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Biology

Collecte de parasites de poissons isopodes gnathiidés marins avec des pièges lumineux

Published: September 25, 2023 doi: 10.3791/65059
Automatic Translation
1, 1, 1,2, 3,4
1Institute of Environmental and Marine Sciences, Silliman University, 2Neurolinx Research Institute, 3Department of Marine Biology and Ecology, Rosenstiel School of Marine Atmospheric and Earth Sciences, University of Miami, 4Water Research Group, Unit for Environmental Sciences and Management, North-West University

Summary

Nous présentons une méthode pour collecter les parasites des poissons isopodes gnathiidés marins à l’aide de pièges lumineux placés sur le terrain via la plongée à souffle ou la plongée sous-marine.

Abstract

Une méthode de collecte des parasites des poissons isopodes gnathiidés marins à l’aide de pièges lumineux est présentée. Les isopodes gnathiidés sont un groupe important de parasites de poissons marins qui se nourrissent du sang et des liquides des poissons hôtes, principalement la nuit. Comme les tiques et les moustiques sur terre, ils ne s’associent que temporairement avec leur hôte et passent la majeure partie de leur vie libre dans le benthos. Compte tenu de leur grande mobilité et de leur association transitoire et principalement nocturne avec les hôtes, ils ne peuvent pas être facilement collectés en capturant des hôtes libres. Cependant, ils sont facilement attirés par les sources lumineuses sous-marines, créant ainsi la possibilité de les collecter dans des pièges lumineux. La conception et les différentes étapes du déploiement et du traitement de pièges lumineux spécialement adaptés pour la collecte des stades de vie libre des isopodes gnathiidés sont décrites ici. Les résultats des échantillons et les modifications possibles du protocole de base pour une variété de besoins d’échantillonnage différents sont présentés et discutés.

Introduction

Les crustacés parasites sont importants dans l’écologie et le cycle biologique des poissons de récif. La biomasse et l’énergie qu’ils retirent de leurs hôtes sont considérables et influencent le comportement, la physiologie et la survie1. Les crustacés isopodes gnathiidés représentent le groupe le plus important de parasites des poissons dans les systèmes récifaux tropicaux et subtropicaux, où ils sont à la fois abondants et diversifiés2,3 et constituent le principal aliment des poissons nettoyeurs 4,5. Les gnathiidés mesurent généralement de 1 à 3 mm. Ils ont des histoires de vie inhabituelles dans lesquelles seuls les trois stades juvéniles se nourrissent du sang et des fluides corporels des poissons 6,7. Ils sont plus actifs la nuit8,9, et bien que la vision semble jouer un certain rôle, la recherche d’hôtes 10 repose fortement sur des indices olfactifs pour trouver des hôtes11,12. Chacun des trois stades d’alimentation juvénile se nourrit d’un seul poisson hôte, chaque aliment étant séparé par une phase de mue. Après l’alimentation finale, les larves du troisième stade se métamorphosent en adultes qui ne se nourrissent pas, qui se reproduisent puis meurent. Étant donné que l’alimentation ne nécessite qu’une brève association avec l’hôte, alors que chaque intervalle d’alimentation inter-alimentation dure des jours, les gnathiidés passent la majeure partie de leur vie libre dans le benthos.

Les gnathiidés ont un impact multiple sur les hôtes1. Outre leur rôle de moteurs d’interactions entre les poissons nettoyeurs et les clients 13,14,15, les gnathiidés peuvent augmenter les niveaux de cortisol et diminuer l’hématocrite chez les poissons hôtes adultes16 et en grand nombre, peuvent même causer la mort 17. Pour les poissons juvéniles, même un seul gnathiidé peut être fatal18,19,20, et même si le poisson survit, sa capacité à rivaliser pour l’espace et à échapper aux prédateurs est compromise20,21,22. Éviter les gnathiidés peut même constituer l’un des avantages de la migration nocturne chez certains poissons de récif23.

En plus des poissons plus propres, les populations de gnathiidés peuvent être affectées par d’autres poissons micro carnivores24, ainsi que par des coraux25,26. Le réchauffement des océans et la perte associée de coraux vivants semblent avoir des impacts opposés sur les gnathiidés27,28,29.

Compte tenu de leur importance écologique évidente et de l’influence probable des changements environnementaux anthropiques sur leurs populations, il existe des raisons impérieuses de les inclure dans les études écologiques des récifs coralliens. Cependant, leur cycle biologique unique et le petit nombre de chercheurs qui les étudient créent un obstacle à l’élaboration, à la mise en œuvre et à la diffusion de méthodes d’échantillonnage fiables et reproductibles pour les recueillir à des fins de recherche.

Les pièges lumineux ont longtemps été utilisés pour collecter de petits organismes marins la nuit30,31. Ils profitent et sont basés sur le fait que de nombreux organismes actifs la nuit, y compris les arthropodes, sont attirés par la lumière. Traditionnellement, ils ont été utilisés pour collecter des organismes planctoniques dans la colonne d’eau30. Cependant, les principes de base peuvent être appliqués à la collecte d’organismes nageant librement qui sont actifs près du benthos. Nous présentons ici une méthode de piégeage de la lumière adaptée à la collecte de stades de vie libre d’isopodes gnathiidés près du fond de l’océan dans des environnements de récifs coralliens éloignés tels que les Philippines. Pour la collecte dans des régions éloignées, ces pièges lumineux (figure 1) offrent certains avantages par rapport aux autres méthodes développées pour collecter ces organismes32. Ils sont très portables et durables, ne nécessitant que trois pièces, qui sont faciles à obtenir et peu coûteuses. Ils sont également à flottabilité négative, car lorsqu’ils sont déployés, ils sont complètement remplis d’eau de mer. Parce qu’ils dépendent de la lumière pour l’attraction, ils ne sont efficaces que la nuit pour collecter des espèces actives la nuit. Ils attirent également plus que les espèces cibles, ce qui nécessite un tri des échantillons sous une portée de dissection pour obtenir les organismes cibles. Jusqu’à présent, trois méthodes ont été utilisées par notre équipe et nos collaborateurs pour collecter des gnathiidés dans les systèmes de récifs coralliens à travers le monde32. Il s’agit notamment des pièges d’émergence, des pièges appâtés par des poissons vivants et des pièges légers, chacun présentant des avantages et des limites.

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Protocol

Le prélèvement d’échantillons a été autorisé par le Bureau des pêches et des ressources aquatiques du Département de l’agriculture (0154-18 DA-BFAR) conformément aux lois et règlements philippins (RA 9147; FAO 233) et approuvé par le comité d’éthique animale de l’Université Silliman (SU).

1. Pièges lumineux

  1. Construction
    1. Construire des pièges lumineux à partir de tubes commerciaux en polychlorure de vinyle (PVC) conçus à l’origine pour la plomberie. Utilisez du PVC coupé de 10 à 15 cm de diamètre à 30 à 40 cm de longueur (figure 1).
    2. Aux deux extrémités des tubes, ajouter des « bouchons » en PVC avec un entonnoir en acrylique transparent inséré au centre de l’ouverture et coller en place avec de la colle époxy transparente (Figure 1). Laissez sécher.
    3. Assurez-vous qu’une extrémité du tube est munie d’un couvercle vissé ou amovible et que les deux extrémités sont étanches lorsque le piège est « fermé » (p. ex., avec l’ajout d’un joint torique).
  2. Source lumineuse
    1. Avant le déploiement, allumez une lumière/torche sous-marine (voir Tableau des matériaux) et placez-la dans le tube, face à l’un des entonnoirs transparents, de sorte que la lumière de la torche sous-marine éclaire la zone devant un côté du tube. Si nécessaire, des bâtons lumineux chimiques peuvent être utilisés à la place des torches sous-marines, bien que leur intensité lumineuse soit plus faible.
      NOTE: La lumière attire une variété de petits organismes nocturnes31, y compris les gnathiidés, et les pousse à nager dans le tube à travers l’entonnoir transparent. Une fois entrés dans le tube, ils sont incapables de s’échapper en raison de la géométrie du piège lumineux (petite ouverture d’entonnoir) et de la présence continue d’une source lumineuse.
  3. Placement
    1. Lorsque vous êtes dans l’eau sur le site de déploiement, remplissez les pièges lumineux, avec la lumière allumée, avec de l’eau de mer, et fixez les deux extrémités. Pour vous assurer que la torche n’est pas en dessous ou ne bloque pas la pointe de l’entonnoir, inclinez l’avant du tube vers le haut pour permettre à la torche de glisser loin de l’entonnoir.
    2. Placez des pièges sur le fond marin, dans le sable ou les décombres, à côté des têtes de corail ou d’autres structures complexes connues pour attirer les poissons. Concentrez le cône lumineux « vers l’intérieur », vers les zones où les poissons se regroupent.
      REMARQUE: En eau peu profonde, les pièges peuvent être placés en plongeant à bout de souffle. Un déploiement plus approfondi nécessite une plongée sous-marine.
  4. Récupération
    1. Immédiatement avant de récupérer le piège, scellez les ouvertures des deux entonnoirs (à chaque extrémité du tube) avec un morceau de pâte à modeler ou de bouchon en caoutchouc, en gardant toute l’eau de mer et les organismes contenus à l’intérieur.
      REMARQUE: Les organismes resteront dans le piège une fois que les piles des lumières auront expiré et que la lumière ne sera plus allumée. Cela offre une flexibilité lorsque les pièges sont récupérés (« temps de trempage »). Les facteurs à prendre en compte pour décider du temps de trempage sont présentés ci-dessous (voir la discussion).
  5. Transport
    1. Une fois que les pièges ont été récupérés du fond, transportez-les jusqu’à un bateau ou nagez à terre.
    2. Maintenir les pièges près de la température ambiante de l’eau de mer une fois retirés de l’océan.
    3. Transportez-les au laboratoire pour traitement dès que possible, car aucun échange de gaz ou d’eau n’aura lieu une fois retiré de l’océan.

2 Traitement en laboratoire

  1. Stockage et filtrage des échantillons
    1. Une fois les pièges lumineux retirés de l’océan et ramenés au laboratoire, videz leur contenu dans des seaux avec de l’eau de mer fraîche.
    2. Ajouter l’aération pour garder les organismes en vie jusqu’à la filtration.
    3. Filtrer le contenu du seau en versant dans un entonnoir tapissé de mailles planctoniques de 50 à 100 μm, puis vider le contenu dans un récipient de 100 ml d’eau de mer fraîche.
    4. Utilisez une pipette pour prélever dans ce récipient plus petit afin de placer les aliquotes de l’échantillon dans une boîte de Petri pour la microscopie. Répétez l’opération jusqu’à ce que l’échantillon entier ait été traité.
  2. Identification et élevage des isopodes gnathiidés
    1. Étant donné que les échantillons de pièges lumineux attirent plusieurs espèces de petits invertébrés, examinez soigneusement les échantillons pour identifier et éliminer les isopodes gnathiidés. Un grossissement de 10 à 20x est le meilleur pour cette tâche (Figure 2).
      REMARQUE : L’identification des gnathiidés au niveau de la famille ne nécessite pas de spécimens vivants. Cependant, les gnathiidés adultes, qui sont rarement capturés dans des pièges légers, sont nécessaires pour l’identification morphologique des espèces et la reproduction (voir référence 1,3,9 pour une méthodologie pour la reproduction et l’élevage des gnathiidés en captivité).
    2. Dans les cas où les gnathiidés doivent être maintenus en vie pour l’élevage, retirez-les délicatement avec une pipette et placez-les dans de petits récipients en plastique d’eau de mer fraîche.

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Representative Results

Pour l’échantillonnage dans le centre des Philippines, la conception de piège décrite (figure 1) a été utilisée. Lorsque 36 pièges ont été posés pendant la nuit (dans un site), 1 à 1343 gnathiidés par piège (275 ± 54) ont été collectés. Ceux-ci comprenaient à la fois les stades juvéniles nourris et non nourris (figure 2; Tableau 1 et 2). Ces résultats démontrent l’efficacité des pièges lumineux pour collecter les isopodes gnathiidés dans les conditions de l’étude. La figure 3 montre l’emplacement du piège sous l’eau.

Cette méthode de collecte des gnathiidés est efficace et suffisamment souple pour divers sites de terrain et questions scientifiques. Par exemple, la référence29 a utilisé des pièges lumineux pour quantifier les effets de la couverture corallienne et de la biomasse des poissons sur l’abondance des gnathiidés (figure 4), et la référence33 a utilisé des pièges similaires pour quantifier les effets des ouragans sur les haplotypes génétiques (figure 5). Alors que d’autres techniques ont été développées et utilisées pour collecter les gnathiidés32, cette technique est particulièrement efficace (tableau 3). Les pièges d’émergence, les « tentes » en maille plancton32 nécessitent de grandes plates-formes à transporter, sont difficiles à déployer et se déchirent facilement, nécessitant des réparations continues. De plus, ils collectent rarement les stades juvéniles nourris. Les pièges appâtés avec des poissons vivants32 (nécessaires parce que les gnathiidés ne se nourrissent pas de poissons morts) nécessitent la capture et l’hébergement de poissons vivants. Cela rend leur utilisation plus difficile dans les endroits éloignés. De plus, leur efficacité repose sur des indices olfactifs11,12, qui sont influencés par la taille du poisson, la taille des ouvertures du piège et les courants d’eau. Ils ont tendance à collecter moins de gnathiidés, sont plus difficiles à récupérer que les pièges légers et ne collectent que des stades nourris.

Figure 1
Figure 1 : Piège lumineux tubes en PVC. A droite : vue de dessus, avec l’entonnoir translucide collé dans le tube avec de la colle acrylique, visible. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Un isopode gnathiid dans une boîte de Petri après capture. Notez le fluide corporel transparent du poisson et le sang de poisson rouge brunâtre dans l’intestin du gnathiidé. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Piège lumineux modifié (premier plan) dans lequel la lumière est dirigée vers le bas. Cette conception peut être utilisée dans des conditions de mer calme pour échantillonner plus directement le substrat sous le piège. Les pièges d’émergence sont montrés en arrière-plan. Cette figure est reproduite avec la permission de la référence32. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Boxplots montrant les différences dans la distribution. Boxplots montrant les différences dans la distribution (A) de l’abondance des gnathiidés au premier stade, (B) de l’hyperabondance au premier stade, (C) de l’abondance totale et (D) du volume sanguin extrait par biomasse de poisson. La taille de l’échantillon pour chaque sous-groupe est indiquée entre parenthèses sous la moyenne de chaque sous-groupe. Les boîtes affichent les arêtes du premier et du troisième quartile, tandis que les moustaches montrent le troisième quartile plus 1,5 fois la plage interquartile. Pour (C), les charnières sont une approximation de l’intervalle de confiance à 95 %. Les différences observées aux points (A), (B) et (C) sont significatives; voir l’annexe S1 : Tableau S7 à la référence29. Cette figure est reproduite avec la permission de la référence29. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Réseaux d’haplotypes représentant la diversité génétique de Gnathia marleyi et sa distribution spatiale avant et après les ouragans de 2017. Les ensembles de données pré- et post-ouragan sont indiqués dans les panneaux I et II, respectivement. Les haplotypes trouvés dans les ensembles de données avant et après l’ouragan sont indiqués par le nombre d’haplotypes. Les haplogroupes A, B et C sont indiqués par des cases en pointillés. Cette figure est reproduite avec la permission de la référence33. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Nombre de gnathiidés Pièges lumineux (n) Dénombrement total Méchant Médian Minimum (par piège) Maximum (par piège) Erreur-type (+-)
Total 34 9336 275 191 1 1343 54
Vivre 34 6605 206 114 4 1226 46
Mort 34 2667 86 42 1 659 24

Tableau 1 : Statistiques sommaires pour le dénombrement des gnathiidés de 36 pièges lumineux déployés par plongée à souffle pendant la nuit dans le récif corallien de Bantayan, aux Philippines, de juillet à septembre 2017. La valeur numérique dans la colonne Vivants fait référence aux gnathiidés du piège lumineux qui étaient vivants au moment du comptage, la colonne Morts fait référence aux gnathiidés qui étaient morts et la colonne Total est la somme totale des nombres de morts et de gnathiidés vivants.

Nombre de gnathiidés N Dénombrement total Méchant
Total 10 434 43

Tableau 2 : Statistiques sommaires pour le dénombrement des gnathiidés des pièges lumineux déployés pendant 3 heures dans le récif corallien de Bantayan, province de Negros Oriental, Philippines, de juillet à août 2022.

Type de piège Nombre médian IC à 95 %
Baisser Supérieur
Émergence non appâtée 0.31 0.04 0.81
Émergence appâtée par les poissons 0.42 0.19 0.69
Trépied appâté par poisson 0.92 0.46 1.46
Maille ouverte Appâté à base de poisson 1.5 0.35 3.54
Piège à plancton éclairé 5.69 2.69 9.58

Tableau 3 : Les performances de différents modèles de pièges, y compris les pièges lumineux, dans les Caraïbes ont été comparées. Les estimations du nombre médian par échantillon et des intervalles de confiance à 95 % pour chaque plan de piège ont été évaluées dans la comparaison multi-pièges. Les estimations ont été calculées à partir de 10 000 itérations d’amorçage tirées avec remplacement des 26 dénombrements d’échantillons pour chaque type de piège. Ce tableau est adapté avec la permission de la référence32.

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Discussion

Les pièges lumineux traditionnels, tels que ceux utilisés pour la collecte des larves de poissons, sont grands et sont suspendus dans la colonne d’eau34. En revanche, les pièges lumineux décrits ici sont petits et déployés sur le fond marin. Ces pièges peuvent être facilement transportés et rapidement déployés. Ils peuvent être placés en plongée libre dans des sites peu profonds (comme dans cette étude) ou en plongée sous-marine dans des sites plus profonds, et attirent à la fois nourris et non nourris.
stades juvéniles.

Les variantes des pièges lumineux benthiques décrits ici pour l’étude des gnathiidés ont été utilisées à diverses fins par notre équipe et nos collaborateurs, et des modifications peuvent être apportées à la conception ou au protocole, selon l’objectif spécifique (Figure 3). Ceux-ci sont décrits ci-dessous.

Certaines études nécessitent des gnathiidés vivants. Il s’agit notamment d’études identifiant la source (espèces de poissons) des repas de sang35,36, ou d’études nécessitant un élevage. Les pièges lumineux de cette étude mesuraient 30 cm de long, avec un diamètre de 10,16 cm, et donc un volume de ~1,3 L. Lorsqu’ils deviennent trop encombrés d’organismes, la demande en oxygène à l’intérieur du tube peut dépasser la livraison d’oxygène via les ports, provoquant la mort des organismes et exacerbant le problème. Pour éviter cela, le piège peut être déployé pendant des périodes plus courtes ou modifié en augmentant son volume (PVC de plus grand diamètre) ou en ajoutant des trous supplémentaires recouverts d’un maillage plancton 9,29,32. Notez que bien que le PVC de plus grand diamètre puisse être utilisé pour augmenter le volume, cela se fait au prix d’une portabilité plus faible, ce qui entraîne le transport de moins de pièges sur le terrain. Cela est particulièrement préoccupant lorsque le transport implique des nages de surface prolongées et/ou l’utilisation de petites embarcations avec un espace de stockage limité.

Alternativement, ou en plus, le piège peut être déployé pour une durée plus courte. Un avantage majeur de cette conception est que, bien que le piège ne recueille les organismes que la nuit (lorsque la lumière est efficace), il peut être réglé à tout moment et récupéré à tout moment. Pour collecter autant de gnathiidés que possible, nous avons installé des pièges avant le coucher du soleil et les avons récupérés peu après le lever du soleil le lendemain. Cependant, pour maximiser le nombre de gnathiidés vivants, nous limitons le déploiement à 3-4 heures d’obscurité. Un temps court réduit également la quantité de « prises accessoires » qui doivent être triées pour extraire les gnathiidés.

Les pièges décrits ici se trouvent horizontalement, avec le faisceau de la lumière pointant dans une direction. Ainsi, le signal de stimulus s’étend aussi loin que la lumière brille, traversant généralement plusieurs types de substrats, et une certaine lumière est également émise par l’entonnoir arrière. Afin de concentrer l’échantillonnage sur un substrat particulier à une courte distance du piège, le piège peut être modifié pour s’asseoir verticalement, la lumière pointant vers le bas (Figure 3). Ceci est accompli en ajoutant des « pieds » pour former un trépied 29,32. Cependant, ce type de piège lumineux n’est utile que dans des situations de faible courant.

La torche que nous avons utilisée (voir tableau des matériaux) prend quatre (4) piles AAA. Nous utilisons des piles rechargeables pour réduire les coûts et les déchets. Le temps de combustion de ces lampes est d’environ 12 heures, ce qui leur permet de fonctionner pendant la nuit. Cependant, un substitut approprié est « glowsticks ». Ceux-ci sont particulièrement utiles lors de l’installation dans des eaux plus profondes, telles que les récifs mésophotiques.

Bien que les pièges lumineux décrits ici attirent un large éventail de petits invertébrés mobiles, la composition de ces prises accessoires est très variable. Cependant, lorsqu’ils sont installés dans un habitat qui comprend des gravats et des poissons, les gnathiidés sont capturés régulièrement. Bien que cette étude de démonstration se soit concentrée sur des sites aux Philippines, des pièges de conception similaire ont également été utilisés avec succès pour des études sur des sites de la région des Caraïbes et de la Grande Barrière de Corail.

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Disclosures

Les auteurs ne déclarent aucune divulgation à faire.

Acknowledgments

Le financement a été fourni par la National Science Foundation des États-Unis (NSF OCE 2023420 et DEB 2231250, P. Sikkel PI). Nous remercions la municipalité de Dumaguete City, Negros Oriental, Philippines, pour l’autorisation de mener cette étude. Nous remercions également les nombreux bénévoles pour leur aide sur le terrain ainsi que le personnel et nos collègues de l’Institut des sciences environnementales et marines de l’Université Silliman pour leur soutien.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Buckets, small sample containers hardware store
Funnels Supplier No. 2209-03 Funnels: AMERICAN SCIENTIFIC LLC SE - 75 mm (3”)  https://us.vwr.com/store/product/8884369/plastic-funnels
Main body of light traps (made from commercially available PVC sanitarty pipes) (SKU 145640)  Alasco Sanitary uPVC Pipes Series 1000 107mm/4'  https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-pipe-series-1000/.  This brand can be found in the Philippines. Other simular brands can also be used
Modeling clay  Can be found in art suppliy and childreans toy stores To seal the funnel after retreival
Plankton mesh (50-100 µm) any reputable brand and source https://www.adkinstruments.in/products/plankton-nets-in-various-mesh-size-1633936883
Screw on lids for the light trap Alasco  Sanitary  Clean-Out  4" https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-clean-out/. This brand can be found in the Philippines. Other simular brands can also be used
Scuba/snorkel equipment any reputable brand and source
Stereo-microscopes Scientific suppliers
Underwater touches Princeton Tec Ecoflare or Fantasea Nanospotter 6023

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Ce mois-ci dans JoVE numéro 199
Collecte de parasites de poissons isopodes gnathiidés marins avec des pièges lumineux
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Shodipo, M. O., Lauguico, R. Y.,… More

Shodipo, M. O., Lauguico, R. Y., Stiefel, K. M., Sikkel, P. C. Collecting Marine Gnathiid Isopod Fish Parasites with Light Traps. J. Vis. Exp. (199), e65059, doi:10.3791/65059 (2023).

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