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高通量筛选化学化合物以阐明其对细菌持留作用的影响

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DOI：

10.3791/61597

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2021年2月23日

 , 
1Department of Chemical and Biomolecular Engineering, University of Houston

本文内容

摘要

在本方法学论文中，我们提出了一种高通量筛选策略，用于鉴定对细菌持留现象具有显著影响的化学化合物，例如渗透保护剂。

摘要

细菌持留菌是指一小部分具有耐受高浓度抗生素能力的表型变异亚群。由于与反复发作的慢性感染相关，持留菌构成了重要的健康问题。尽管已知应激相关机制的随机性和确定性动态在持留现象中起着关键作用，但导致细胞进入或退出持留状态的表型转换机制尚未完全阐明。虽然由环境信号（如碳源、氮源和氧源的耗竭）触发的持留因子已被广泛研究，但渗透调节物质（osmolytes）对持留现象的影响仍有待明确。我们利用微阵列（即含有多种化学物质的96孔板），设计了一种高通量方法，用于阐明多种渗透调节物质对大肠杆菌（Escherichia coli）持留特性的影响。该方法具有可拓展性，可轻松适用于其他筛选阵列，例如药物筛选板和基因敲除文库。

引言

细菌培养物中存在一小部分耐受异常高浓度抗生素的持留细胞亚群。持留细胞与其对抗生素敏感的同类在遗传上完全相同，其存活归因于暂时性的生长抑制1。持留细胞最早由 Gladys Hobby 发现2，但该术语首次由 Joseph Bigger 在鉴定青霉素处理的 Staphylococcus pyogenes 培养物中的此类细胞时提出3。Balaban 等人发表的一项开创性研究4发现了两种持留细胞类型：I 型变体主要在经历静止期后形成，而 II 型变体则在对数生长期持续产生。持留细胞可通过克隆形成存活实验进行检测，即在抗生素处理过程中的不同时间点取培养样品，洗涤后接种于常规培养基上，以计数能够在无抗生素条件下形成菌落的存活细胞。通过双相杀灭曲线4,5  可评估细胞培养物中持留细胞的存在，其中初始的指数衰减阶段代表对抗生素敏感细胞的死亡。然而，随着时间推移，杀灭速率逐渐下降，最终进入平台期，该阶段代表存活下来的持留细胞。 

持留细胞已与多种疾病相关，如结核病6、囊性纤维化7、念珠菌病8和尿路感染9。迄今为止测试的几乎所有微生物都被发现能够产生持留表型，包括高致病性的Mycobacterium tuberculosis6、Staphylococcus aureus10、Pseudomonas aeruginosa7和Candida albicans8。最近的研究还提供了证据，表明多重耐药突变体可从持留亚群中产生11,12。该领域的大量研究揭示，持留机制极为复杂且多样；目前已知与SOS反应13,14、活性氧（ROS）15、毒素/抗毒素（TA）系统16、自噬或自我降解17以及ppGpp相关的严谨反应18相关的随机性和确定性因素均有助于持留细胞的形成。

尽管在理解细菌持留表型方面已取得显著进展，但渗透调节物质对细菌持留的影响尚未完全阐明。由于维持最佳渗透压是细胞生长、正常功能发挥及存活的必要条件，深入研究渗透调节物质可能为抗持留策略提供潜在靶点。尽管工作量较大，高通量筛选仍是识别在持留表型中起关键作用的代谢物及其他化学物质的有效方法19,20。在本文中，我们将讨论我们已发表的方法19，该方法利用微阵列（即含有多种渗透调节物质的96孔板，例如氯化钠、尿素、亚硝酸钠、硝酸钠、氯化钾），鉴定出显著影响大肠杆菌（E. coli）持留特性的渗透调节物质。

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方案

1. 准备培养基、氧氟沙星溶液和 E. coli 菌种储备液

  1. 常规Luria-Bertani（LB）培养基：在去离子水（DI）中加入10 g/L胰蛋白胨、10 g/L氯化钠（NaCl）和5 g/L酵母提取物。通过高压灭菌对培养基进行灭菌。
  2. LB琼脂平板：在去离子水（DI）中加入10 g/L胰蛋白胨、10 g/L NaCl、5 g/L酵母提取物和15 g/L琼脂，并通过高压灭菌对培养基进行灭菌。在适当温度（约55 °C）下，将约30 mL琼脂培养基倒入方形培养皿（10 x 10 cm）中。干燥平板后于4 °C保存。
  3. 改良LB培养基：在去离子水（DI）中加入10 g/L胰蛋白胨和5 g/L酵母提取物。通过高压灭菌对培养基进行灭菌。 
  4. 含渗透调节剂的改良LB培养基：将2倍浓度的改良LB培养基与2倍浓度的渗透调节剂溶液等体积混合。制备2倍浓度改良LB培养基时，在去离子水（DI）中加入20 g/L胰蛋白胨和10 g/L酵母提取物，并通过高压灭菌进行灭菌。制备2倍浓度渗透调节剂溶液时，将目标渗透调节剂（2倍用量）溶解于去离子水（DI）中，然后通过滤膜灭菌。  
    注意：目标渗透调节剂及其浓度可由表型微阵列筛选实验（见方案4）确定。然而，所测试的渗透调节剂及其相应的2倍浓度可根据研究性质进行调整。例如，若要研究1 mM氯化钠的影响，则2倍渗透调节剂溶液应为2 mM氯化钠溶液。
  5. 氧氟沙星储备液（5 mg/mL）：将5 mg氧氟沙星（OFX）盐溶于1 mL去离子水中。加入10 µL 10 M氢氧化钠以提高OFX在水中的溶解度，然后通过滤膜灭菌。分装后于-20 °C保存。
    注意：氧氟沙星是一种喹诺酮类抗生素，广泛用于生长和非生长状态的细菌细胞14,21。OFX对大肠杆菌 E. coli MG1655细胞的最小抑菌浓度（MIC）范围为0.039–0.078 μg/mL19,20。还需注意，其他抗生素如氨苄西林和卡那霉素也常用于持留菌研究。抗生素的选择取决于研究的具体性质。
  6. E. coli MG1655细胞储备液： 在14 mL带螺帽试管中，将单个菌落接种至2 mL常规LB培养基中，在摇床中以250 rpm、37 °C培养细胞。当细胞进入稳定期后，取500 μL菌液与500 μL 50%甘油（无菌）混合，置于冻存管中于-80 °C保存。

2. 传代培养细胞以消除预先存在的持留细胞

  1. 准备过夜培养物：用无菌移液器吸头从冷冻细胞保存液中刮取少量细胞（不要解冻甘油保存的细胞），接种到装有 2 mL 改良 LB 培养基的 14 mL 带螺帽试管中。将细胞在 250 rpm、37 °C 条件下的摇床中培养 12 小时。
  2. 第一次扩增培养
    1. 培养 12 小时后，将过夜培养物 250 µL 转移至装有 25 mL 新鲜改良 LB 培养基的 250 mL 带挡板锥形瓶中，瓶口覆盖无菌铝箔。
    2. 将细胞培养物在 250 rpm、37 °C 条件下的摇床中培养，直至细胞达到对数中期（OD600 = 0.5）。
    3. 每 30 分钟使用微孔板读数仪测量一次 600 nm 处的光密度（OD600）。
  3. 第二次扩增培养
    1. 当 OD600 = 0.5 时，将第一个锥形瓶中的 250 µL 细胞培养物稀释至装有 25 mL 新鲜改良 LB 培养基的 250 mL 带挡板锥形瓶中。
    2. 将第二次细胞培养物在 250 rpm、37 °C 条件下的摇床中培养，直至 OD600 = 0.5。
    3. 每 30 分钟测量一次光密度。
      注意：过夜培养物可能含有大量持留细胞4,5,22。上述稀释-生长循环法5可用于在将细胞转移至微阵列之前消除这些预先存在的持留细胞。可通过使用方案 3 中描述的检测方法定量测定过夜培养物中的持留细胞水平，以验证其是否被清除。该方法已在先前的研究中得到验证19。

3. 验证清除预先存在的持留细胞

  1. 第二次传代后（见步骤 2.3），将 250 µL 细胞培养物（OD600 = 0.5）加入 250 mL 有挡板的锥形瓶中的 25 mL 新鲜改良 LB 培养基中进行稀释。
    注意：对于对照组，将 250 µL 过夜培养物（见步骤 2.1）加入 250 mL 有挡板的锥形瓶中的 25 mL 新鲜改良 LB 培养基中进行稀释。在将细胞转移至锥形瓶前，应使用新鲜改良 LB 培养基调节过夜培养物的细胞密度，使其 OD600 达到 0.5。
  2. 向细胞悬液中加入 25 µL OFX 储存液（5 mg/mL），轻轻振荡锥形瓶，使检测培养物混合均匀。检测培养物中 OFX 的终浓度为 5 µg/mL。
  3. 将检测培养物置于摇床中，在 250 rpm、37 °C 条件下孵育。
  4. 在处理期间每小时（包括 0 h，即向检测培养物中加入 OFX 前的时间点），从锥形瓶中转移 1 mL 检测培养物至 1.5 mL 微量离心管中。
  5. 在微量离心管中以 17,000 x g 离心 3 分钟，收集检测培养物。
  6. 小心移除上清液 950 µL，注意不要扰动细胞沉淀。
  7. 向微量离心管中加入 950 µL 磷酸盐缓冲液（PBS）溶液。
  8. 重复步骤 3.5–3.7 洗涤过程，共洗涤 3 次，直至抗生素浓度低于最低抑菌浓度（MIC）。
  9. 最后一次洗涤后，将细胞沉淀重悬于 100 µL PBS 溶液中，得到 10 倍浓缩的样品。
  10. 取 10 µL 细胞悬液，在 96 孔圆底板中用 90 µL PBS 溶液进行连续六次梯度稀释。
  11. 取 10 µL 稀释后的细胞悬液点样于不含抗生素的新鲜琼脂平板上。为提高检测限，将剩余的 90 µL 细胞悬液接种至另一块新鲜琼脂平板上。
  12. 将琼脂平板在 37 °C 下孵育 16 小时，然后计数菌落形成单位（CFUs）。计算检测培养物每毫升中的总 CFU 数时，需考虑稀释倍数。通过绘制抗生素处理时间对应的对数 CFU 值，生成杀菌曲线。
    注意：E. coli 细胞经 6 小时 OFX 处理即可获得双相杀菌曲线19,20。传代细胞的持留水平（以 6 小时 CFU 计数衡量）应显著低于过夜培养物。根据实验设计，方案 2 和方案 3 中所述操作可使用常规 LB 培养基进行。 

4. 微阵列板筛选

  1. 准备微阵列细胞培养
    1. 将250 µL对数生长期的细胞转移至含有25 mL新鲜改良LB培养基的50 mL离心管中。轻轻混匀细胞悬液，使其均匀。
      注意：对数生长期细胞（OD600 = 0.5）来自第二步传代培养（见步骤2.3）。
    2. 将稀释后的细胞悬液转移至无菌的50 mL储液槽中。
    3. 使用多通道移液器，将150 µL细胞悬液加入每一块微阵列的各个孔中，即含有多种渗透保护剂的96孔板中。 
      注意：不含渗透保护剂的孔作为对照。
    4. 用透气性密封膜覆盖微阵列板。
    5. 将微阵列板置于37 °C、250 rpm的摇床上孵育24小时。
      注意：本实验中使用市售微阵列板，例如Phenotype Microarrays（PM-9和PM-10），其以干燥状态在不同浓度下包含多种渗透保护剂、pH缓冲液及其他化学物质。这些微阵列采用半面积96孔板格式。应根据所用板的类型调整培养体积。微阵列也可手动制备（见下文）。
  2. 微阵列板的手动制备
    1. 将75 μL的2倍浓度渗透保护剂溶液加入半面积96孔板的各个孔中。
    2. 将500 µL对数生长期的细胞加入含有25 mL 2倍浓度改良LB培养基的50 mL离心管中。轻轻混匀细胞悬液，使其均匀。
      注意：接种量已调整为与4.1节所述微阵列筛选方案一致。 
    3. 向含有2倍浓度渗透保护剂溶液的半面积96孔板各孔中加入75 μL细胞悬液。
    4. 将微阵列板置于37 °C、250 rpm的摇床上孵育24小时。
  3. 制备持留菌检测板
    1. 在50 mL离心管中制备25 mL含有5 µg/mL OFX的改良LB培养基，并将该培养基转移至无菌储液槽中。
    2. 使用多通道移液器，从储液槽中将190 µL含OFX的改良LB培养基加入通用平底96孔板（持留菌检测板）的各个孔中。
    3. 从摇床上取出微阵列板（培养24小时后），将10 µL微阵列各孔中的细胞培养物转移至持留菌检测板的相应孔中（含含OFX的改良LB培养基）。
    4. 从持留菌检测板中取出10 µL细胞悬液，使用圆底96孔板和多通道移液器，在290 µL PBS溶液中进行连续三次稀释。
    5. 连续稀释后，使用多通道移液器将所有稀释梯度的细胞悬液各取10 µL点样于不含抗生素的新鲜琼脂平板上。 
    6. 将持留菌检测板（在步骤4.3.3中制备）用透气性密封膜封口后，置于37 °C、250 rpm的摇床上孵育6小时。
    7. 摇床孵育6小时后，取出持留菌检测板，重复步骤4.3.4–4.3.5。
    8. 将琼脂平板在37 °C下孵育16小时，然后计数CFU。抗生素处理前后的CFU水平可用于计算每个孔中的持留菌比例。OFX处理前的CFU计数也有助于评估渗透保护剂对E. coli存活率的影响。

5. 验证已确定的条件

  1. 从步骤2.3中取250 µL对数生长期的细胞，转移至含有微阵列筛选所确定渗透保护剂的25 mL新鲜改良LB培养基中（见方案4）。
  2. 将锥形瓶置于摇床中，在250 rpm、37 °C条件下培养24小时。
  3. 24小时后，从摇床中取出锥形瓶，取250 µL菌液转移至装有25 mL新鲜改良LB培养基的250 mL带挡板锥形瓶中。
  4. 向菌液中加入25 µL的OFX储备液（5 mg/mL），轻轻振荡锥形瓶使检测培养液混匀。将锥形瓶置于37 °C、250 rpm的摇床中培养。
  5. 处理期间每小时从锥形瓶中取出1 mL检测培养液，转移至1.5 mL微量离心管中。
  6. 在微量离心管中以17,000 x g 离心3分钟。
  7. 移除950 µL上清液，并加入950 µL PBS缓冲液。
  8. 重复步骤5.6和5.7的洗涤操作共3次。
  9. 最后一次洗涤后，将菌体沉淀重悬于100 µL PBS溶液中。
  10. 取10 µL菌悬液，使用96孔圆底板，在90 µL PBS溶液中连续6次梯度稀释。
  11. 取10 µL稀释后的菌悬液点样于不含抗生素的新鲜琼脂平板上。为提高检测限，将剩余的90 µL菌悬液也接种至另一块新鲜琼脂平板上。
  12. 将琼脂平板在37 °C下培养16小时，然后计数菌落形成单位（CFUs）。

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结果

图1描述了我们的实验方案。稀释/生长循环实验（见方案2）借鉴了Keren等人5的研究，以消除来自过夜培养物的持留细胞。图2A是用于测定细胞培养物在氧氟沙星（OFX）处理前后菌落形成单位（CFU）水平的琼脂平板的代表性图像。在这些实验中，细胞在含有渗透调节剂的改良LB培养基中培养，使用半面积96孔板，具体如步骤4.2所述。将培养板在摇床中孵育24小时后，采用通用的平底96孔板进行持留细胞检测（见步骤4.3）。本实验中所测试的渗透调节剂及其浓度是基于我们之前的研究19选定的，在该研究中我们使用PM-9板执行了步骤4.1和4.3，PM-9板包含多种不同浓度的渗透调节剂（氯化钠、氯化钾、硫酸钠、乙二醇、甲酸钠、尿素、乳酸钠、磷酸钠、苯甲酸钠、硫酸铵、亚硝酸钠和硝酸钠）。图2A中的第一列显示了对照组的CFU计数。第二列表示细胞在100 mM硝酸钠中培养的条件；此前研究发现该条...

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讨论

本文所述的高通量持留菌检测方法旨在阐明各种化学物质对大肠杆菌（E. coli）持留现象的影响。除了商用PM板外，微阵列也可按照步骤4.2所述手动构建。此外，本方案具有灵活性，可用于筛选其他96孔板格式的微阵列，例如药物筛选板和细胞文库。实验条件（包括生长阶段、接种率和培养基）可根据所测试文库进行调整。例如，若需筛选细胞文库（如Keio E. coli基因敲除文库23），可首先使用多通道移液器将文库中的菌株转移至含有新鲜培养基的96孔板中。待细胞达到所需生长阶段（如对数期或稳定期）后，再按照步骤4.3所述方法将细胞转移至持留菌检测板，以定量测定各敲除菌株的持留水平。类似地，该策略也可用于筛选E. coli Promoter文库24（一种以96孔板格式存放的荧光报告菌株文库），以鉴定被抗生素激活的启动子。这些启动子可通过在抗生素处理期间检测持留菌检测板中菌株的荧光信号而被快速识别。

在我们的实验中，我们使用了改良的 LB 培养基（不含 N...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

我们感谢Orman实验室成员在本研究过程中提供的宝贵意见。本研究由美国国立卫生研究院/过敏与传染病研究所K22AI125468职业过渡奖和休斯顿大学启动资金资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
14 毫升试管Fisher Scientific14-959-1B
大肠杆菌菌株 MG1655普林斯顿大学来自 Brynildsen 实验室
平底 96 孔板USA Scientific5665-5161
透气性封膜VWR102097-058经伽马辐照灭菌，无细胞毒素
半面积平底 96 孔板VWR82050-062
LB 琼脂Fisher ScientificBP1425-2分子遗传学级
氧氟沙星盐VWR103466-232HPLC ≥97.5
表型微阵列（PM-9 和 PM-10）BiologN/APM-9 和 PM-10 板分别含有多种渗透保护剂和缓冲液
圆底 96 孔板USA Scientific5665-0161
氯化钠Fisher ScientificS271-500符合 ACS 分析纯标准
硝酸钠Fisher ScientificAC424345000ACS 试剂级
亚硝酸钠Fisher ScientificAAA186680B纯度 98%
方形培养皿Fisher ScientificFB0875711A
胰蛋白胨Fisher ScientificBP1421-500分子遗传学级
Varioskan lux 多功能微孔板读数仪Thermo Fisher ScientificVLBL00D0用于测量 600 nm 处的光密度
酵母提取物Fisher ScientificBP1422-100分子遗传学级

参考文献

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