将静态屏障组织模型转化为动态微生理系统

血管屏障是将血室与周围组织分开的关键界面。它们通过吸引免疫细胞、控制分子通透性和屏蔽病原体侵入组织，在维持体内平衡方面发挥着关键作用 ^1,2。已经开发了体外培养模型来模拟体内微环境，从而能够系统地研究影响健康和疾病状态下屏障特性的因素和条件^3,4。

对于这种培养模型，最广泛使用的方法是类似Transwell的"开孔"配置⁵，其中多孔的、迹状蚀刻的培养膜将充满培养基的隔室分开（图1A）。在这种形式下，细胞可以接种在膜的任一侧，并且已经开发了广泛的实验方案。然而，这些系统提供支持屏障成熟和模拟体内免疫细胞循环所必需的流体流动的能力有限 ^5,6。因此，它们不能用于需要引入药物剂量、机械刺激或流体诱导剪切应力的动态流动的研究 ^6,7,8。

为了克服开井系统的局限性，已经开发了将多孔培养膜与可单独寻址的流体通道相结合的微流体平台⁹。这些平台可精确控制流体路线、灌注和化合物的引入、受控剪切刺激和动态细胞添加功能7,10,11,12,13。尽管微流控平台提供了先进的功能，但由于复杂的微流控方案及其与既定的实验工作流程^不兼容，它们尚未在生物科学实验室中得到广泛采用4,10,14。

为了弥合这些技术之间的差距，我们提出了一种协议，该协议采用磁性可重构的基于模块的系统。该系统可以根据实验的具体需要在开孔和微流控模式之间轻松切换。该平台具有一个开孔装置，称为m-μSiM（由硅膜实现的模块化微生理系统），具有100 nm厚的培养膜（纳米膜）。该纳米膜具有高孔隙率（15%）和玻璃状透明度，如图1B所示。它在物理上将顶部隔室与底部通道分开，允许跨生理长度^{尺度 15} 的分子运输。与传统的轨迹蚀刻膜不同，传统的轨迹蚀刻膜在用明场成像对活细胞进行成像方面存在已知的挑战，纳米膜具有良好的光学和物理特性，可以清晰地看到膜表面^{两侧的细胞}15,16,17。

本协议概述了专用播种和流动模块的制造，并解释了平台的磁性重构。它演示了如何在静态和动态条件下利用该平台建立内皮屏障。该演示表明，内皮细胞沿流动方向排列，在剪切刺激下剪切敏感基因靶标上调。

该设计可以根据实验要求和最终用户的偏好在各种模式下使用。在每次实验之前，请查阅 图2 所示的决策流程图，以确定方案的必要步骤和模块。例如，如果用户打算在整个实验过程中保持开孔格式，以直接将其与Transwell型系统进行比较，则细胞接种不需要图案模板。核心模块是市售的（见 材料表），超薄纳米膜可以从具有不同孔隙率和孔径的材料库中进行选择，以满足实验需求。

1. 图案模板的制作

注意:图案化模板用于将电池专门放置在膜芯片的多孔区域上，防止电池沉降到周围的硅层上，在添加流量模块后，它们可能会受到损坏¹⁶ （参见 图3）。单层的损坏会对屏障完整性产生不利影响，并影响实验结果。在开放、静态的培养中，模板是不必要的，因为没有损坏的风险。

1. 使用 补充编码文件 1 （图 4A）中提供的设计购买、加工或 3D 打印模具。
   注意:与高纵横比直壁特征相比，模板壁呈锥形，以增加介质容量并最大限度地减少气泡捕获。
2. 使用冷辊将 130 μm 压敏胶 （PSA） 薄膜连接到 3.2 mm 亚克力板上（参见 材料表）。
3. 根据 补充编码文件 2 中提供的设计激光切割亚克力板，以创建空腔阵列（图 4B）。
4. 从PSA薄膜上剥下保护层，将亚克力板连接到模具上。
   注意:确保激光切割的板材与模具对齐，使模具特征在型腔内居中（图 4C）。细胞在膜上定位的准确性取决于此步骤。
5. 充分混合PDMS预聚物（使用10:1的碱与催化剂比例）（参见 材料表）并在真空室中脱气，直到没有可见的气泡残留（5-15分钟）。
6. 将PDMS慢慢倒入模具型腔中，用平坦的边缘将其调平。
   注意: 为防止气泡滞留，请将 PDMS 缓慢倒入每个空腔中。如果浇注后存在气泡，请将模具放入真空室中并再次脱气。
7. 在70°C的电炉上固化PDMS1小时，然后使其冷却至室温。
8. 使用平头镊子从模具型腔中提取模板。

2. 流量模块的制造

注:流量模块与核心模块的三叶草形孔具有相似的占地面积，并包括一个模制微通道（宽度 = 1.5 mm，高度 = 0.2 mm，长度 = 5 mm）。三叶草形状有助于在多孔培养区域上对齐通道（图5）。

1. 使用标准软光刻技术¹⁸ 创建硅模具，其特征由 补充编码文件3 （图4D）中提供的设计定义。
2. 将 130 μm PSA 薄膜连接到 3.2 毫米厚的亚克力板上。
3. 根据 补充编码文件 4 中给出的设计激光切割亚克力板，以创建三叶草形空腔阵列（图 4E）。
   注意: 型腔的高度决定了流量模块的高度，流量模块的高度必须略高于核心模块井的高度（0-0.1 毫米），以确保正确密封。
4. 从 PSA 薄膜上取下保护层，然后通过将硅模具上的三角形对准标记与激光切割片上的对齐标记，将激光切割片连接到硅模具上。
   注意:与步骤1.4类似，确保激光切割的亚克力板与硅模具对齐，以便模具特征在每个型腔内居中（图4F）。此步骤确定微通道相对于封装的位置。
5. 将脱气后的PDMS缓慢倒入模具型腔上，并用平整的边缘将其平整。
   注意: 如果浇注后存在气泡，请对模具进行脱气，直到去除气泡。
6. 将模具放在电炉上，在70°C下烘烤PDMS1小时，然后让模具冷却至室温。
7. 使用平头镊子小心地从模具型腔中取出流量模块。
8. 将流量模块定向，使微通道特征朝上，并使用活检打孔将核心入口和出口放置在通道末端（参见 材料表）。

3. 下部和上部亚克力外壳的制造

注意: 核心模块安装在下壳体中。外壳中嵌入式磁铁之间的吸引力将流量模块压缩并密封到核心模块（图 6）。

1. 使用 补充编码文件 5 中提供的设计对 2 mm 亚克力板进行激光切割，以创建带有用于磁铁插入孔的上壳体。
2. 将 130 μm PSA 薄膜连接到 3.5 mm 亚克力板上。
3. 根据 补充编码文件 6 中给出的设计对亚克力板进行激光切割，以创建带有用于磁铁插入的孔的下壳体。
   注意: 下壳体的厚度是一个关键参数，必须与核心模块的整体厚度相匹配，以防止在流动过程中泄漏。
4. 取下 PSA 保护层并将下部外壳连接到玻璃盖玻片上。
5. 将 4.75 mm 镀镍钕磁铁（见 材料表）压入外壳的激光切割孔中。
   注意: 确保下部和上部外壳中的磁铁以相反的极性放置，以确保磁吸力（图 6）。

4. 流路的制造

注:闭环流路包含两个样品收集瓶作为储液器（图7）。入口储液器具有聚偏二氟乙烯 （PVDF） 过滤器，使细胞培养基与培养箱中的 CO₂ 浓度平衡。

1. 使用 1 mm 活检打孔器在样本收集瓶的盖子上打两个孔。
2. 使用活检打孔器在单独的样本收集瓶的盖子上开两个孔（1 mm 和 4 mm），并在该小瓶的下部开一个 1 mm 的孔。
3. 将 20胶头插入每个 1 mm 孔中，并用热胶密封。
4. 将 0.22 μm PVDF 过滤器（参见 材料表）放入 4 mm 孔中并用热胶密封。
5. 使用 补充编码文件 7 中提供的设计激光切割 1.5 mm 亚克力板，以创建样品保存台。
6. 将储液器放置在亚克力平台上。
7. 使用微流量管连接点胶吸头（参见 材料表）。
8. 使用 21胶吸头将管子连接到流量模块的入口和出口。
9. 使用蠕动泵（见 材料表）进行流动循环。
   注意: 如果需要，也可以使用注射器或气动泵来引入流量。流速应根据实验需要确定。 补充表 1 中提供了一个综合表格，该表格源自经过实验验证的 COMSOL 模型，以帮助用户选择必要的流速，以在单元单层¹⁶ 处实现所需的剪切应力。

5. 细胞接种

注意:与传统的膜插入物类似，可以在纳米膜上培养不同的细胞类型。二级细胞类型也可以在膜的另一侧的底部通道¹⁵中共培养。

1. 在室温下用5μg/ cm² 纤连蛋白（参见 材料表）涂覆膜1小时以改善细胞附着。
   注意:所选的电池类型可能会影响所需的涂层和电池密度。此处描述的程序适用于人脐静脉内皮细胞（HUVEC，参见 材料表）。
2. 使用P200移液器吸出涂层溶液，并在核心模块孔中放置图案模板。
3. 将细胞介质添加到设备的孔和底部通道。
4. 将密度为 40,000 个细胞/cm² 的 HUVEC 接种到孔中。
   注意:该密度的HUVEC通常在孵育24小时后形成汇合单层^16,19。
5. 将设备放入培养皿中。将装有去离子水的 15 mL 锥形管盖加入培养皿中，以保持局部湿度。
6. 将培养皿转移到培养箱中。
   注意:设备顶部孔和底部通道中的细胞培养基应每 24 小时更换一次。要更换底部通道中的介质，请轻轻地将新介质注入其中一个端口，以从另一个端口替换旧介质。

6. 重新配置为微流控模式

1. 在组装前，将上部外壳、下部外壳、流量模块、储液器、管子和分配吸头放入紫外线灭菌室中 30 分钟，对它们进行消毒。循环70%乙醇，然后在流路中循环无菌PBS。
2. 用内皮细胞生长培养基填充储液器和管（参见 材料表）。
3. 将下壳体放在样品台上。将开井岩心模块插入下部外壳。
4. 从模块的孔中抽吸细胞培养基。将流量模块放入孔中。
5. 放置上壳体，将流量模块密封在核心模块井中。将入口和出口点胶吸头连接到流量模块端口。
6. 启动蠕动泵，将流体流引入系统。

7. 引入水流后以开井形式进行下游分析

注意:这里的培养时间取决于实验目标。用户可以根据自己的喜好以开孔或微流控形式进行下游分析（例如，免疫细胞化学、RNA 提取）。例如，如果首选开孔形式，则应重新配置系统以根据标准方案^16,19进行分析。

1. 当达到所需的剪切流暴露时间时，停止泵。拆下入口和出口点胶吸头。
2. 拆下上壳体。用镊子轻轻地从孔中取出流量模块。
3. 向孔中加入 100 μL 细胞培养基。根据标准方案进行所需的检测。

如图6A所示，开井岩心模块最初位于由下部外壳和盖玻片形成的特定空腔内。随后，将包括微通道和接入端口的流量模块插入核心模块的孔中。如图6B所示，由于嵌入在下部和上部外壳中的磁体之间的磁吸引力，流量模块牢固地密封在膜的硅支撑层上。为了评估这种磁闭锁机制的有效性，进行了爆破压力测试，证明该系统可以承受高达 38.8 ± 2.4 kPa 的死角压力。这种压力耐受性大大超过了细胞培养应用中遇到的典型工作压力。此外，当流速高达 4000 μL/min 时，系统不会发生泄漏，这相当于培养区16 处的剪切应力为 74 达因/cm2。

在开发可以在开孔和微流控模式之间切换的平台时，必须仔细考虑细胞接种方法，这通常不是传统静态开孔平台16所关心的问题。通道边界周围单层的损坏可能会给实验结果带来复杂性20。为了解决这个问题，设计了一种可拆卸的模板，该模板适合核心模块的开口孔，并为细胞优先沉降在膜表面提供了一个特定的窗口（图3）。一旦细胞单层被图案化并达到汇合，用户就可以灵活地以开孔形式继续实验，或将平台重新配置为微流体模式，使细胞单层暴露在生理剪切应力下（图3）。磁性闭锁机构能够根据需要在开孔和微流控形式之间轻松切换。例如，该设备可以在流动刺激后恢复为开孔形式，使用户能够灵活地使用标准实验方案进行各种测定（例如免疫染色、RNA提取和分子渗透性测量）15,16。

在人体的生理环境中，血管屏障暴露于流动诱导的剪切应力，这是影响屏障结构和功能的关键生物物理线索5,21,22。因此，在微生理系统中增加流体流动是一个关键要求。为了证明该平台的多功能性，使用标准协议以开孔形式建立了HUVEC单层。静态培养 24 小时后，将平台重新配置为微流控模式，将细胞单层暴露在 10.7 达因/cm2 剪切应力下 24 小时。结果表明，在流动下培养的细胞沿流动方向排列，而无流动培养的细胞保持随机取向（图8A，B）。剪切刺激后，将平台重新配置为开孔形式，以使用标准方案提取RNA。结果表明，细胞暴露于剪切应力导致Kruppel样因子2（KLF2）和内皮一氧化氮合酶（eNOS）的上调，它们在健康血管中起着抗血栓和动脉粥样硬化保护功能等关键作用23,24（图8C）。

图1: 体外 血管屏障模型的比较。 （A）传统的Transwell样插入物和（B）开孔m-μSiM的示意图。汇合HUVEC单层的明场图像突出了轨道蚀刻膜和超薄纳米膜之间明场成像质量的差异。比例尺 = 100 μm。改编自Mansouri et al.16。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 2:决策流程图。 基于实验需求和下游分析偏好的流程图。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 3:平台的实验工作流程。 （A） 为了将细胞直接定位在多孔膜上，将可拆卸的图案模板插入核心模块的孔中（插图显示图案化的细胞，黄线显示微通道边界）。（B） 钢网可以保留或移除在用于静态细胞培养的设备中。（C） 要将平台重新配置为微流控模式，将模板替换为流量模块。由于采用磁封机构，配置可逆;可以拆卸外壳和流量模块以切换到开井模式。比例尺 = 200 μm。改编自Mansouri et al.16。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 4:模具示意图。 （A）模板模具。（B） 激光切割亚克力板。（三）模板模具的组装视图。（四）流量模组模具。（E） 激光切割亚克力板。（F） 流动模块模具的组装视图。三角形特征是对齐标记，便于将亚克力板附着到模具上。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 5:三叶草形流动模块的原理图。 （A） 流量模块与膜芯片之间的接触接口。流体流动的入口和出口以粉红色显示。（B） PDMS流量模块的3D图像。改编自Mansouri et al.16。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 6:用于器件重新配置的磁性组件。 （A） 用于将器件重新配置为微流控模式的组件示意图演示。具有相反磁极的嵌入式磁铁会引起密封的吸引力。（B） 重新配置的装置的横截面图，显示粉红色的血管通道和绿色的组织室。改编自Mansouri et al.16。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 7:流路的组装视图。 该回路由一个蠕动泵、两个用于供应细胞介质和阻尼波动的储液器、管道和一个用于将组件固定到位的丙烯酸平台组成。改编自Mansouri et al.16。 请点击这里查看此图的较大版本.

图 8:在开孔和微流控模式下培养的 HUVEC 的比较。 将细胞接种并在露天孔中培养24小时以建立汇合的单层。在随后的 24 小时内，一组设备被重新配置为微流体模式。（A） 在流动（10.7 dynes.cm-2 剪切应力）下培养的细胞沿流动方向排列（插图分别以绿色和蓝色显示细胞的肌动蛋白和细胞核）。（B） 在开孔形式中无流动培养的细胞未显示排列。雷达图中条形的长度显示了相应方向上的像元数。（C） 与无流动条件相比，在流动条件下培养的细胞显示出更高的 KLF2 和 eNOS 基因上调 （**p < 0.01，n = 3，平均值 ± SD）。比例尺 = 100 μm。改编自Mansouri et al.16。 请点击这里查看此图的较大版本.

附表1:不同流速下纳米膜表面的剪切应力。 该表提供了有关不同流速下纳米膜表面剪切应力值的信息。 请点击此处下载此文件。

补充编码文件1:模板模具的CAD模型。请点击此处下载此文件。

补充编码文件2:模板模具激光切割型腔的CAD模型。请点击此处下载此文件。

补充编码文件 3:流量模块的 CAD 模型。请点击此处下载此文件。

补充编码文件 4:用于流模块模具的激光切割型腔的 CAD 模型。请点击此处下载此文件。

补充编码文件 5:上壳体的 CAD 模型。请点击此处下载此文件。

补充编码文件 6:下壳体的 CAD 模型。请点击此处下载此文件。

补充编码文件7:亚克力阶段的CAD模型。请点击此处下载此文件。

J.L.M. 是 SiMPore， Inc. 的联合创始人，并持有该公司的股权。SiMPore正在将超薄硅基技术商业化，包括本研究中使用的膜。