll. Zwei neugeborene Ratten und ihre Mutter (Kopf nach rechts; Lewis Hündin #1, Gruppe 2). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 8
Abbildung 8: Der zweite Wurf nach dem zweiten Paarungszyklus nach der UTx der Ratte nach dem modifizierten Protokoll. Weibchen #1 (Gruppe 2) brachte drei Welpen zur Welt, von denen zwei überlebten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 9
Abbildung 9: Der erste Wurf der Braunen Wanderratte nach UTx nach dem modifizierten Protokoll. Nach dem ersten Paarungszyklus brachte die Braune Wanderratte (#2, Gruppe 2) vier Jungtiere zur Welt, nach dem zweiten Paarungszyklus folgten vier weitere. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 10
Abbildung 10: Entwicklung der Jungtiere. Alle überlebenden Welpen zeigten im Alter von 3 Wochen eine normale Entwicklung. Ein repräsentatives Beispiel wird gezeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Figure 11
Abbildung 11: Vaginalpfropfenbildung nach erfolgreicher Paarung. Nach der Befruchtung sollten sich weiße Pfropfen bilden, um die Vagina zu bedecken, um eine weitere Paarung zu verhindern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Gruppe 1 Gruppe 2 Syngenes UTx bei Ratten Allogenes UTx bei Ratten
Vor der Modifikation nach Modifikation siehe Ref. 12 siehe Ref. 15
Gesamtzahl der Tiere 8 8 27 14
Zwei Wochen Überleben des Transplantats 4/8 (50%) 6/8 (75%) 19/27 (70%) 9/14 (64%)
Anzahl der begatteten Weibchen 4/4 (100%) 6/6 (100%) 17/19 (89%) 9/9 (100%)
Ausgetragene Schwangerschaft 1/4 (25%) 5/6 (83%) 11/17(65%) 5/9 (56%)
Erfolgreich gelieferte Einstreu 0 5A/TD> 1 5
Gesamtzahl der lebenden Welpen 0 20Mrd. 3c 25d
Schwangerschaft bis zum Termin ohne Lebendgeburt 1 1e 10 2

Tabelle 1: Ergebnisvergleich des modifizierten und unmodifizierten Protokolls für Ratten-UTx. a: Zwei Trächtigkeiten durch dieselbe Ratte; b: Einschließlich des kindsmörderischen Welpen; c: Median; d: Summe des Medians/der Lieferung; e: Tote Jungtiere im Resorptionsstadium nach drei Paarungszyklen.

Chirurgische Einstellungen Gruppe 1 (n = 8) Gruppe 2 (n = 8)
Projektphase Anfangsstadium Späte Phase
Kühle Lagerzeit 2-3 h 2-3 h
Spüllösung während der Anastomose RH RHX
Vaginale Anastomose 6/0 Ethilon 6/0 Vicryl
Uterushorn-Anastomose Teilweise durchgehendes Nahtmaterial unterbrochene Naht
Arteria anastomose Durchgehende Naht Unterbrochen und kontinuierlich
Mikrovaskularisation um Vagina und Gebärmutterhals Kauterisation in der Nähe des Vaginal-/Zervixgewebes Kauterisation distal

Tabelle 2: Chirurgische Einstellungen Gruppe 1 im Vergleich zu Gruppe 2.

Ausschlusskriterien#
Anzeichen einer Thrombose (insbesondere im Bereich der Anastomosen)
Starke Adhäsion
Verengte Gebärmutter
Anzeichen einer Infektion
Transplantat-Nekrose

Tabelle 3: Ausschlusskriterien für die Verpaarung. #Applied bei der Relaparotomie 2 Wochen nach UTx.

n (Gruppe 1) n (Gruppe 2)
Tiere 8 8
Gesundes Transplantat nach 2 Wochen 4 6
Gepaart 4 6
Ausgetragene Schwangerschaft 1 5
Erfolgreich gelieferte Einstreu 0 5a
Gesamtzahl der lebenden Welpen 0 20Mrd.
Schwangerschaft bis zum Ende, keine Lebendgeburt 1 0

Tabelle 4: Ergebnisse von Gruppe 1 im Vergleich zu Gruppe 2. a: Zwei aufeinanderfolgende Schwangerschaften bei derselben Ratte; b: Einschließlich des Welpen, der durch Kindstötung getötet wurde.

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Discussion

Das hier vorgestellte Protokoll bietet detaillierte Anweisungen für das chirurgische Vorgehen bei der Uterustransplantation bei Ratten. Das Protokoll wurde optimiert, um die Wahrscheinlichkeit von Lebendgeburten nach UTx und anschließender Paarung zu erhöhen. Das ursprüngliche Protokoll wurde von der Brännström-Gruppeübernommen 12,13, inspiriert von der Mausarbeit von Akouri et al.10, und auf der Grundlage der Erfahrungen der Autoren in den letzten Jahren modifiziert. Daher wurden die Modifikationen durch echte Lernkurven vorangetrieben, die die Entwicklung von fehlgeschlagenen Transplantationen zu reproduzierbaren Ergebnissen widerspiegeln.

Die wichtigsten Modifikationen, die wahrscheinlich entscheidend sind, waren: (1) die Zugabe von Xylazin zur Spüllösung während der Organentnahme und der Anastomose, die die Vasodilatation stimulierte, was zu einem reduzierten Thromboserisiko führte. (2) Die Verwendung unterbrochener Nähte für die arterielle End-to-Side-Anastomose. Unterbrochene Nähte erhöhen nicht nur die chirurgische Kontrolle über die Durchgängigkeit und vermeiden Taschenstrangeffekte, sondern ermöglichen auch eine nachträgliche Erweiterung des Anastomosenbereichs, um den Blutfluss durch die Arteria uterina zu erhöhen. (3) Das Anlegen von unterbrochenen und nicht resorbierbaren Nähten für die Anastomose des Gebärmutterhorns mit Nähten nur innerhalb der Schicht des Perimetriums; Diese Modifikation verhindert eine Verengung der Gebärmutterwand, die eine spätere Befruchtung behindern kann. (4) Die Verwendung von resorbierbarem Nahtmaterial für die vaginale Anastomose verringert das Risiko einer vaginalen Stenose und erhöht dadurch die Chancen auf Lebendgeburten. (5) Die Durchführung chirurgischer Eingriffe so weit wie möglich von der Vagina und dem Gebärmutterhals entfernt ist ein entscheidender Schritt, um vaginale Narben zu vermeiden und die Chancen auf Lebendgeburten zu erhöhen. (6) Die direkte Ligatur der rechten Beckenvene und der Arterie communis anstelle der Ligatur der Vena cava, der Bauchaorta und der linken Arteria iliaca communis. Eine direkte Ligatur kaudal zur Uterusvene ist in den meisten Fällen möglich; Die direkte Ligatur vereinfacht die Organentnahme und verkürzt die Operationszeiten, ohne die Transplantationsergebnisse negativ zu beeinflussen. (7) Die Absenkung der Isoflurankonzentration auf 1%-1,5 Vol.-% direkt nach dem Abklemmen der Beckenvene communis (Schritt 2.4.3) ist ebenfalls von entscheidender Bedeutung, da es sonst zum Herztod kommen kann.

Die oben genannten Punkte sind die Hauptelemente, die das vorliegende Protokoll von dem vielleicht am weitesten verbreiteten Ansatz unterscheiden, der von der schwedischen Gruppe10,12,13 beschrieben wird. Diese Messungen begünstigten den Endpunkt von UTx, die Lebendgeburt, wie der Gruppenvergleich (ursprüngliches vs. modifiziertes Protokoll; siehe Tabelle 1) zeigte. Es liegt auf der Hand, dass die chirurgische Lernkurve im Laufe der Zeit ebenfalls zu besseren Ergebnissen beigetragen hat. Ihr Beitrag ist jedoch schwer abzuschätzen.

Neben einer sorgfältigen Operationstechnik ist auch die postoperative Versorgung des Empfängers entscheidend für das Endergebnis. Postoperative Behandlungen folgen dem jeweiligen lokalen Protokoll; Die Anweisungen hier empfehlen 0,05 mg/kg Buprenorphin nach dem Aufwachen aus der Narkose und am ersten postoperativen Tag, wenn der Empfänger Schmerzen hat, wie in unserer Scoring-Bewertung definiert. Die Bewertungskriterien basieren auf dem Verhalten (Aktivität, Atmung, Fell, Körperhaltung, Wunde) und dem Körpergewicht. Unmittelbar nach der Operation sind positive Anzeichen der Genesung eine Rückkehr der rosa Färbung der Extremitäten und Ohren sowie eine Rückkehr der roten Färbung der Augen. Angesichts der Dauer des Transplantationsverfahrens ist eine regelmäßige Überwachung in den ersten 3 Stunden nach der Transplantation von entscheidender Bedeutung. Wenn die Beurteilungskriterien während dieser 3 Stunden nicht erfüllt sind, wird das Tier eingeschläfert, um weiteres Leiden zu vermeiden. Die Überwachung wird in den ersten 3 Tagen nach der Operation dreimal täglich fortgesetzt. Wenn sich das Tier in den ersten 2 Tagen nicht vollständig erholt, wird es eingeschläfert. Je nach Zustand bleibt das Tier 2-3 Tage nach der Operation in einem einzigen Stall.

Sterile Bedingungen während der Operation sind ein weiterer Aspekt, der für erfolgreiche Ergebnisse relevant ist. Eine strenge Hygieneroutine ist obligatorisch, um das Infektionsrisiko zu minimieren. Beim Betreten der Tieranlage müssen die Hände gründlich gewaschen werden, bevor ein sauberer Overall, eine Gesichtsmaske, Handschuhe und eine Mütze angezogen werden. Der gesamte Operationsbereich wird mit einem speziellen Tupfer desinfiziert, der Benzyl-C12-18-alkyldimethylammoniumchlorid, Didecyldimethylammoniumchlorid und Glutaraldehyd enthält. Es folgt eine zusätzliche Desinfektion mit 70%igem Ethanol. Vor jeder chirurgischen Manipulation werden die Handschuhe kurz mit 70%igem Ethanol gereinigt und der Bereich um die Operationsstelle mit einem sterilen Tuch abgedeckt. Diese Maßnahmen tragen wesentlich dazu bei, das Infektionsrisiko zu minimieren.

Ein Problem mit dem Erfolg der Nachkommen ist die Schwierigkeit, die tatsächliche Trächtigkeit zu überwachen. Eine Zunahme des Körpergewichts kann auf eine Schwangerschaft hindeuten, kann aber auch auf Kindstötung zurückzuführen sein und spiegelt im Allgemeinen nicht zuverlässig den Zustand der Frau wider. So zeigten sich beispielsweise bei Gruppe 1 während des Monitorings insgesamt nur geringe Gewichtsveränderungen. Die Tiere 3 und 4 zeigten ähnliche Gewichtszunahmen über die beiden Paarungszyklen, jedoch war nur Tier 4 nach der Relaparotomie trächtig (Abbildung 3 und Abbildung 4). Darüber hinaus kann ein Gewichtsverlust nach dem ersten Paarungszyklus bei ausbleibender Geburt auf eine Schwangerschaftsaufnahme hindeuten. Obwohl unklar bleibt, warum die Gewebeabsorption zu einer Gewichtsabnahme führt, wurde dieses Phänomen wiederholt bei UTx-Empfängern der Ratte beobachtet12. Die Bildung von Vaginalpfropfen nach erfolgreicher Paarung (Abbildung 11) blieb ebenfalls häufig aus und zeigte keine Korrelation zu späteren Körpergewichtsveränderungen. Angesichts des geringen Wertes der Trächtigkeitsmarkierung wurde die Häufigkeit der Körpergewichtsüberwachung für Gruppe 2 reduziert, um die Stressbelastung der Tiere zu minimieren. Eine weitere Folge der inkonsistenten Plug-Präsenz und Gewichtsänderungen war eine unzuverlässige Definition des Empfängniszeitpunkts. Die Geburtstermine wurden daher unter Verwendung des 2. Tages nach der Exposition des Mannes als Tag der Empfängnis berechnet. Interessanterweise korrelierten die Veränderungen des Körpergewichts in Gruppe 2 relativ gut mit dem Verlauf der Schwangerschaft, wobei die Entbindung durch einen deutlichen Gewichtsabfall gekennzeichnet war (Abbildung 6).

Der Vergleich der Körpergewichtsveränderungen (Abbildung 6) der Tiere 1, 2 und 3 (trächtig) mit den Tieren 5 und 6 (nie trächtig) veranschaulicht die Auswirkungen von Trächtigkeit und Lebendgeburt im Vergleich zu erfolgloser Paarung. Der Grund für das unterschiedliche Körpergewichtsverhalten in Gruppe 2 im Vergleich zu Gruppe 1 bleibt unklar. Gewichtsveränderungen können jedoch allein aufgrund der höheren Anzahl von ausgetragenen Schwangerschaften in Gruppe 2 zuverlässiger sein. Die niedrige Schwangerschaftsrate in Gruppe 1 könnte möglicherweise mit einer Vaginalstenose zusammenhängen, die im Vergleich zu Gruppe 2 überrepräsentiert war (Tabelle 3) und eine Ursache für eine erschwerte Empfängnis ist. Die reduzierte stenotische Inzidenz in Gruppe 2 könnte auf die Verwendung von nicht resorbierbaren anstelle von resorbierbaren Nähten für die vaginale Anastomose zurückzuführen sein, wahrscheinlich zusammen mit einer verbesserten chirurgischen Manipulation während der vaginalen Dissektion in dieser Gruppe.

Im Gegensatz zum schwedischen Ansatz10,12 verwendet das hier beschriebene Protokoll die IGL-1-Lösung (Institut Georges Lopez) für die Transplantatlagerung anstelle von Ringer oder anderen Lösungen. Während der genaue Einfluss der IGL-1-Lösung auf die UTx-Ergebnisse unbekannt ist, deuten verschiedene Berichte auf einen Gesamtnutzen bei der experimentellen Transplantation für diese Lösung hin22,23,24,25. Schließlich hatten einige Protokollschritte, die normalerweise für UTx12 durchgeführt werden, keinen Einfluss auf die Ergebnisse, wenn sie übersprungen wurden. Dazu gehören das Clipping am linken oder rechten Gebärmutterhorn und die postoperative Heparinsubstitution, die die Autoren für optional halten.

Eine Einschränkung, die der experimentellen UTx innewohnt, gilt auch für das vorgestellte Protokoll. Das Verfahren ist zeitaufwändig und die Organentnahme mit anschließender Transplantation kann bis zu 6 Stunden dauern. Daher erfordert Ratten-UTx mehrere Stunden lang volle Konzentration, um jeden Schritt fehlerfrei auszuführen. Letzteres bleibt der wichtigste Aspekt des Erfolgs. Eine solche Aufmerksamkeit kann erreicht werden, vorausgesetzt, die mikrochirurgischen Fähigkeiten sind vollständig entwickelt und kontinuierlich geübt. Ebenso sind Geduld und Ausdauer wichtige Eigenschaften, um Fehler während des gesamten Eingriffs zu vermeiden. Eine weitere Folge des langwierigen Verfahrens ist, dass nur ein Tier pro Tag operiert werden kann. Eine sorgfältige Planung und die Fokussierung auf zentrale Fragestellungen tragen dazu bei, ein produktives Forschungsdesign zu entwickeln. Im Allgemeinen wird empfohlen, ein Transplantatüberleben von über 70 % zu erreichen, bevor man sich auf die eigentliche Versuchsreihe festlegt, um sicherzustellen, dass die Ergebnisse ausreichend robust sind. Schließlich möchte man vielleicht die Lebendgeburt als Endpunkt überdenken. Die hohe Inzidenz von Vaginalstenose und Schwangerschaftsresorption12 erhöht deutlich die Anzahl der UTxs, die erforderlich sind, um aussagekräftige Ergebnisse zu erhalten. Abhängig von der experimentellen Frage können andere Endpunkte, wie z. B. das Überleben des Transplantats, effektiver sein.

Trotz seiner zunehmenden Anwendung bleibt UTx auch in der Klinik eine experimentelle Anwendung. Neben dem Bedarf an verbesserten chirurgischen Ansätzen und immunsuppressiven Strategien ist insbesondere die Verwendung von Transplantaten von verstorbenen Spendern ein Bereich, in dem zusätzliche Forschung erforderlich ist. Strategien zur Abschwächung der ischämischen Schädigung sind noch nicht etabliert, wären aber für die Erweiterung potenzieller Spenderpools sehr willkommen. In der Tat sind die Auswirkungen der Ischämie auf die Gebärmutter schlecht erforscht, wobei sich das angewandte Wissen auf Erkenntnisse aus anderen Organen stützt26,27. Ratten-UTx bietet eine Möglichkeit, ischämische Schädigungen in kontrollierten Umgebungen zu untersuchen und dabei auf die Klinik zugeschnittene Ansätze zu verwenden28,29. Bemerkenswert ist, dass eine Lebendspende mit bestimmten Risiken verbunden ist. Spender haben eine hohe Rate an chirurgischen Komplikationen, wie Harnwegs- und Darmtrauma. Dementsprechend wächst die Nachfrage nach Totenspenden und deren Forschungum 5,30.

Es gibt viele zusätzliche Fragen, bei denen Ratten-UTx informativ sein könnte. Das Rattensystem bietet beispielsweise die Möglichkeit, biologische Marker zu identifizieren und/oder zu validieren, mit denen der Verlauf von Gebärmuttertransplantationen in der Klinik nicht-invasiv überwacht werden kann. Die jüngsten gesellschaftlichen Entwicklungen können neue Fragen aufwerfen, wo das Rattenmodell von Nutzen sein könnte. UTx wird nun auch für Transgender-Personen befürwortet, wobei die männliche Anatomie angepasste chirurgische Ansätze erfordert31.

Abschließend wird ein neues Protokoll von Ratten-UTx vorgestellt, das auf bestehenden Nagetierarbeiten basiert und durch praktische Erfahrungen modifiziert wurde. Das modifizierte Protokoll hat eine hohe Wahrscheinlichkeit, dass Ratten-UTx zu Lebendgeburten führt, vorausgesetzt, ausreichende mikrochirurgische Fähigkeiten und Übungen. UTx ist vielleicht das komplexeste der wichtigsten Transplantationsverfahren. Die beschriebenen Instruktionen sollen zu einem gemeinsamen Protokoll beitragen, das derzeit fehlt, aber benötigt wird, um das anspruchsvolle Verfahren der Ratten-UTx in der Forschungsgemeinschaft zu etablieren.

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Disclosures

Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.

Acknowledgments

Diese Studie wurde vom Schweizerischen Nationalfonds unterstützt (Projektbeitrag Nr. 310030_192736). Wir danken Dr. Frauke Seehusen vom Institut für Veterinärpathologie der Universität Zürich für ihre histopathologische Unterstützung.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Angled to Side Scissor 5 mm F.S.T 15008-08
Big Paper Clip No specific Used as retractor
Blunt Bend Needle G30 Unimed S.A.
Bupivacain 0.5% Sintetica
Buprenorphine 0.3 mg/mL Temgesic
Dosiernadel G25 H.SIGRIST& PARTNER AG
Dumont #5SF Forceps F.S.T 11252-00
Ethilon 10/0 Ethicon 2810G
Ethilon 6/0 Ethicon 667H
Ethilon 7/0 Ethicon EH7446H
Ethilon 8/0 Ethicon 2808G
Femal Brown Norway Rats (150-170 g) Janvier
Femal Lewis Rats (150-170 g) Charles River Deutschland
Fine Scissors - Sharp F.S.T 14060-09 Any other small scissor works too
Halsey Micro Needle Holder F.S.T 12500-12 Any other small needholder works too
Heparin Natrium 25000 I.E./ 5 mL B. Braun
Institute Georges Lopez Perfusion Solution (IGL) Institute Georges Lopez Organ preservation solution  
Male Lewis Rats (300-320 g) Charles River Deutschland
Micro Serrefines 13 mm F.S.T 18055-04  
Micro Serrefines 16 mm gebogen F.S.T 18055-06
Micro-Serrefine Clamp Applicator with Lock   F.S.T 18056-14  
Mölnlyncke Op Towel Mölnlyncke 800300 Sterile drape
NaCl 0.9% B.Braun
Octenisept Schülke
Paper Tape Tesa For fixing the animal
Philips Avent Schneller Flaschenwärmer SCF358/02 Philips 12824216
Ringerfundin B.Braun
Rompun 2% Bayer Xylazine
Round Handled Needle Holders F.S.T 12075-12
Round Handled Needle Holders F.S.T 12075-12
S&T Vessel Dilating Forceps - Angled 45° F.S.T 00276-13
Sacryl Naht KRUUSE 152575
Scapel No 10 Swann Morton 201
Small Histo-Container Any small histo-container works fine-for coldstorage of the graft
Small Plastik Bags Any transparant plastic bags are fine
Steril Cotton swab Lohmann-Rauscher Any steril cotton swab is fine
Sterile Gauze Lohmann-Rauscher Any steril gauze is fine
Straight Scissor 8mm F.S.T 15024-10
Surgical microscope – SZX9 Olympus OLY-SZX9-B
Sutter Non Stick GLISS 0.4 mm Sutter 78 01 69 SLS
Suture Tying Forceps  F.S.T 00272-13
ThermoLux warming mat ThermoLux
Tissue Forceps for Skin Any tissue forceps are fine
Vesseldilatator Forceps F.S.T 00125-11
Vicryl  plus 4/0 Ethicon VCP292H

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References

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Medizin Heft 194
Chirurgischer Ansatz, Herausforderungen und Lösungen für die Uterustransplantation bei Ratten
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Sun, K., Bochicchio, D., Clavien, P. … More

Sun, K., Bochicchio, D., Clavien, P. A., Dutkowski, P., Humar, B. Surgical Approach, Challenges, and Resolutions for Uterus Transplantation in Rats. J. Vis. Exp. (194), e64757, doi:10.3791/64757 (2023).

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