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方法文章

大鼠颈静脉永久性插管术的显微外科技术用于口服给药后连续血液采样

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DOI：

10.3791/63167

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2021年12月14日

 ,  ,  ,  ,  , 
1Xi'an Key Laboratory of Stem Cell and Regenerative Medicine, Institute of Medical Research, Northwestern Polytechnical University

* These authors contributed equally

本文内容

摘要

本文展示了建立长期颈静脉插管大鼠模型的详细显微外科技术，用于在同一动物体内进行连续血液采集。在大鼠恢复期间，监测了其生理和血液学参数。该模型已应用于研究口服多酚的药代动力学，且不会引起动物应激反应。

摘要

在小型实验动物中采血对于药物先导化合物的优化是必要的，但可能对实验动物造成严重伤害和应激，从而可能影响实验结果。大鼠颈静脉插管（JVC）是一种广泛用于重复采血的模型，但需要熟练的外科手术技能和动物护理培训。本文详细描述了建立和维持永久性JVC大鼠模型的显微外科操作步骤，重点介绍颈静脉导管的放置与封堵方法。文章强调了监测生理学参数（如体重、食物和水的摄入量）及血液学参数的重要性，并展示了术后6天内大鼠恢复期间的相关结果。此外，在JVC大鼠模型中测定了口服给予的天然酚类化合物鞣花酸的药物血浆浓度-时间曲线。

引言

从小型实验动物（如啮齿类、豚鼠和兔）中多次采集血样，是药物先导化合物优化的重要环节，也有助于减少科研中所使用的动物数量1,2开发新诊断工具和药物制剂（如疫苗）的流程需要获取不同体积的血液，以评估其稳健性和性能 体内，例如药代动力学（PK）、毒性和敏感性3,4,5.

血液样本采集的实验室方法 broadly 分为两类：手术法和非手术法6非手术方法相对易于掌握，包括心脏穿刺、眶窦穿刺以及隐静脉和尾静脉采血等常用技术。某些非手术方法可实现多次采血，但采血量较小，且可能对动物造成身体创伤和心理应激。1另一方面，手术方法是重复穿刺采血的常用替代方案，涉及在动物血管中置入临时或永久性导管7,8,9通过插管可在清醒大鼠中反复采集大量血液，同时避免因操作技术、固定及麻醉所引起的压力与疼痛7,8,10,11然而，导管植入需要由经过充分培训且经验丰富的研究人员操作，才能成功采集血液。

通过颈静脉插管（JVC）在大鼠中采集血液是研究药物药代动力学（PK）最常用的方法6,10,12,13。然而，建立JVC大鼠模型需要熟练掌握显微外科技术，并了解术后护理与维护知识。特别是手术后，大鼠需给予镇痛药物，并提供充足的恢复时间，以达到稳定的生理状态，方可进行后续实验13,14,15。尽管体重增加（即>10 g）是评估大鼠恢复情况有效且常用的一个指标，但术后大鼠仍可能因脱水、感染和炎症等原因出现意外死亡，而这些症状在早期往往不易察觉14,15。此外，在JVC模型中，导管阻塞问题在采血过程中仍然存在。

本方案详细演示了在麻醉大鼠中进行颈静脉插管（JVC）的显微外科操作，重点在于颈静脉的识别、分离和插管。强调了在大鼠恢复期间进行生理学和血液学监测的重要性。最后，通过静脉导管连续采集血样，以研究口服给予生物利用度较差（即全身浓度较低）的天然酚类化合物鞣花酸的药代动力学特征，从而验证JVC大鼠模型的有效性。

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方案

以下所述操作步骤是根据西北工业大学机构动物护理和使用委员会批准的方案（编号：202101117）进行的。

1. 术前准备（手术前一天）

注意：所需溶液包括生理盐水（0.9% w/v 氯化钠）、肝素化生理盐水（1% w/v 肝素钠）、导管封管液、非甾体抗炎药（NSAID），例如美洛昔康溶液（2 mg/mL）。

  1. 溶液配制
    1. 在1.5 mL无菌微量离心管中分装200 µL预包装导管封管液。
      注意：导管封闭液由肝素化生理盐水（0.4% v/v 肝素钠）与甘油按体积比1:1混合而成。
    2. 将1 g肝素钠与100 mL生理盐水混合，制备1%肝素化生理盐水。
    3. 将美洛昔康溶于生理盐水中，配制浓度为2 mg/mL的溶液，用于术后镇痛。
      注意：制备好的肝素化生理盐水和美洛昔康溶液需经0.22 µm滤器过滤。所有溶液均须灭菌后于4°C保存，以备后续使用。
  2. 手术器械与材料
    1. 将所有清洁的手术器械装入一个袋子中，并用一条高压灭菌指示胶带封口。参考 图1A 针对所使用的特定外科手术器械。
    2. 将手术包在121 °C下高压灭菌30分钟，以备次日使用。
  3. 动物准备
    1. 手术前，将所有雄性Sprague-Dawley（SD）大鼠饲养于温度控制在22 ± 1 °C的标准动物房中，给予标准实验室饲料和饮水 随意摄取 至少 7 天。
      注意：JVC 模型可使用雄性与雌性大鼠，其典型年龄为 9–14 周，体质量分别为 294 ± 57 g。
    2. 在预麻醉室中，使用3%–3.5%异氟烷与氧气混合对大鼠进行麻醉。通过足部夹捏无反应判断大鼠是否已失去意识。
    3. 轻轻取出大鼠，将其鼻子放入提供2%-2.5%异氟烷的麻醉鼻罩中。
    4. 在腹侧和背侧位置，移除 用脱毛膏和宠物剃毛器彻底去除大鼠右肩及颈部后侧区域的毛发。将大鼠放回笼中，次日进行手术。

2. 手术当天术前

  1. 准备无菌操作台
    1. 使用75%医用酒精喷洒操作区域进行消毒，然后放置覆盖洁净垫的加热垫。在操作台旁设置带有冷光源的LED灯。
    2. 将所需溶液（步骤1.1）提前预温至室温。
    3. 分别在两个无菌的1.0 mL钝头注射器中加入0.6 mL肝素化生理盐水和0.15 mL导管封闭液。使用无菌的5.0 mL注射器抽取2.5 mL生理盐水。
    4. 将棉球浸入75%医用酒精中，使用前挤去多余的乙醇。
    5. 称量并记录大鼠的体重。

3. 手术过程中

  1. 手术准备
    1. 穿戴手术服、无菌手套和口罩。打开已灭菌的手术包，将所有手术器械置于75%医用酒精中浸泡，使用前取出晾干。
  2. 颈静脉分离
    ​注意：此部分预计操作时间为10分钟。
    1. 将已备好手术且颈部剃毛的大鼠置于诱导麻醉舱中，使用3%-3.5%异氟烷与氧气混合气体进行麻醉，并通过足部夹捏无反应判断大鼠是否失去意识。
    2. 将大鼠鼻部置于持续供给2%-2.5%异氟烷的鼻罩中以维持麻醉状态。
    3. 皮下注射（s.q.）美洛昔康溶液，剂量为2 mg/kg。 
      注意：务必选择在药代动力学研究中不会与目标药物化合物产生相互作用的镇痛剂。    
    4. 使用胶带将大鼠前肢固定于手术台两侧，保持腹侧朝上位置。
    5. 用浸有75%医用酒精和碘伏的棉球交替轻柔擦拭手术区域，共三次。
    6. 用镊子轻轻提起颈部中线右侧锁骨附近的皮肤，使用手术剪沿胸方向做一长约1.5–2.0 cm的切口。
    7. 用虹膜剪钝性分离浅层组织，暴露下方颈静脉。外部颈静脉近端头侧末端分为两个分支，可肉眼识别。
      注意：根据大鼠的年龄和性别，覆盖颈静脉的软组织（如唾液腺、淋巴结和脂肪组织）厚度有所不同。与年轻大鼠相比，年老大鼠更肥胖（例如体重 > 300 g），因此在颈静脉可见前需要更多的组织分离。
    8. 连同其结缔膜性组织一起提起颈静脉，观察附着于颈静脉上的淋巴结。沿血管走向小心地将静脉从周围肌肉、脂肪及其他组织中分离出来。
    9. 将镊子轻轻置于颈静脉下方，避免损伤侧支血管，并将两段6-0缝线从静脉下方穿过，分别标记血管两端。
    10. 将其中一段缝线尽可能向大鼠头部方向牵拉，并用镊子打2–3个结，在头侧结扎静脉。
    11. 在静脉尾侧端用一个松结打第二个结扎线。
  3. 颈静脉插管
    注意：此部分预计操作时间为15分钟。
    1. 打开含有11 cm聚氨酯（PU）导管（内径0.6 mm × 外径0.9 mm，图1B）的包装，将导管连接至已准备好的装有肝素化生理盐水的钝头注射器。
    2. 缓慢推动注射器，将肝素化生理盐水注入导管，避免产生气泡。
    3. 将镊子非尖端的扁平侧从颈静脉下方穿入并从另一侧穿出。使用Castroviejo显微剪在靠近头侧结扎处的静脉上做一个小的V形切口，并用弯头血管扩张镊的尖端轻轻撑开切口。
      注意：若少量血液涌出，可用预热至37 °C的生理盐水冲洗切口。
    4. 剪去颈静脉导管前端的斜面开口。用镊子夹住导管斜端，将其缓慢滑入颈静脉。
      注意：此步骤可能需要另一人协助以顺利推进导管。
    5. 在推进导管的同时，缓慢撤出弯头显微手术镊，并用镊子夹住血管外壁。
      注意：若选择正确血管且导管尖端成功进入血管，则整个插入过程不应感到任何阻力。
    6. 当导管推进至PU管第一个蓝色标记处（图1B）时停止插入，该位置距前端约3.0 cm。
    7. 使用镊子，以尾侧和头侧的结扎线将插入的导管固定于静脉上。
    8. 使用缝合针（1/2弧形切割针，12 mm）将一段6-0缝线穿过切口右侧暴露的组织，并用止血钳打结固定。
    9. 在第二个蓝色标记处（图1B）弯曲导管，与步骤3.3.8中的同一结扎线绑扎，以防止PU导管受压闭塞。
    10. 剪除所有多余缝线，并用22 G不锈钢堵头替换钝头注射器，封闭导管。
  4. 导管体外化
    注意：此部分预计操作时间为10分钟。
    1. 将大鼠置于仰卧位，用浸有75%医用酒精的棉球轻柔清洁肩胛骨之间的区域。
    2. 用手术剪在背部颈部中央做一个极小切口。通过背部切口，引导穿刺针在皮下向颈部右侧腹面切口方向缓慢推进。
    3. 将静脉导管插入穿刺针内，然后拉出并引导导管至背部切口。
    4. 以与步骤3.3.8和3.3.9相同的方式，使用缝线将体外化的导管固定于肌肉层。
    5. 使用6-0尼龙缝线和缝合针（3/8弧形切割针，17 mm）缝合腹侧和背侧的皮肤切口。所有手术切口用碘伏擦拭消毒。
      注意：伤口夹是闭合皮肤切口的替代方法。
    6. 用手指夹住导管，取下导管堵头。连接新的钝头注射器，缓慢回抽以检测血流情况。
      注意：由于大鼠处于仰卧位，可能无法顺利采集血液样本。可通过改为侧卧位来获取血液样本。
    7. 再次用手指握住导管，使用钝头注射器向导管内注入0.2 mL肝素化生理盐水和0.1 mL封管液。
    8. 用手指握住导管，将注射器更换为不锈钢堵头。松开夹持，轻轻推入堵头以确保导管密封紧密。

4. 术后即刻护理

  1. 将大鼠以仰卧位固定，单独置于笼中，并铺上新鲜的玉米芯垫料。 通常使用温度可控的加热垫以维持其核心体温。
    注意：出于动物福利考虑，在垫料上放置食物和饮水可有效减轻大鼠在进食和饮水时因颈部活动引起的疼痛。
  2. 记录手术结束时间，并在术后至少4小时内每2小时监测一次大鼠状态。若大鼠出现疼痛或痛苦迹象，应追加镇痛处理。

5. 恢复期间的生理与血液学监测

  1. 每日监测大鼠的体重、食物和水的摄入量，并记录数据。 
  2. 为采集少量新鲜血液用于血液学检测，将大鼠放入固定器中。打开堵头，将注射器插入静脉PU导管，确认导管通畅无阻。
    注意：血液采集在连续6天内每天同一时间进行。
  3. 弃去最初抽出的血液，因其含有血液、肝素化生理盐水和导管封闭液的混合物。
  4. 使用新的注射器采集150 µL新鲜血液样本，并将血液转移至含有喷雾干燥K2EDTA（1.8 mg/mL血液）的0.5 mL离心管中。
    注意：若导管堵塞，可在下次采血前几分钟向导管内注入0.2 mL肝素化生理盐水以冲洗导管。
  5. 注入与采出血液等体积的无菌生理盐水以补偿血容量。注入150 µL预温的生理盐水（37 °C），并通过导管输注0.2 mL无菌肝素化生理盐水。
  6. 在下次采样前，向导管内注入100 µL封闭液，以确保导管的密封性和无菌状态。
  7. 采集后2小时内使用全自动血细胞计数仪分析血液样本。

6. 口服给药药代动力学研究中的重复采血

注意：体重增加的大鼠 >建议将体重为10 g且血液学水平稳定的个体纳入未来研究。按照本方案，JVC大鼠需要4至6天恢复。

  1. 术后4-6天，禁食大鼠12小时，自由饮水。
    注意：根据实验目的，动物禁食为可选步骤。
  2. 以6 mg/kg剂量的天然酚类活性物质鞣花酸，使用直式灌胃针经口灌胃给予禁食大鼠16.
  3. 在肝素化试管中收集 200 µL 血液样本 通过 在口服给药后24小时内，于预设时间点通过颈静脉插管采集血液。血液采集过程参照步骤5.5的操作程序。
    注意：在完成采血之前，无需使用封管液封闭导管。
  4. 立即以3000 x g离心血液样本 g 4 °C 下孵育 10 分钟
  5. 采用液相色谱-质谱联用技术分析提取的血浆样本17,18.

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结果

本方案已全面展示了如何利用显微外科技术建立长期的JVC模型，以进行系列血液采集。 图1A 展示了进行手术所需的关键外科器械和材料。图中还标明了带有三个蓝色标记的PU导管规格，这有助于研究人员在步骤3.3中正确放置静脉插管。.，如何利用PU导管上的刻度标记来引导插管（图1B）。建立JVC大鼠模型所需的时间线也需充分了解图1C）。尽管JVC手术的操作时间约为35分钟，但如果研究人员技术熟练，JVC大鼠模型需要10–14天（适应与恢复期）方可投入使用；相比之下，非手术方法（如断尾法或眶窦穿刺）在经过适当培训后可立即使用。

术后6天内的生理和血液学状况也进行了研究（图2）。在恢复期间，大鼠的体重增长、食物和水的摄入量以及全血细胞计数均存在波动（图2A、B

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讨论

掌握血管插管技术需要大量的练习，并从每次操作中吸取经验。Christakis 等人通过累积和（CUSUM）分析发现，研究人员需要在一年内对 200 只大鼠进行练习，才能具备开展候选药物药代动力学（PK）评价的能力20。然而，随着操作大鼠数量的增加，静脉插管所需的手术时间可显著缩短13,20。采用本方案后，成功插管颈静脉并采集血样的成功率从约 50% 提高至 80% 以上（共操作 15 只大鼠），初始手术时间也从 2 小时缩短至 35 分钟。

建立JVC大鼠模型的演示包含多个关键步骤。首先，颈部周围的切口区域对于初始定位颈静脉至关重要。若进行右侧JVC操作，切口区域通常选择在锁骨上方、沿颈部中线右侧的位置（参见第3.2节颈静脉分离）。其次，JVC的成功依赖于制备一段清洁的静脉。在钝性分离软组织后，颈静脉可通过以下两个特征进行识别：1）近端具有两个分支；2）附着有淋巴结。第三，在将导管插入颈静脉时（参见第3.3节颈静脉插管...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本工作由国家自然科学基金（编号 82003692）资助 R.X. Zhang；西北工业大学顶尖学术奖学金资助 R. Miao。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
含EDTA抗凝剂的0.5 mL离心管XinkangN/A采集血液样本用于血液学检测
0.5*20 mm 1.0-mL注射器KLMEDICALN/A用生理盐水冲洗或更换液体
0.6*28.5 mm 5.0-mL注射器HDN/A皮下注射
1.0-mL钝头注射器（22G）skillsmodelS4-PKT22G通过导管注射生理盐水并采集血液样本
1.5 mL无菌微量离心管AxygenMCT-150-C-S储存无菌导管锁闭液、肝素化生理盐水和美洛昔康溶液
1.5 mL微量离心管BiosharpBS-15-M血液采集
1/2 圆弧切割 5*12 mm缝合针skillsmodelS4-FHZ穿入肌层以固定导管
3/8圆弧切割 7*17 mm缝合针skillsmodelS5-FHZ缝合大鼠皮层切口
6-0无菌不可吸收丝线JUNSHENGN/A结扎
75%医用酒精HONGSONGN/A消毒
粘性胶带LIUTAIN/A固定大鼠体位
高压灭菌指示胶带BiosharpBS-QT-028标记已灭菌物品
全自动血细胞分析仪SysmexXN-550血液学检测
Castroviejo显微剪刀skillsmodelWA1010在血管上剪开切口
离心机Thermo Fisher Scientific75002402血浆制备
清洁垫QingjieN/A准备手术区域
棉球HCN/A伤口消毒与灭菌
棉签BEITAGOGON/A消毒
弯血管钳skillsmodelN/A结扎
DN50不锈钢大鼠固定器skillsmodelS4-RGDQ1限制大鼠活动以便操作
鞣花酸AladdinE102710-25g用于口服给药的天然酚类化合物
半弯镊子skillsmodel53072提起肌层和组织，分离颈静脉并打结缝线
加热垫Warm mateN/A防止动物体温流失
肝素钠SolarbioH8060抗凝剂
碘伏XidebaoN/A清洁伤口
虹膜剪刀skillsmodel54002钝性分离肌层
异氟烷RWDR510-22-16麻醉
LED灯EMPERORFEELN/A手术照明
液相色谱-质谱联用仪Thermo Fisher ScientificVQF01-20001/ TSQ02-10002检测血浆中药物浓度
美洛昔康HongqiangN/A镇痛药
生理盐水KLN/A配制溶液并防止血管干燥
宠物剃毛刀Codos3180剃除毛发
磷酸盐缓冲液ZHHCPW012配制鞣花酸溶液
PU导管skillsmodelRJVC-PU颈静脉插管
小动物手术麻醉控制台RWD68620手术工作站
喷雾瓶OtherN/A无菌工作台
不锈钢堵头（22G）skillsmodelS4-PKD22G堵塞导管以确保其密封性
不锈钢穿刺针芯skillsmodelS$-PKDGZ引导导管穿出体外
无菌锁闭液skillsmodelSK-FB封闭导管以维持其无菌状态
直式喂食针skillsmodelN/A灌胃
手术包BKMAMN/A用于手术器械灭菌的容器
手术剪刀skillsmodelJ21070在大鼠皮肤上剪切切口
血管扩张平衡镊skillsmodelWA3020扩张血管并引导套管顺利插入
ZS-MV小动物麻醉机ZSLab1057003诱导和维持麻醉

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