Summary
Denna studie beskriver ett optimerat protokoll för att etablera primära fibroblaster från keloidvävnader som effektivt och stadigt kan tillhandahålla rena och livskraftiga fibroblaster.
Abstract
Fibroblaster, den viktigaste celltypen i keloidvävnad, spelar en viktig roll i bildandet och utvecklingen av keloider. Isolering och odling av primära fibroblaster härrörande från keloidvävnad ligger till grund för vidare studier av keloiders biologiska funktion och molekylära mekanismer, liksom nya terapeutiska strategier för behandling av dem. Den traditionella metoden för att erhålla primära fibroblaster har begränsningar, såsom dåligt cellulärt tillstånd, blandning med andra typer av celler och mottaglighet för kontaminering. Detta dokument beskriver ett optimerat och lätt reproducerbart protokoll som kan minska förekomsten av möjliga problem vid erhållande av fibroblaster. I detta protokoll kan fibroblaster observeras 5 dagar efter isolering och nå nästan 80% sammanflöde efter 10 dagars odling. Därefter passeras fibroblasterna och verifieras med PDGFRα- och vimentinantikroppar för immunofluorescensanalyser och CD90-antikroppar för flödescytometri. Sammanfattningsvis kan fibroblaster från keloidvävnad lätt förvärvas genom detta protokoll, vilket kan ge en riklig och stabil cellkälla i laboratoriet för keloidforskning.
Introduction
Keloid, en fibroproliferativ sjukdom, manifesterar sig som kontinuerlig tillväxt av plack som ofta invaderar den omgivande normala huden utan självbegränsning och orsakar olika grader av klåda, smärta och kosmetiska och psykologiska bördor för patienter1. Fibroblaster, de primära cellerna som är involverade i keloider, spelar en viktig roll i bildandet och utvecklingen av denna sjukdom genom överdriven spridning, överflödig extracellulär matrisproduktion och oorganiserade kollagener 2,3. Den underliggande patogenesen är dock fortfarande oklar, och en effektiv terapeutisk metod för keloid saknas fortfarande; Därför finns det ett akut behov av ytterligare forskning 4,5.
Eftersom det inte finns någon idealisk djurmodell för keloidforskning in vivo 6,7, kan byggandet av en in vitro-modell genom att förvärva primära fibroblaster från keloidvävnader erbjuda genomförbarhet och tillförlitlighet för keloidforskning 2,6. Primära celler är de som härrör direkt från levande vävnad, och det är allmänt erkänt att dessa celler mer kan likna det fysiologiska tillståndet och den genetiska bakgrunden hos flera individer jämfört med cellinjerna 8,9. Odling av primära celler ger ett kraftfullt sätt att studera tillväxt och metabolism av celler, liksom andra cellfenotyper.
För närvarande finns det två metoder för att förvärva primära fibroblaster: enzymförtunning och explantkultur. Flera hinder har emellertid identifierats för att erhålla primära fibroblaster, såsom risken för kontaminering av olika bakterier eller svampar, blandning med andra typer av celler som inte lätt avlägsnas, den långa perioden av odlingscykeln, de efterföljande förändringarna av cellegenskaperna jämfört med de ursprungliga cellerna, och så vidare9. Att utveckla en genomförbar och effektiv process för att erhålla primära fibroblaster är därför grunden för vidare studier och tillämpningar. Denna studie beskriver ett optimerat protokoll för att extrahera primära fibroblaster från keloidvävnader som effektivt och stadigt kan tillhandahålla rena och livskraftiga fibroblaster.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denna studie godkändes av den institutionella granskningsnämnden för Dermatology Hospital, Southern Medical University (2020081). Informerat samtycke från patienten inhämtades innan vävnaderna samlades in från individerna.
1. Förberedelse
OBS: Följande procedurer bör utföras i en steril miljö under ett biologiskt säkerhetsskåp.
- Förbered hela odlingsmediet genom att tillsätta 10% fetalt bovint serum (FBS) och 1% penicillin-streptomycin-amfotericin B-lösning (PSA) till högglukos Dulbeccos modifierade Eagle-medium (DMEM).
- Förbered fosfatbuffrad saltlösning (PBS) med PSA genom att tillsätta 1% PSA i 1x PBS. Förbered PBS med FBS genom att lägga till 1% FBS till 1x PBS.
- Förbered flera steriliserade saxar, pincett och skalpeller genom autoklavering.
2. Skaffa borttagna vävnader
- Skaffa vävnader från keloidpatienter genom operation. Samla upp de färska keloidvävnaderna i en steril förpackningspåse eller sterilt centrifugrör och överför dem till ett biologiskt säkerhetsskåp i laboratoriet så snart som möjligt.
OBS: I detta protokoll var storleken på den förvärvade keloidvävnaden ungefär ~ 20 x 20 x 10 mm3, och storleken kan variera beroende på operationen.
3. Isolering
- Ta ut keloidvävnaden med steril pincett och placera den i ett 50 ml sterilt centrifugrör innehållande 10-25 ml PBS med 1% PSA i 10 minuter. Förbered sedan en 6-brunnsplatta och tillsätt 4 ml PBS kompletterad med 1% PSA till varje brunn. Ta ut vävnaden med steriliserad pincett och tvätta den två gånger med PBS kompletterad med 1% PSA. Använd sterila pincett, överför vävnaden sekventiellt från en brunn till nästa.
- Ta bort fett- och epidermisskikten med kirurgisk sax eller en kirurgisk skalpell och lämna dermisskiktet orört. Trimma och dissekera dermisskiktet i 3-5 mm2 bitar med sax, överför dessa bitar med sterila pincett till nästa brunn och tvätta dem i PBS med 1% PSA-lösning igen.
4. Kultur
- Placera dermisvävnadsbitarna i petriskålar med steriliserade pincett; Se till att antalet bitar är mellan 10 och 30 och avståndet mellan varje bit är >5 mm. Lägg petriskålarna upp och ner i en 5% CO2-inkubator vid 37 ° C i 30-60 minuter tills vävnadsbitarna torkar lite och fastnar på petriskålen. Tillsätt sedan DMEM kompletterat med 10% FBS och 1% PSA och placera försiktigt petriskålarna i en 5% CO2-inkubator vid 37 ° C.
OBS: Fibroblaster är en morfologiskt och funktionellt heterogen cellpopulation. Med tanke på denna komplexitet bör isolerings- och kulturstegen utföras med försiktighet; Välj keloid dermala vävnadsbitar jämnt och blanda dessa bitar väl innan du lägger dem i petriskålen. - Efter 3 dagar, byt ut hälften av supernatanten mot ett komplett odlingsmedium. Byt odlingsmedium var 2-3: e dag. Observera fibroblasterna under ett mikroskop vid 40x förstoring varje dag.
OBS: Alla steg ska utföras försiktigt. Flytta inte petriskålen i 2 dagar efter isolering, eftersom vävnadsbitarna tar tid att fästa vid petriskålarna. - När fibroblasterna som växer runt vävnadsbitarna når cirka 90% sammanflöde, ta bort vävnadsbitarna och odlingsmediet. Tvätta fibroblasterna med steril 1x PBS och tillsätt 2 ml steril 1x trypsin-EDTA-lösning till plattorna. Inkubera cellerna i ca ~3-5 min vid 37 °C i en fuktad 5% CO2-inkubator . Knacka försiktigt på odlingsskålen och observera den under ett mikroskop. När majoriteten av cellerna lossnar från plattan, tillsätt 2 ml komplett medium för att avsluta matsmältningsprocessen.
- Överför cellsuspensionen till ett 15 ml sterilt centrifugrör och centrifugera röret vid 300 × g i 3 minuter vid rumstemperatur. Kassera supernatanten försiktigt och suspendera cellpelleten i hela mediet. Frö fibroblasterna i en 9 cm cellodlingsskål och inkubera vid 37 °C i en fuktad 5 % CO2-inkubator .
5. Underhåll och bevarande
- Cirka 3-4 dagar senare, när fibroblasterna har vuxit till 80% sammanflöde, upprepa steg 4.2-4.4 och passera fibroblasterna i förhållandet 1: 3. Använd de passagerade fibroblasterna för ytterligare experiment.
OBS: Fibroblastkulturen bör stoppas efter 10 passager, eftersom cellerna kan börja visa förändrade egenskaper jämfört med de ursprungliga cellerna. - Kryokonservera de passagerade cellerna av P1-P3 i flytande kväve för vidare användning.
- Upprepa steg 4.2-4.3. Överför cellsuspensionen till ett 15 ml sterilt centrifugrör och centrifugera röret i 3 minuter vid 300 × g. Kassera supernatanten försiktigt, suspendera cellpelleten i 1 ml cellfrysningsmedium innehållande 90% FBS och 10% DMSO och överför suspensionen till cellkryorör.
- Flytta cellerna till en fryst låda och lägg sedan den frysta lådan i en frys på -80 °C. Efter 1 dag, överför cellerna till flytande kväve för långvarig konservering.
6. Identifiering av fibroblaster genom immunofluorescensfärgning
- Placera runda täckglas i en platta med 24 brunnar och odla de passagerade fibroblasterna i en koncentration av 1 × 104 celler/brunn. När fibroblasterna når 60% sammanflöde, ta bort odlingsmediet. Tillsätt 1 ml 4% paraformaldehyd för att fixera fibroblasterna i 20 minuter vid rumstemperatur och tvätta 3x med PBS i 1 minut varje gång.
OBS: Räkna antalet celler med hjälp av en hemocytometerglas under ett mikroskop eller en automatisk cellräknare. - Ta bort PBS, inkubera med 0,5% Triton X-100 i 20 minuter för permeabilisering av cellmembran och tvätta sedan 3x med PBS i 1 minut varje gång. Tillsätt PBS med 0,5% bovint serumalbumin och blötlägg i 30 minuter. Ta sedan bort den och tillsätt PDGFR-α / vimentin-antikroppen utspädd i antikroppsspädningsmedel vid 1: 1,000. Inkubera över natten vid 4 °C.
- Nästa dag, ta bort den primära antikroppen, tvätta cellerna 3x med PBS i 3 minuter och tillsätt den sekundära antikroppen Alexa Fluor-555 getantikanin IgG utspädd med antikroppsspädningsmedel vid 1:200 för att suga i 1 timme.
- Ta bort den sekundära antikroppen och tvätta cellerna 3x med PBS. Ta ut de runda täckglasen med pincett, lägg dem på glasskivor och tillsätt 50 μL 5 μg/ml 4',6-diamidino-2-fenylindol (DAPI) lösning för att färga cellkärnorna. Förvara proverna i en våt, mörk låda och observera dem under ett laserkonfokalt fluorescensmikroskop.
OBS: Lägg till en negativ kontrollgrupp utan en primär antikropp men med en sekundär antikropp för att utesluta ospecifik färgning.
7. Identifiering av fibroblaster genom flödescytometri
- Samla upp cellpelleten i ett 1,5 ml sterilt centrifugrör och suspendera igen med 50 μL PBS innehållande 1% FBS. Inkubera med anti-CD90 i 30 minuter i mörkret och lägg till en anti-IgG-isotypkontroll till kontrollgruppen. Tillsätt sedan 200 μL PBS innehållande 1 % FBS och centrifugera röret i 10 minuter vid 300 × g vid 4 °C.
- Ta bort supernatanten och tillsätt 200 μL PBS innehållande 1% FBS. Resuspendera och filtrera suspensionen genom en cellsil (70 mesh). Tillsätt en 5 μg/ml stamlösning av DAPI vid 1:100 till filtratet och erhåll sedan resultaten genom flödescytometri. Ställ in framåtriktad scatter (FSC) som abscissa och sidoscatter (SSC) som ordinat och ringa in huvudcellpopulationen. Välj cellpopulationen och ställ in phycoerytrin som abscissen och räkningen som ordinat för analys.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Protokollets tidslinje sammanfattas i figur 1A. Några representativa bilder av isoleringsprocessen visas i figur 2; Epidermis- och fettskikten avlägsnades försiktigt och dermisskiktet separerades i små fragment av 3-4 mm2, som ympades i petriskålarna.
Som visas i figur 3A observerades flera fibroblastutväxter av vävnadsbitarna under mikroskopet 5 dagar efter bearbetning. Som visas i figur 3B uppvisade fibroblasterna höga spridningshastigheter och nådde en hög nivå av sammanflöde efter 10 dagar. Dessa fibroblaster hade långsträckta, spindelliknande cellkroppar och var inriktade i buntar när de nådde en hög nivå av sammanflöde. Genom att följa detta protokoll passerades fibroblasterna och expanderades till önskad mängd inom 2-3 veckor.
För att verifiera fibroblasternas identitet och renhet användes en immunofluorescensfärgningsanalys för att detektera de fibroblastspecifika markörerna PDGFRα10 och vimentin. Som förväntat visar figur 4A och figur 4C att alla fibroblaster var positivt färgade av PDGFRα/vimentin-antikroppen, med röd immunofluorescens och blå immunofluorescens i cellkärnan. Som visas i figur 4C visade flödescytometrianalysen också CD90-positivitet i nästan alla fibroblaster.
Figur 1: Översikt över keloid fibroblastisolering och odlingsprocedur. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Representativa bilder av isolering och odling av fibroblaster från keloidvävnader . (A) Tvätta vävnaden. (B) Ta bort epidermis- och fettlagren. (C) Dissekera dermis i 3-4 mm3 bitar och tvätta med PBS igen. (D) Placera vävnadsfragmenten i en petriskål. (E) Lägg petriskålarna upp och ner i 5% CO2-inkubatorn vid 37 ° C i 30-60 minuter för att låta vävnadsbitarna torka lite och hålla fast vid petriskålen. (F) Tillsätt hela odlingsmediet i petriskålen och kultur i den CO2-innehållande cellinkubatorn. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Representativa bilder av fibroblastutväxt från keloidvävnadsbitarna. (A) Fibroblastutväxt från vävnadsbitarna på ~ 5 dagar. (B) Fibroblasterna nådde en hög nivå av sammanflöde på ~ 10 dagar. Skalstreck = 200 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Identifiering av högrenade fibroblaster genom immunofluorescensfärgning och flödescytometri. (A) Immunofluorescenstaining av fibroblaster med anti-PDGFRα. (B) Negativ kontrollgrupp utan primär antikropp för PDGFRα. (C) Immunofluorescenstaining av fibroblasterna med anti-vimentin. d) Negativ kontrollgrupp utan primär antikropp för vimentin. (E) Flödescytometrianalys av fibroblasterna. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Att erhålla primära fibroblaster från keloidvävnader är en kritisk grund för vidare forskning. Hittills har det funnits två metoder för att förvärva primära fibroblaster: enzymsmältning och explantkultur11,12,13,14. Båda traditionella metoderna har dock begränsningar, såsom känslighet för kontaminering, blandning med andra typer av celler, en lång odlingsperiod och en låg framgångsgrad15,16. Denna studie har beskrivit en optimerad metod och gett tydliga instruktioner för att lösa dessa befintliga utmaningar och öka chansen att lyckas för isolering och odling av keloidfibroblaster.
Risken för mikrobiell kontaminering är ett av de största problemen med att erhålla primära fibroblaster. All utrustning och alla lösningar måste steriliseras och aseptiska standardtekniker måste implementeras under alla steg i protokollet. Protokollet innehåller påminnelser om att förbli aseptisk för att minska risken för kontaminering. Det första kritiska steget är isoleringsprocessen; Syftet med blötläggning av vävnaderna i PBS kompletterat med 1% PSA och tvättning flera gånger är att ta bort befintliga mikrober och kvarvarande blodfläckar. För att förhindra eventuell överföring av kontaminering bör ett extra par steriliserade saxar och pincett förberedas; Dessa instrument kan ersättas av oanvända instrument i nästa operation. Dessutom tillsätts PSA till odlingsmediet för att förhindra utväxt av mikrober. Periodisk testning av mykoplasma under isolering och efterföljande odling av keloidfibroblaster bör införlivas i protokollet. Genom dessa processer kan risken för mikrobiell kontaminering minskas avsevärt.
Den andra utmaningen är att blanda med andra typer av celler, såsom keratinocyter. Denna celltyp har också en intensiv proliferativ förmåga, vilket gör det svårt att ta bort. Renheten hos fibroblaster är starkt beroende av isoleringsprocessen; Epidermis och fettskikten bör avlägsnas helt för att undvika blandning med andra celler. PDGFR-α är en fibroblastspecifik markör som uttrycks i membranet och cytoplasman hos fibroblasterna10,17,18. CD90 och vimentin är också specifika mesenkymala markörer som uttrycks specifikt i membranen i fibroblasterna 19,20,21. Immunofluorescensfärgningsanalysen i detta arbete visade att alla celler positivt uttryckte PDGFR-α och vimentin. Flödescytometrianalysen visade också direkt CD90-positivitet i nästan alla fibroblaster och större CD90-positivitet jämfört med isotypkontrollen, vilket bekräftar att vi erhöll fibroblaster med relativt hög renhet med användning av detta protokoll.
De avgörande rekommenderade stegen för att främja utväxten och förbättra fibroblasternas proliferativa effektivitet är följande. Först bör vävnadsbitarna skäras i lämpliga storlekar på 3-5 mm2, eftersom mindre vävnadsbitar är mer benägna att flyta under Petriskålens rörelse, och cellerna kommer inte lätt att växa ut större bitar. För det andra bör den första medieförändringen vara efter den tredje dagen, eftersom vävnadsbitarna tar tid att fästa vid petriskålarna. Att flytta petriskålarna för tidigt tenderar att störa vävnaderna och minska risken för fibroblastutväxt. För det tredje bör alla steg i detta protokoll genomföras försiktigt; Felaktig hantering kommer att orsaka onödig rörelse av vävnadsbitarna och försämra cellutväxten.
Fibroblaster är en morfologiskt och funktionellt heterogen cellpopulation som kan delas upp i flera subpopulationer. En begränsning med denna studie är att vi kan erhålla generella fibroblaster från hela keloidvävnaden men inte de olika subpopulationerna av fibroblaster. Vi försöker hitta bättre metoder för att lösa detta problem i framtiden.
Som visats i våra tidigare studier av RNA-seq finns det många skillnader mellan keloidfibroblaster och normala fibroblaster. Keloid fibroblaster producerar mer kollagen I och kollagen III. Dessutom uttrycker keloidfibroblaster specifika markörer som POSTN, bland andra. Efter passage behåller fibroblasterna fortfarande dessa egenskaper, vilket visar att primära fibroblaster också kan uppvisa vissa egenskaper som finns hos keloidpatienter.
Sammanfattningsvis ger denna studie en optimerad metod och ger tydliga instruktioner för att lösa de befintliga svårigheterna vid keloid fibroblastextraktion, såsom mikrobiell kontaminering, blandning med andra celltyper och den långa odlingsperioden, och för att öka chansen att lyckas. Det nuvarande arbetet ger en enkel och reproducerbar metod för att isolera och odla keloida primära fibroblaster, vilket kommer att ge en rik resurs för framtida studier och forskning eller kan frysas i flytande kväve för bankverksamhet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Det finns inga intressekonflikter att deklarera.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av bidrag från National Natural Science Foundation of China (bidragsnummer 81903189 och 82073418) och Science and Technology Foundation of Guangzhou (bidragsnummer 202102020025).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL sterile centrifuge tube | JETBIOFIL | CFT002015 | |
| 15 mL sterile centrifuge tube | JETBIOFIL | 8076 | |
| 4% polyformaldehyde | Beyotime Biotechnology | P0099 | Cell fixation |
| 50 mL sterile centrifuge tube | JETBIOFIL | 8081 | Put keloid tissue |
| Alexa Fluor-555 goat anti-rabbit IgG | Abcam | Alexa Fluor 555 | second antibody for immunofluorescence staining assay |
| Anti human CD90 | BioLegend | B301002 | Identify the purity of fibroblasts |
| Antibody diluent | Beyotime Biotechnology | P0262 | |
| Biological safety cabinet | Thermo Scientific | 1300 series A2 | Isolation and culture cells |
| Bovine serum albumin | aladdin | B265993 | Blocking for immunofluorescence staining assay |
| Carbon dioxide incubator | ESCO | CCL-170B-8 | Using for culturing cells |
| Cell cryotubes | Corning | 43513 | Store the cells in low temperature |
| centrifugal machine | Thermo Fisher | ST 16R | Discard supernatant |
| DAPI | Beyotime Biotechnology | C1006 | Stain the cellular nucleus |
| DMSO | MP Biomedicals | 196055 | Using for preserving cells |
| Dulbecco's modified eagle medium | Gibco | C11995500BT | Culture medium solution |
| Fetal bovine serum | BI | 04-001-1A | |
| Flow cytometer | BD | BD FACSCelesta | Observing the identity of cells |
| frozen box | Thermo Scientific | 5100-0050 | |
| Inverted microscope | Nikon | ECLIPSE Ts2 | |
| Laser confocal microscope | Nikon | AIR-HD25 | Observing the immunofluorescence staining assay |
| PDGFR-α antibody | CST | 3174T | First antibody for immunofluorescence staining assay |
| Penicillin-streptomycin-Am solution | Solarbio | P1410 | Add in culture medium solution to avoid contamination |
| petri dish | JETBIOFIL | 7556 | Culture fibroblasts |
| Phosphate buffered saline solution | Gibco | C10010500BT | Culture medium solution |
| Rabbit (DAIE) mAB IgG XR (R) Isotuge Control (PE) | Cell Signaling Technology | 5742S | As a control for flow cytometry |
| Round coverslip | Biosharp | 801007 | Cell culture |
| Triton X 100 | Solarbio | T8200 | Punch holes in the cell membrane |
| Trypsin-EDTA | Gibco | 25200072 | Used for passaging cells |
| Vimentin antibody | Abcam | ab8978 | First antibody for immunofluorescence staining assay |
References
- Zhu, Y. Q., et al. Genome-wide analysis of Chinese keloid patients identifies novel causative genes. Annals Of Translational Medicine. 10 (16), 883 (2022).
- Feng, F., et al. Biomechanical regulatory factors and therapeutic targets in keloid fibrosis. Frontiers in Pharmacology. 13, 906212 (2022).
- Cohen, A. J., Nikbakht, N., Uitto, J. Keloid disorder: Genetic basis, gene expression profiles, and immunological modulation of the fibrotic processes in the skin. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. , (2022).
- Wang, W., et al. Current advances in the selection of adjuvant radiotherapy regimens for keloid. Frontiers in Medicine. 9, 1043840 (2022).
- Ghadiri, S. J., Kloczko, E., Flohr, C. Topical treatments in the management of keloids and hypertrophic scars: A critically appraised topic. British Journal of Dermatology. 187 (6), 855-856 (2022).
- Neves, L. M. G., Wilgus, T. A., Bayat, A. In vitro, ex vivo, and in vivo approaches for investigation of skin scarring: Human and animal models. Advances in Wound Care. 12 (2), 97-116 (2023).
- Supp, D. M. Animal models for studies of keloid scarring. Advances in Wound Care. 8 (2), 77-89 (2019).
- Künzel, S. R., et al. Ultrasonic-augmented primary adult fibroblast isolation. Journal of Visualized Experiments. (149), e59858 (2019).
- He, Y., et al. An improved explants culture method: Sustainable isolation of keloid fibroblasts with primary characteristics. Journal of Cosmetic Dermatology. 21 (12), 7131-7139 (2022).
- Philippeos, C., et al. Spatial and single-cell transcriptional profiling identifies functionally distinct human dermal fibroblast subpopulations. Journal of Investigative Dermatology. 138 (4), 811-825 (2018).
- Li, L., et al. Hydrogen sulfide suppresses skin fibroblast proliferation via oxidative stress alleviation and necroptosis inhibition. Medicine and Cellular Longevity. 2022, 7434733 (2022).
- Zhou, B. Y., et al. Nintedanib inhibits keloid fibroblast functions by blocking the phosphorylation of multiple kinases and enhancing receptor internalization. Acta Pharmacologica Sinica. 41 (9), 1234-1245 (2020).
- Wang, X. M., Liu, X. M., Wang, Y., Chen, Z. Y. Activating transcription factor 3 (ATF3) regulates cell growth, apoptosis, invasion and collagen synthesis in keloid fibroblast through transforming growth factor beta (TGF-beta)/SMAD signaling pathway. Bioengineered. 12 (1), 117-126 (2021).
- Sato, C., et al. Conditioned medium obtained from amnion-derived mesenchymal stem cell culture prevents activation of keloid fibroblasts. Plastic and Reconstructive Surgery. 141 (2), 390-398 (2018).
- Li, J., et al. Long-term explant culture: An improved method for consistently harvesting homogeneous populations of keloid fibroblasts. Bioengineered. 13 (1), 1565-1574 (2022).
- Wang, Q., et al. Altered glucose metabolism and cell function in keloid fibroblasts under hypoxia. Redox Biology. 38, 101815 (2021).
- Fan, C., et al. Single-cell transcriptome integration analysis reveals the correlation between mesenchymal stromal cells and fibroblasts. Frontiers in Genetics. 13, 798331 (2022).
- Yao, L., et al. Temporal control of PDGFRα regulates the fibroblast-to-myofibroblast transition in wound healing. Cell Reports. 40 (7), 111192 (2022).
- Domdey, M., et al. Consecutive dosing of UVB irradiation induces loss of ABCB5 expression and activation of EMT and fibrosis proteins in limbal epithelial cells similar to pterygium epithelium. Stem Cell Research. 40, 102936 (2022).
- Lin, Z., et al. Renal tubular epithelial cell necroptosis promotes tubulointerstitial fibrosis in patients with chronic kidney disease. FASEB Journal. 36 (12), e22625 (2022).
- Korosec, A., et al. Lineage identity and location within the dermis determine the function of papillary and reticular fibroblasts in human skin. Journal of Investigative Dermatology. 139 (2), 342-351 (2019).
