Summary
本文介绍了通过将H2052/484中皮瘤细胞植入免疫功能性贫血小鼠胸腔，生成人类胸膜中皮瘤的正交小鼠模型。通过非侵入性多式联运 =18F_-2-fluo-2-脱氧-D-葡萄糖正电子发射断层扫描和计算机断层成像，对胸腔内肿瘤的发展进行了纵向监测。
Abstract
恶性胸膜内皮瘤（MPM）是一种罕见的、具有攻击性的肿瘤，在覆盖肺部、心脏和胸腔的中皮内出现。MPM 开发主要与石棉相关。治疗只能提供适量的存活率，因为中位平均存活率从诊断时起为9-18个月。因此，必须确定更有效的治疗方法。描述新治疗靶点的大多数数据都是从体外实验中获得的，需要在可靠的体内临床前模型中进行验证。本文介绍了一种在将人类MPM细胞系H2052/484注射到免疫缺陷贫血小鼠胸腔后获得的这种可靠的MPM正位模型。在正交位位移植允许研究肿瘤在自然体内环境的进展。正电子发射断层扫描/计算机断层扫描（PET/CT）分子成像使用临床[18F+-2-氟-2-脱氧-D-葡萄糖（=18F_FDG）放射跟踪器是检查MPM患者的首选诊断方法。因此，使用18F_FDG-PET/CT 纵向监测 H2052/484 正射模型的疾病进展。这种技术具有很高的3R潜力（Reuce动物的数量，Refine以减轻疼痛和不适，和Replace动物实验与替代品），因为肿瘤的发展可以监测非侵入性和动物的数量可以大大减少。
该模型显示高开发率，快速肿瘤生长，是成本效益，并允许快速临床翻译。通过使用这个正交异种性异种性MPM模型，研究人员可以评估治疗干预后可靠MPM模型的生物反应。
Introduction
恶性胸膜内皮瘤（MPM）是一种癌症，最常见的是与接触石棉纤维1，2，3。虽然石棉在大多数西方国家已被禁用4，5，6，MPM的发病率仍然增加7，8。最近，老鼠接触碳纳米管表明，它们可能导致人类健康风险很大。数据表明，接触这些产品可能导致慢性炎症和分子变化（例如，肿瘤抑制途径的丧失），从而导致恶性间皮瘤的恶化。目前，多壁碳纳米管是纳米技术最重要的产品之一，并越来越多地被纳入各种产品，如复合材料、储能材料、医药、电子和环境修复材料。
MPM是一种预后不佳的癌症，大多数患者在诊断后两年内死亡，因为目前治疗方式11的疗效有限。MPM治疗的选择取决于癌症阶段。对于大多数早期MPM（阶段1，可能一些阶段2或3肿瘤），临床方法是一种多模态疗法，包括肿瘤的手术切除，与放疗和化疗12相关。结合顺铂和pemxed联合化疗，用于治疗大多数被诊断为晚期局部侵入性疾病的患者，即不适合手术切除，或否则不适合治疗手术13，14。因此，迫切需要为MPM患者开发更有效的治疗方法。然而，很少有经过验证的体内动物模型能够反映MPM的临床相关性。几个小鼠MPM模型已经开发，但其中大多数没有忠实地重述MPM肿瘤微环境15，16，17，18的复杂方面。在小鼠、基因工程MPM小鼠模型或鼠MPM细胞系协同移植模型中使用石棉诱导的MPM受到基本表型和功能差异的限制，因此，将新发现转化为临床效果不佳。其他临床前小鼠MPM模型主要依靠免疫缺陷小鼠的人类细胞系的皮下或围肠异种移植物。虽然这些模型很容易监测和提供基本数据，但这些异种移植物的微观环境并不与人类肿瘤相媲美，损害大多数这些临床前研究的转化能力17，19。相反，正交异种移植更好地反映患者的肿瘤行为和治疗反应，因为他们被一个类似的微环境包围，在原始肿瘤部位16发现。
分子成像由+18F_FDG-PET/CT是纵向监测MPM20，21患者疾病进展的首选方法。因此，采用这种非侵入性成像方法，极大地促进了临床前研究转化为临床试验16，22。此外，它有助于减少所需的动物数量，因为每只动物代表自己的控制随着时间的推移。
在本文中，我们提出了一个可靠的正交异种异种移植MPM模型后，获得的人MPM细胞系H2052/484注射到胸腔的贫血小鼠。结合18F_FDG-PET/CT成像，该模型是研究新的诊断策略和治疗人体MPM的功能和机械效应的宝贵和可重复的方法。
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Protocol
下文描述的所有程序均经机构动物护理和使用委员会以及瑞士日内瓦兽医国家办公室（授权 GE/106/16）批准。MPM细胞系H2052/484在我们的实验室建立和特征，详细在科林DJ等人的文章23。简单地说，H2052/484细胞系是从将NCI-H2052（ATCC）细胞注射到免疫缺陷裸鼠体内后获得的胸腔肿瘤建立的。
1. 实验设计
- 使用统计功率计算（例如http://powerandsamplesize.com/Calculators/）根据实验确定需要多少只小鼠。
- 植入前至少一周，购买八到十周大的贫血雌性裸鼠Foxn1nu/nu，并在无特定病原体（SPF）环境中放置至少一周。
2. 用于植入的细胞制备
- 计算每只小鼠注射 1 x 106个细胞时需要多少个 H2052/484 细胞（步骤 1.1）。准备额外的细胞数量，作为注射小鼠将涉及注射器取样。
- 在 RPMI 1640 培养基中培养 MPM H2052/484 细胞系，辅以 10% （v/v） 胎儿牛血清 （FBS）、100 单位/mL 青霉素和 100 μg/mL 链霉素，在组织培养箱中，在 37°C，CO2.
- 培养细胞植入约80%汇合（+7 x 106细胞每15厘米培养皿）。
- 移植前约1小时，准备细胞。
- 丢弃介质，用无菌PBS清洗细胞，不含钙和镁（每15厘米培养皿10 mL），通过孵育5分钟，用0.05%胰蛋白酶-2 mM EDTA（每15厘米培养皿2 mL）分离细胞。
- 收集RPMI培养基（每15厘米培养皿10 mL）的细胞，并使用血细胞计计算细胞。
- 根据步骤 1.2 计算，收集要注射的小鼠数量的适当细胞数。
- 在 300 x g下离心 3 分钟，在没有 FBS 的情况下用 10 mL RPMI 培养基清洗细胞颗粒，并在 300 x g下再次离心 3 分钟。
- 在没有FBS的适当量的RPMI培养基中重新悬浮细胞，每50μL的浓度为1 x 106个细胞，因为每只小鼠必须注入50μL的体积。
3. 肿瘤细胞植入
- 在植入之前，通过喷洒消毒剂喷涂所有表面，在层流罩中准备麻醉系统和手术区域。在层流罩中准备无菌或消毒用品，包括麻醉系统、用于保持小鼠体温的加热垫、聚维酮碘溶液、30 G 汉密尔顿注射器（例如，705RN 注射器、30 G 针-20 mm-Point 样式 4），无菌纱布和棉签、无菌一次性手术刀和手术器械以及无菌微移液器和吸头。
- 在消毒的流量罩中保持并打开微隔离的SPF-笼，并根据嫁接速度对一只又一只老鼠进行麻醉。对于实验技术人员来说，移植时间约为 5-10 分钟。
- 麻醉小鼠首先诱导4-5%的异常。然后在加热垫上保持麻醉，同时用3%异二苯进行移植。通过鼠标失去正确的反射来确定麻醉的深度。
- 一旦小鼠被麻醉，注射皮下0.05毫克/千克丁丙诺啡作为镇痛/术后止痛。
- 将鼠标放在加热垫上的右侧（右侧侧下）。
- 用聚维酮碘溶液清洁手术区域，用钝剪刀切开皮肤5毫米切口，用钝剪刀清除周围的脂肪和肌肉，露出肋骨。
- 在没有FBS的情况下，以每50μLRPMI培养基的1 x106细胞的浓度对细胞悬浮液进行均质化，并使用汉密尔顿注射器加载50μL的悬浮液。避免气泡，用70%酒精擦拭针头，以避免细胞非正交。每次注射前，使细胞悬浮液均匀化。
- 缓慢地将细胞注入6排和7肋骨之间的胸腔，角度为30°，深度为2~3毫米，正好在间质肌肉下方。确保不要将针头放在肋骨下方，不要注射到肺部。针应该通过肌肉的透明度可见 （图 1A）。
- 用三到四个可吸收缝合线合伤口。
- 将小鼠存放在温暖的环境中，直到它们醒来。
- 第二天，重复丁丙诺啡注射。根据实验设计和授权对小鼠进行监测。
4. •18F_FDG-PET/CT 成像
注：以下描述的所有程序必须经过当地动物住房和成像设施的批准。确保根据当地辐射安全规则（例如，库存溶液活性、屏蔽罩处理）进口、储存和处理放射性物质。SPF条件可以通过在层流罩中操作动物并在与 SPF 兼容的扫描仪床上加载来保持（图 1B，C）。
- 从植入H2052/484细胞后的第7天开始，每周监测一次执行PET/CT成像的肿瘤发育。每只动物都代表它自己的控制时间。
- 在成像前，避免动物遇险，将小鼠运送到成像设施（如有）或使其靠近设施。
- 快速小鼠12-16小时之前 *18F_FDG-PET/CT，减少背景信号。见Fueger24，他描述了动物处理对18F_FDG-PET/CT扫描的影响。
- 根据当地规则，对老鼠床进行净化和储存。
- 记录所有时间的放射性剂量测量，注射和PET扫描，以便能够计算SUV。
- 在注射 [18F_FDG]之前，在30°C下预加热小鼠30分钟，减少棕色脂肪组织（BAT）代谢。例如，在加热室中预热，使用加热垫或使用红外灯。
- 使用剂量校准器，在 1 mL 胰岛素注射器中从 150-200 μL 的盐水中从库存溶液中制备 3⁄4 MBq 剂量 =18F_FDG。胰岛素注射器具有几乎无死体积的优点，可以避免测量注射后的剩余活动。
- 如步骤 3.3 所述，使用异常胶对小鼠进行麻醉。称量小鼠，然后静脉注射3⁄4 MBq =18F_FDG。逆轨注射是一种选择的方法，因为它快速，容易，避免尾静脉注射问题或延迟接受腹内注射。
- 注射后，在步骤3.5启动的温暖条件下，让小鼠在笼子里保持清醒45分钟。+18F_FDG 的接受时间为 1 小时;15分钟通常足以将小鼠装载在床上，并在 PET 之前执行 CT。
- 如步骤 3.3 所述，使用异常胶对小鼠进行麻醉，并将其加载到扫描仪床上（图 1B）。
- 将床转移到扫描仪，并让动物进行以肺部为中心的CT扫描。在 360° 旋转期间以 80 kVp、160 μA、1024 投影进行扫描，视野为 74 mm（1.6 倍放大倍率，凯旋采集示例）（图 1C）。
- 将床移到 PET 子系统，并在18F_FDG 喷射后 1 小时后开始采集，持续时间为 15 分钟。对于大多数 PET/CT 系统，床可以自动从 CT 移动到 PET，以保持 FOV 居中于同一区域。
- 将小鼠从成像室中取出，使其在笼子里恢复。
- 根据当地规定，将老鼠留在一个专门用于放射性衰变的区域。
5. 分析18F_FDG-PET/CT 扫描
- 重建CT扫描在上述条件下执行，矩阵为512，体素尺寸为0.144毫米（过滤后投影-FBP算法，内置软件）。使用有序子集期望最大-3 维-OSEM3D 算法的 20 次迭代重建 PET 扫描。通过扫描幻像圆柱体校准 Bq/mL 中的图像。根据您的内置软件解决方案自动共同注册 CT 和 PET 扫描。
- 使用分析软件 （材料表） 分析肺体积。
- 通过单击"打开数据"图标加载 CT 数据作为参考 （参考）。然后通过单击"追加数据"图标将 PET 数据加载为输入 （Inp1）。
- 调整 CT 和 PET 的色阶（"WL"）以对比图像以进行目视检查。
- 从下拉菜单中选择3D ROI 工具，单击"添加 ROI"并命名文件Lungs。单击细分算法|邻域阈值.将输入定义为"背景"，将图像定义为参考。根据小鼠肺密度值输入最小值和最大值，通常为 -800 和 -300 HU。通过单击vtk图标检查 3D 呈现的肺，并检索通过单击显示表图标生成的表中的音量。
- 通过提取最大标准吸收值 （SUVmax） 分析 =18F_FDG 在肿瘤中的吸收。
- 将 Bq/mL 中校准的 PET 图像转换为 SUV，从下拉菜单中选择算术，然后Scalar 乘法并使用inp1作为"选定"，Scalar为 Bq/mL，以 SUV 因子计算如下：SUV = （Bq/mL）/（注射剂量 （Bq）/体重 （g）。）。
- 从下拉菜单中选择3D ROI 工具，单击"添加 ROI"并命名文件"肿瘤"。单击3D 绘制模式|球体.仅取消选中2D。调整形状的大小并环绕肿瘤。例如，请确保不包含来自心脏的任何干扰信号。通过单击显示表图标来检索表中生成的表中的 SUVmax 值。
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Representative Results
H2052/484 正射模型
通过胸腔内注射培养癌细胞，特别是H2052/484细胞进行正交MPM模型，设置相对容易。上述不同步骤只需要适度的细胞培养知识，而中等训练的动物实验者可以进入手术步骤。裸体小鼠和细胞应在无菌条件下操作，以最大化植入的结果。通过仔细遵循这个方案，包括短暂的麻醉和最小的手术，我们只遇到1死亡在266小鼠注射不同的MPM细胞系。在266只被仔细注射的小鼠中，未观察到肿瘤细胞的肺气肿或肺内植入。具体来说，H2052/484细胞系的正交肿瘤发育率很高，因为93.8%的注射小鼠发展出肿瘤（n = 118）。H2052/484肿瘤可在注射后14天内通过PET/CT成像检测，根据我们的终点标准，实验的中位持续时间为31天，在一个有代表性的实验21中。正如我们在另外一项研究21中描述的那样，肿瘤在胸腔中局部化，自由分布或附着在肺、胸肌、主动脉拱或下等的静脉腔上。未找到转移。
MPM 监控通过 +18F_FDG-PET/CT 成像
正交MPM每周通过结合PET/CT成像与广泛使用的放射性追踪器+18F_FDG进行监测，这种放射线在高度代谢肿瘤中积累。纵向解剖CT扫描允许可视化MPM发展对肺形态的影响。与周围组织相比，在CT扫描中自动分割高对比度肺非常简单，因为其密度较低。3D渲染概述了肿瘤的定位和肺的纵向体积可以提取（图2A）。在MPM注射患有H2052/484肿瘤的小鼠后，CT的肺体积测量随时间明显下降（图2B）。事实上，MPM肿瘤生长在胸腔内，对肺部造成压力，减少其体积。相关分析表明，肺体积与测定R2系数为0.8（图2C）的监测时间成反比。总之，这些数据显示了CT扫描的可靠性，以监测此MPM模型的发展。
结合CT，18F_FDG-PET扫描提供有关MPM肿瘤代谢状态的额外和有价值的信息。虽然有时自行解释 CT 和 PET 扫描图像可能很复杂，尤其是在早期点，但两种模式的组合可进一步提供诊断的鲁棒性。事实上，具有代表性的纵向 =18F_FDG-PET/CT 监测在 10 天到 44 天之间进行的小鼠 ipl H2052/484 肿瘤显示，肿瘤在移植后 2 周开始可区分（图 3A）。此示例重点介绍位于胸腔边缘和心脏大血管（白色箭头）的肿瘤的生长和 [18F_FDG 狂热性]。[18F]在CT扫描的帮助下，通过在肿瘤上提取的ROI中取自SUV最大值来量化肿瘤的FDG吸收量，并显示出其葡萄糖代谢显著的时间依赖性增加（图3B）。相关分析表明，SUVmax与测定R2系数为0.7（图3C）的监测时间呈正相关。这些数据证明了 #18F_FDG-PET 扫描的可靠性，以监测 H2052/484 正射性肿瘤的命运。最后，肺体积和[18F_FDG热度，分别由CT和PET分析，相互关联与R2的0.6支持这些测量的强度，以研究MPM正交肿瘤的发展（图4）。
图1：全裸小鼠正射异种移植模型。（A） 将人体MPM细胞注射到左胸腔，如协议部分所述。（B，C）小鼠被麻醉，并加载在PET/CT床在层流罩，然后转移到扫描仪。请点击此处查看此图的较大版本。
图2：CT监测的正交H2052/484 MPM模型的肿瘤生长。（A） CT扫描的代表性3D重建显示H2052/484 MPM ipl肿瘤及其在植入后几天内对肺体积（Vp）的影响。白色箭头显示 MPM ipl 肿瘤的位置。（B） 小提琴图显示了肺卷 （VL）， n = 6 的代表性时间过程.指示图基的多重比较统计信息的单向方差分析测试。字母表示 A、b、c、d、e、f 分别指示 D10、D16、D23、D29、D36 和 D44 的型号之间存在显著差异。相应的 p 值： x， p < 0.05;xx， p < 0.01;xxx， p < 0.001;xxx， p < 0.0001.（C） 肺体积减少与ipl MPM发育相关与注射后时间的相关性。线性回归绘制为粗彩色线，相关 SD 绘制为虚线黑线。使用软件执行图表和统计分析。请点击此处查看此图的较大版本。
图3：ipl MPM模型的肿瘤代谢，随后是+18F_FDG-microPET/CT。（A） 代表 PET/CT 扫描显示 MPM ipl 肿瘤.PET/CT 图像显示包含18F_FDG-avid 肿瘤的胸部区域的跨轴线切片，CT（灰度比）提供解剖信息，PET（校准的伪色标）显示高肿瘤和器官葡萄糖利用的位置和强度。指示注射后日期。CT：CT介质窗口;[18F]FDG-PET/CT：PET和CT扫描的熔融图像。白色箭头显示 MPM ipl 肿瘤。L = 肺，H = 心脏，BAT = 棕色脂肪组织。（B） 小提琴图显示了与 MPM 代谢相关的 SUV最大最大代表性时间过程，n = 6。指示图基的多重比较统计信息的单向方差分析测试。字母表示 A、b、c、d、e、f 分别指示 D10、D16、D23、D29、D36 和 D44 的型号之间存在显著差异。相应的 p 值： x， p < 0.05;xx， p < 0.01;xxx， p < 0.001;xxx， p < 0.0001.（C） Ipl MPM肿瘤中SUV最大值的增加与注射后时间的相关性。线性回归绘制为粗彩色线，相关 SD 绘制为虚线黑线。使用软件执行图表和统计分析。请点击此处查看此图的较大版本。
图4：肺体积与代谢肿瘤活性监测的MPM发育相关性。SUV最大体积和肺量 （VL） 之间的相关性显示为线性回归，绘制为粗彩色线，相关 SD 显示为虚线黑线。使用软件执行图表和统计分析。请点击此处查看此图的较大版本。
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Discussion
本文介绍了注射在贫血小鼠胸腔中的MPM H2052/484细胞的原始正交模型，以及一种通过小动物PET/CT成像进行监测的方法。该模型可以实施与适度的动物处理和手术技能，并显示一个非常好的发展速度。它允许在未治疗的小鼠中，在未治疗的小鼠中留出约10周的大实验窗口，并在注射后2周内对肿瘤进行非侵入性纵向检测。
正交模型依赖于将活细胞或组织直接植入肿瘤的初始环境中。广泛使用的皮下或腹腔内MPM模型与胸腔内模型的主要区别在于其微环境。事实上，除了癌细胞25之外，肿瘤的微环境还含有多种基质细胞类型（纤维细胞、白细胞、巨噬细胞）。这些基质细胞分泌生长因子和细胞因子，导致肿瘤微环境调节肿瘤生长。肿瘤微环境随解剖部位的不同而不同，表明正交异种移植物对治疗的发展反应与皮下治疗不同。因此，由于正交异种移植物被一个与MPM患者类似的微环境所包围，他们的行为和对治疗的反应应能更好地反映临床情况17、19。
癌症研究中的许多临床前模型都暗示免疫缺陷小鼠，以确保人类异种移植成功。裸鼠不拥有成熟的胸腺，缺乏肿瘤微环境的重要组成部分26。虽然裸鼠没有成熟的胸腺，因此缺乏T细胞，它们将成熟的淋巴细胞B、中性粒细胞、单核细胞和巨噬细胞呈现到胸膜微环境中，而更宽容和严重不足的SCID小鼠26。在MPM开发的早期阶段，调节性T细胞具有重要的抑制作用。然而，在更高级的阶段，骨髓细胞，包括中性粒细胞和巨噬细胞取代Treg细胞;在这个函数中，调节T细胞的抑制作用只有在MPM开发的早期阶段才是重要的23，27。因此，虽然涉及完全免疫反应的研究（例如，涉及T反应的免疫疗法）不能在这里介绍的模型中进行研究，但我们假设这个正交模型保持其所有的兴趣来评估MPM的新疗法或新的诊断工具。
在方法学观点中，有一些关键步骤需要牢记，以最大限度地提高胸腔内MPM肿瘤的发展。在建立小鼠模型之前，可以获得指数生长的细胞（小于80%的汇合，取决于细胞系）和8至10个月的适应小鼠。事实上，注射年轻的小老鼠是困难的，并可能导致异位注射和改变生存。在植入过程中，应采取标准的手术预防措施，尤其应使用钝剪刀，以避免出血，以免动物死亡。注射器的选择（例如，此处描述的模型）和此处介绍的协议允许精确和温和地注射含有肿瘤细胞的少量介质，以确保胸腔内注射（30°角，2~3毫米深度）。
正交MPM模型的纵向监测只能通过成像技术非侵入性进行。PET/CT是临床实践中诊断MPM的推荐方法，因此在这项研究中一直使用20，21。与广泛使用的光学成像相比，PET/CT成像涉及放射性化合物的使用，因此由于放射性追踪器的安全性、物流和成本，其设置更加精细。然而，PET/CT成像不依赖于肿瘤细胞的遗传修饰，并提供高分辨率的断层、解剖和分子信息。光学成像也比PET/CT快，但本文介绍的成像系统涉及3个小鼠床，每天可以扫描大约20只小鼠，考虑到收集到的信息，这是一个合理的吞吐量。使用高可用的临床放射性跟踪器 -18F_FDG保证具有很高的翻译能力，以研究使用该技术29。虽然 *18F_FDG-PET 扫描读数和分析可能需要一些经验，因为周围心脏和棕色脂肪组织的高接受率，其与 CT 的组合优化诊断。在18个F_FDG PET/CT实验中，禁食和加热小鼠以及执行18F_FDG1小时的吸收时间可以显著增强肿瘤的可视化，因为扫描条件对PET对比度影响很大，正如已经描述的24。对临床前正位模型的进一步研究，涉及其他临床使用的放射性追踪器，如[18F_氟西米丁（FLT）或+18F_Fluoromisonazole（FMISO），分别监测增殖和缺氧，可以提供有关这种可靠的正位MPM模型29的更多信息。
最后，这种结合非侵入性成像的相关翻译模型与3R概念完全一致：Reuce动物数量，Refine以减轻疼痛和不适，Replace动物实验与替代品22。事实上，在同一组动物中，可以非侵入性地监测治疗随访和反应，从而在整个实验中进行纵向测量，从而减少每次实验所需的动物数量。此外，由于每种动物都代表自己的控制随时间，非侵入性成像也大大增加统计能力，减少需要的动物数量，以获得可靠的数据16。
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Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项研究由利格·吉纳沃塞癌症（V.S.-B.）和日内瓦和洛桑大学和医院的生物医学成像中心（CIBM）资助（到D.J.C.、O.B.和S.G.）。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3-mice bed | Minerve | bed for mice imaging | |
| Athymic Nude-Foxn1n nu/nu | Envigo, Huntingdon, UK | 6907F | immunodeficient mouse |
| Betadine | Mundipharma Medical Company, CH | 111131 | polyvidone iodine solution |
| Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline (DPBS) | ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA | 14190094 | Buffer for cell culture |
| Fetal bovine serum (FBS) | PAA Laboratories, Pasching, Austria | A15-101 | cell culture medium supplement |
| Insulin syringes | BD Biosciences, San Jose, CA, USA | 324826 | syringe for cell injection |
| Penicillin/Streptomycin | ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA | 15140122 | antibiotics for cell culture medium |
| RPMI 1640 | ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA | 61870010 | basal cell culture medium |
| Temgesic (Buprenorphin 0.3 mg/mL) | Alloga SA, CH | 700320 | opioid analgesic product |
| Triumph PET/SPECT/CT | Trifoil, Chatsworth, CA, USA | imaging equipment | |
| Trypsin | ThermoFisher Scientific, Waltham, MA, USA | 25050014 | enzymatic cell dissociation buffer |
| Virkon S 2% | Milian, Vernier, CH | 972472 | disinfectant |
| Vivoquant | Invicro, Boston, MA, USA |
References
- Grishman, E., Cohen, S., Salomon, M. I., Churg, J. Renal lesions in acute rheumatic fever. The American Journal of Pathology. 51 (6), 1045-1061 (1967).
- Mossman, B. T., Gee, J. B.
- Pass, H. I., et al. Asbestos exposure, pleural mesothelioma, and serum osteopontin levels. The New England Journal of Medicine. 353 (15), 1564-1573 (2005).
- Allen, L. P., Baez, J., Stern, M. E. C., Takahashi, K., George, F. Trends and the Economic Effect of Asbestos Bans and Decline in Asbestos Consumption and Production Worldwide. The Journal of Environmental Research and Public Health. 15 (3), (2018).
- LaDou, J., et al. The case for a global ban on asbestos. Environmental Health Perspectives. 118 (7), 897-901 (2010).
- Soeberg, M., Vallance, D. A., Keena, V., Takahashi, K., Leigh, J. Australia's Ongoing Legacy of Asbestos: Significant Challenges Remain Even after the Complete Banning of Asbestos Almost Fifteen Years Ago. The Journal of Environmental Research and Public Health. 15 (2), (2018).
- Glynn, M. E., Keeton, K. A., Gaffney, S. H., Sahmel, J. Ambient Asbestos Fiber Concentrations and Long-Term Trends in Pleural Mesothelioma Incidence between Urban and Rural Areas in the United States (1973-2012). Risk Analysis. 38 (3), 454-471 (2018).
- Zhao, J., et al. Epidemiology and trend analysis on malignant mesothelioma in China. The Chinese Journal of Cancer Research. 29 (4), 361-368 (2017).
- Chernova, T., et al. Long-Fiber Carbon Nanotubes Replicate Asbestos-Induced Mesothelioma with Disruption of the Tumor Suppressor Gene Cdkn2a (Ink4a/Arf). Current Biology. 27 (21), 3302-3314 (2017).
- Fukushima, S., et al. Carcinogenicity of multi-walled carbon nanotubes: challenging issue on hazard assessment. The Journal of Occupational Health. 60 (1), 10-30 (2018).
- Robinson, B. W., Musk, A. W., Lake, R. A.
- Ricciardi, S., et al. Surgery for malignant pleural mesothelioma: an international guidelines review. The Journal of Thoracic Diseases. 10, Suppl 2 285-292 (2018).
- Hiddinga, B. I., Rolfo, C., van Meerbeeck, J. P. Mesothelioma treatment: Are we on target? A review. The Journal of Advanced Research. 6 (3), 319-330 (2015).
- Kim, J., Bhagwandin, S., Labow, D. M. Malignant peritoneal mesothelioma: a review. Annals of Translational Medicine. 5 (11), 236 (2017).
- Ampollini, L., et al. Immuno-chemotherapy reduces recurrence of malignant pleural mesothelioma: an experimental setting. The European Journal of Cardiothoracic Surgery. 35 (3), 457-462 (2009).
- de Jong, M., Essers, J., van Weerden, W. M. Imaging preclinical tumour models: improving translational power. Nature Reviews Cancer. 14 (7), 481-493 (2014).
- Mak, I. W., Evaniew, N., Ghert, M. Lost in translation: animal models and clinical trials in cancer treatment. The American Journal of Translational Research. 6 (2), 114-118 (2014).
- Mazzocchi, A. R., Rajan, S. A. P., Votanopoulos, K. I., Hall, A. R., Skardal, A. In vitro patient-derived 3D mesothelioma tumor organoids facilitate patient-centric therapeutic screening. Scientific Reports. 8 (1), 2886 (2018).
- Gengenbacher, N., Singhal, M., Augustin, H. G. Preclinical mouse solid tumour models: status quo, challenges and perspectives. Nature Reviews Cancer. 17 (12), 751-765 (2017).
- Kanemura, S., et al. Metabolic response assessment with 18F-FDG-PET/CT is superior to modified RECIST for the evaluation of response to platinum-based doublet chemotherapy in malignant pleural mesothelioma. The European Journal of Radiology. 86, 92-98 (2017).
- Truong, M. T., Viswanathan, C., Godoy, M. B., Carter, B. W., Marom, E. M. Malignant pleural mesothelioma: role of CT, MRI, and PET/CT in staging evaluation and treatment considerations. Seminars in Roentgenology. 48 (4), 323-334 (2013).
- MacArthur Clark, J. The 3Rs in research: a contemporary approach to replacement, reduction and refinement. The British Journal of Nutrition. 120, 1-7 (2018).
- Colin, D. J., et al. Experimental Model of Human Malignant Mesothelioma in Athymic Mice. The International Journal of Molecular Sciences. 19 (7), (2018).
- Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. The Journal of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
- Devaud, C., et al. Tissues in different anatomical sites can sculpt and vary the tumor microenvironment to affect responses to therapy. Molecular Therapy. 22 (1), 18-27 (2014).
- Belizário, J. E. Immunodeficient mouse models: An overview. The Open Immunology Journal. 2, 79-85 (2009).
- Jackaman, C., Yeoh, T. L., Acuil, M. L., Gardner, J. K., Nelson, D. J. Murine mesothelioma induces locally-proliferating IL-10(+)TNF-alpha(+)CD206(-)CX3CR1(+) M3 macrophages that can be selectively depleted by chemotherapy or immunotherapy. Oncoimmunology. 5 (6), 1173299 (2016).
- James, M. L., Gambhir, S. S. A molecular imaging primer: modalities, imaging agents, and applications. Physiological Reviews. 92 (2), 897-965 (2012).
- Kenny, L. M., Aboagye, E. O. Clinical translation of molecular imaging agents used in PET studies of cancer. Advances in Cancer Research. 124, 329-374 (2014).
