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Summary

Verschiedene Modelle des mittleren Hirnarterienverschlusses (MCAo) werden in der experimentellen Schlaganfallforschung eingesetzt. Hier wird ein experimentelles Schlaganfallmodell der transienten MCAo über die Arteria carotis externa (ECA) beschrieben, das darauf abzielt, den menschlichen Schlaganfall nachzuahmen, bei dem der zerebrovaskuläre Thrombus aufgrund einer spontanen Gerinnsellyse oder -therapie entfernt wird.

Abstract

Schlaganfall ist die dritthäufigste Todesursache und die Hauptursache für erworbene Behinderungen bei Erwachsenen in Industrieländern. Bisher beschränken sich die Therapiemöglichkeiten auf einen kleinen Teil der Schlaganfallpatienten innerhalb der ersten Stunden nach dem Schlaganfall. Neuartige Therapiestrategien werden intensiv untersucht, insbesondere um das therapeutische Zeitfenster zu verlängern. Diese aktuellen Untersuchungen umfassen die Untersuchung wichtiger pathophysiologischer Signalwege nach einem Schlaganfall, wie z.B. Entzündungen nach einem Schlaganfall, Angiogenese, neuronale Plastizität und Regeneration. In den letzten zehn Jahren hat die Besorgnis über die schlechte Reproduzierbarkeit von experimentellen Ergebnissen und wissenschaftlichen Erkenntnissen in unabhängigen Forschungsgruppen zugenommen. Um die sogenannte “Replikationskrise” zu überwinden, werden detaillierte standardisierte Modelle für alle Abläufe dringend benötigt. Im Rahmen des Forschungskonsortiums “ImmunoStroke” (https://immunostroke.de/) wird ein standardisiertes Mausmodell des transienten mittleren Hirnarterienverschlusses (MCAo) vorgeschlagen. Dieses Modell ermöglicht die vollständige Wiederherstellung des Blutflusses nach Entfernung des Filaments und simuliert die therapeutische oder spontane Gerinnsellyse, die bei einem großen Teil der menschlichen Schlaganfälle auftritt. Der chirurgische Ablauf dieses “Filament”-Schlaganfallmodells und Werkzeuge zu seiner Funktionsanalyse werden im begleitenden Video demonstriert.

Introduction

Schlaganfall ist eine der häufigsten Ursachen für Tod und Behinderung weltweit. Obwohl es hauptsächlich zwei verschiedene Formen des Schlaganfalls gibt, ischämische und hämorrhagische, sind 80-85% aller Schlaganfallfälle ischämisch¹. Derzeit stehen nur zwei Behandlungen für Patienten mit ischämischem Schlaganfall zur Verfügung: pharmakologische Behandlung mit rekombinantem Gewebeplasminogenaktivator (rtPA) oder mechanischer Thrombektomie. Aufgrund des engen therapeutischen Zeitfensters und mehrerer Ausschlusskriterien kann jedoch nur eine ausgewählte Anzahl von Patienten von diesen spezifischen Behandlungsmöglichkeiten profitieren. In den letzten zwei Jahrzehnten hat sich die präklinische und translationale Schlaganfallforschung auf die Erforschung neuroprotektiver Ansätze konzentriert. Alle Verbindungen, die klinische Studien erreichten, haben jedoch bisher keine Verbesserungen für den Patienten gezeigt².

Da In-vitro-Modelle nicht alle Gehirninteraktionen und pathophysiologischen Mechanismen des Schlaganfalls genau reproduzieren können, sind Tiermodelle für die präklinische Schlaganfallforschung von entscheidender Bedeutung. Es ist jedoch nicht möglich, alle Aspekte des ischämischen Schlaganfalls beim Menschen in einem einzigen Tiermodell nachzuahmen, da der ischämische Schlaganfall eine hochkomplexe und heterogene Erkrankung ist. Aus diesem Grund wurden im Laufe der Zeit verschiedene ischämische Schlaganfallmodelle bei verschiedenen Arten entwickelt. Photothrombose der Hirnarteriolen oder permanenter distaler Verschluss der mittleren Hirnarterie (MCA) sind häufig verwendete Modelle, die kleine und lokal definierte Läsionen im Neokortex induzieren^3,4. Neben diesen ist das am häufigsten verwendete Schlaganfallmodell wahrscheinlich das sogenannte “Filamentmodell”, bei dem eine vorübergehende Okklusion von MCA erreicht wird. Dieses Modell besteht aus einer vorübergehenden Einführung eines Nahtfilaments in den Ursprung der MCA, was zu einer abrupten Verringerung des zerebralen Blutflusses und dem anschließenden großen Infarkt subkortikaler und kortikaler Hirnregionen führt⁵. Obwohl die meisten Schlaganfallmodelle MCA-Okklusionen nachahmen ^6,erlaubt das “Filamentmodell” eine genaue Abgrenzung der ischämischen Zeit. Die Reperfusion durch Filamententfernung ahmt das menschliche klinische Szenario der wiederherstellung des zerebralen Blutflusses nach spontaner oder therapeutischer (rtPA oder mechanische Thrombektomie) Gerinnsellyse nach. Bisher wurden verschiedene Modifikationen dieses “Filamentmodells” beschrieben. In dem gebräuchlichsten Ansatz, der zuerst von Longa et al.beschrieben wurde. 1989⁵wird ein siliziumbeschichtetes Filament über die gemeinsame Halsschlagader (CCA) zum Ursprung des MCA⁷eingeführt. Obwohl es sich um einen weit verbreiteten Ansatz handelt, erlaubt dieses Modell keine vollständige Wiederherstellung des Blutflusses während der Reperfusion, da das CCA nach der Entfernung des Filaments dauerhaft ligiert ist.

In den letzten zehn Jahren haben sich immer mehr Forschungsgruppen dafür interessiert, den Schlaganfall bei Mäusen mit diesem “Filamentmodell” zu modellieren. Die erhebliche Variabilität dieses Modells und die fehlende Standardisierung der Verfahren sind jedoch einige der Gründe für die hohe Variabilität und schlechte Reproduzierbarkeit der bisher berichteten experimentellen Ergebnisse und wissenschaftlichen Erkenntnisse^2,8. Eine mögliche Ursache der aktuellen “Replikationskrise”, die sich auf die geringe Reproduzierbarkeit zwischen Forschungslabors bezieht, sind die nicht vergleichbaren Schlaganfall-Infarktvolumina zwischen Forschungsgruppen, die die gleiche experimentelle Methodik verwenden⁹. Tatsächlich konnten wir nach der Durchführung der ersten präklinischen randomisierten kontrollierten multizentrischen Studienstudie¹⁰bestätigen, dass das Fehlen einer ausreichenden Standardisierung dieses experimentellen Schlaganfallmodells und die nachfolgenden Ergebnisparameter die Hauptgründe für das Versagen der Reproduzierbarkeit in präklinischen Studien zwischen unabhängigen Labors^{waren 11} . Diese drastischen Unterschiede in den resultierenden Infarktgrößen stellen trotz verwendung des gleichen Schlaganfallmodells zu Recht nicht nur eine Bedrohung für die bestätigende Forschung, sondern auch für wissenschaftliche Kooperationen dar, da es an robusten und reproduzierbaren Modellen mangelt.

Vor dem Hintergrund dieser Herausforderungen wollten wir das Verfahren für ein standardisiertes transientes MCAo-Modell, wie es für die gemeinsamen Forschungsanstrengungen innerhalb des Forschungskonsortiums “ImmunoStroke” (https://immunostroke.de/) verwendet wird, detailliert entwickeln und detailliert beschreiben. Dieses Konsortium zielt darauf ab, die Gehirn-Immun-Interaktionen zu verstehen, die den mechanistischen Prinzipien der Schlaganfall-Genesung zugrunde liegen. Darüber hinaus werden histologische und verwandte funktionelle Methoden zur Schlaganfall-Outcome-Analyse vorgestellt. Alle Methoden basieren auf etablierten Standardarbeitsanweisungen, die in allen Forschungslabors des ImmunoStroke-Konsortiums verwendet werden.

Protocol

Die in diesem Video berichteten Experimente wurden nach den nationalen Richtlinien für die Verwendung von Versuchstieren durchgeführt, und die Protokolle wurden von den deutschen Regierungskomitees (Regierung von Oberbayern, München, Deutschland) genehmigt. Zehn Wochen alte männliche C57Bl/6J-Mäuse wurden verwendet und unter kontrollierter Temperatur (22 ± 2 °C) mit einer 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklusperiode und Zugang zu pelletierter Nahrung und Wasser ad libitum untergebracht. 1. Vorbereitung des Materials und der Instrumente Schließen Sie die Wärmedecke an, um die Temperatur des Operationsbereichs und die Körpertemperatur der Maus während der Narkose bei 37 ° C zu halten. Autoklavschere und Pinzette, 70% ige Ethanollösung vorbereiten und Dexpanthenol Augensalbe, mehrere Baumwollstücke und 5-0 beschichtete geflochtene Polyesternaht gebrauchsfertig halten. Bereiten Sie eine 1-ml-Spritze mit 0,9% iger Kochsalzlösung (ohne Nadel) vor, um die Einschnittstelle des Tieres hydratisiert zu halten. Bereiten Sie das Anästhesiegas (100%O2 + Isofluran) vor. Bereiten Sie einen Halter für die Laser-Dopplersonde vor, indem Sie die Spitze einer 10 μL Pipettenspitze (3-5 mm Länge) schneiden.HINWEIS: Alle Instrumente werden mit einem Heißperlensterilisator sterilisiert. Oberflächen werden auch vor und nach der Operation mit einem mikrobiellen Desinfektionsspray desinfiziert. Vor der Operation werden die Bereiche um Kopf und Brust von Mäusen mit einem Wunddesinfektionsspray desinfiziert. 2. Vorbereitung des Laserdopplers Der Maus wird 30 min vor der Operation eine Analgesie injiziert (4 mg/kg Carprofen und 0,1 mg/kg Buprenorphin intraperitoneal). Betäuben Sie die Maus, indem Sie sie mit einer Isofluran-Flussrate von 4% in die Induktionskammer legen, bis die spontane Körperbewegung und Vibrissae aufhören. Legen Sie die Maus in Bauchlage in den Operationsbereich mit der Nase in die Anästhesiemaske. Halten Sie die Isoflurankonzentration für eine weitere Minute bei 4%, reduzieren Sie sie dann und halten Sie sie bei 2%. Stellen Sie das zugehörige rückkopplungsgesteuerte Heizkissen ein, um die Körpertemperatur der Maus bei 37 ° C zu halten, und führen Sie die Rektalsonde vorsichtig ein, um die Temperatur während des gesamten chirurgischen Eingriffs zu überwachen. Tragen Sie Dexpanthenol Augensalbe auf beide Augen auf. Desinfizieren Sie die Haut und die Haare, die das linke Auge und Ohr umgeben, mit 70% Ethanol. Schneiden Sie die Kopfhaut zwischen dem linken Ohr und dem Auge (1 cm lang) ab, um den Schädelknochen freizulegen. Schneiden und ziehen Sie den Schläfenmuskel zurück, um die MCA unter dem Schädel zu visualisieren. Fixieren Sie mit Klebstoff den äußeren Teil der Spitze, der die Laser-Dopplersonde / -faser auf der Oberseite der linken MCA mit Klebstoff hält. Kleben Sie dann die Haut, um die Wunde um den Spitzenhalter zu schließen. Tragen Sie 2-3 Tropfen Härterkleber auf, um den Prozess zu beschleunigen. Achten Sie darauf, dass die Laser-Dopplerfaser nicht verklebt ist und jederzeit leicht aus dem Spitzenhalter entfernt werden kann. 3. Transientes MCAo-Modell (Okklusion) Drehen Sie die Maus in Rückenlage. Stecken Sie die Schnauze in den Anästhesiekegel und fixieren Sie die Pfoten mit Klebeband. Desinfizieren Sie die Haut und die Haare, die die Brust umgeben, und machen Sie einen 2 cm langen Mittellinienschnitt im Nacken. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Haut und die submandibulären Drüsen auseinander zu ziehen. Verwenden Sie Retraktoren, um den Musculus sternomastoideus zu halten, das Operationsfeld freizulegen und die linke gemeinsame Halsschlagader (CCA) zu finden. Sezieren Sie das CCA frei von Bindegewebe und umgebenden Nerven (ohne den Vagusnerv zu schädigen) und führen Sie vor der Verzweigung eine vorübergehende Ligatur durch. Sezieren Sie die äußere Halsschlagader (ECA) und binden Sie einen permanenten Knoten am distalsten sichtbaren Teil. Legen Sie eine weitere Naht unter die ECA, in der Nähe der Bifurkation, und bereiten Sie einen losen Knoten vor, der später verwendet werden kann. Sezieren Sie die Arteria carotis interna (ICA) und legen Sie einen mikrovaskulären Clip darauf, 5 mm über der Bifurkation. Achten Sie darauf, den Vagusnerv nicht zu beschädigen. Schneiden Sie ein kleines Loch in die ECA zwischen den engen und den losen Ligaturen; Achten Sie darauf, nicht den gesamten EuRH zu kürzen. Führen Sie das Filament ein und bringen Sie es in Richtung CCA voran. Straffen Sie die lose Ligatur in der ECA um das Lumen, um das Filament kurz in dieser Position zu sichern und Blutungen beim Entfernen des mikrovaskulären Clips zu vermeiden. Entfernen Sie den mikrovaskulären Clip und führen Sie das Filament durch die ICA ein, bis der Ursprung des MCA erreicht ist, indem Sie eine starke Reduktion (>80%) des zerebralen Blutflusses feststellen, wie mit dem Laser-Doppler gemessen. Befestigen Sie das Filament in dieser Position, indem Sie den Knoten um die ECA weiter festziehen.HINWEIS: Wenn das Filament in die entsprechende Richtung geht, schreitet es sanft voran und es sollte kein Widerstand beobachtet werden. Zeichnen Sie Laser-Dopplerwerte vor und nach dem Einsetzen des Filaments auf. Entfernen Sie den Retraktor und verlegen Sie den Musculus sternomastoideus und die submandibulären Drüsen, bevor Sie die Wunde nähen. Entfernen Sie die Laser-Dopplersonde und legen Sie das Tier für 1 h (bis zur Filamententfernung) in eine Aufwachkammer bei 37 °C. 4. Transientes MCAo-Modell (Reperfusion) Betäuben Sie die Maus, indem Sie sie mit einer Isofluran-Flussrate von 4% in die Induktionskammer legen, bis die spontane Körperbewegung und Vibrissae aufhören. Tragen Sie Dexpanthenol Augensalbe auf beide Augen auf. Legen Sie die Maus in Bauchlage in den Operationsbereich mit der Schnauze in die Anästhesiemaske. Halten Sie die Isoflurankonzentration für eine weitere Minute bei 4%, reduzieren Sie sie dann und halten Sie sie bei 2%. Befestigen Sie die Pfoten des Tieres mit Klebeband. Führen Sie die Laser-Dopplersonde in den Sondenhalter ein. Entfernen Sie die Wundnaht, ziehen Sie mit einer Pinzette die Haut und die submandibulären Drüsen auseinander. Verwenden Sie Retraktoren, um den Musculus sternomastoideus sanft zu ziehen und das Operationsfeld freizulegen. Lösen Sie die ECA-Naht, die das Filament festzieht, und ziehen Sie das Filament vorsichtig. Vermeiden Sie es, die Silikon-Gummi-Beschichtung des Filaments während der Entfernung zu beschädigen. Binden Sie die ECA-Naht fest. Bestätigen Sie die Erhöhung des zerebralen Blutflusses im Laser-Doppler-Gerät (>80% des Anfangswertes vor der Reperfusion). Zeichnen Sie Laser-Dopplerwerte vor und nach der Filamententfernung auf. Öffnen Sie die transiente Ligatur vor der Verzweigung vom CCA. Entfernen Sie den Retraktor und verlegen Sie den Musculus sternomastoideus und die submandibulären Drüsen, bevor Sie die Wunde nähen. Legen Sie das Tier für 1 h in eine Aufwachkammer bei 37 °C, um sich von der Narkose zu erholen. Nach der Genesung bringen Sie die Mäuse in ihre Käfige in einem temperaturkontrollierten Raum zurück. Kümmern Sie sich um die Tiere, indem Sie bis zum 3. Tag nach der Operation Nassfutterpellets und Hydrogel in kleinen Petrischalen auf dem Käfigboden hinzufügen. Injizieren Sie die Analgesie alle 12 h für 3 d nach der Operation (4 mg/kg Carprofen und 0,1 mg/kg Buprenorphin). 5. Scheinoperation Führen Sie alle Verfahren wie oben beschrieben durch, einschließlich der Ligatur der Arterien und der Einführung des Filaments (Schritte 1-3.7). Entfernen Sie das Filament sofort nach dem Einsetzen. Dann legen Sie das Tier für 1 h in die Aufwachkammer. Legen Sie das Tier wieder in den Operationsbereich und entfernen Sie die vorübergehende Ligatur des CCA, um eine vollständige Wiederherstellung des zerebralen Blutflusses zu gewährleisten. Nähen Sie die Wunde und legen Sie das Tier für 1 h in eine Aufwachkammer bei 37 ° C, um sich von der Narkose zu erholen. Nach der Genesung bringen Sie die Mäuse in ihre Käfige in einem temperaturkontrollierten Raum zurück. Kümmern Sie sich um die Tiere, indem Sie bis zum 3. Tag nach der Operation Nassfutterpellets und Hydrogel in kleinen Petrischalen auf dem Käfigboden hinzufügen. Injizieren Sie die Analgesie alle 12 h für 3 d nach der Operation (4 mg/kg Carprofen und 0,1 mg/kg Buprenorphin). 6. Neuroscore Führen Sie den Neuroscore immer zur gleichen Tageszeit durch und verwenden Sie chirurgische Kleidung, um einen “neutralen Geruch” zwischen den einzelnen Chirurgen aufrechtzuerhalten. Lassen Sie die Mäuse vor dem Test 30 Minuten im Raum mit einem “offenen” Käfig ruhen. Beobachten Sie jeden Punkt in Tabelle 1 und Tabelle 2 für 30 s. 7. Intrakardiale Perfusion Bereiten Sie eine 20-ml-Spritze vor, die phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) -Heparin (2 U / ml) enthält, und legen Sie sie 1 m über die Bank, um die schwerkraftgetriebene Perfusion zu erleichtern. (OPTIONAL: Intrakardiale Perfusion mit 4% Paraformaldehyd (PFA) unter Verwendung einer 20 ml Spritze mit 4% PFA in PBS, pH 7,4). Injizieren Sie intratrperitoneal 100 μL Ketamin und Xylazin (120 bzw. 16 mg/kg Körpergewicht). Warten Sie 5 Minuten und bestätigen Sie die Beendigung der spontanen Körperbewegung und Vibrissae. Fixieren Sie das Tier in Rückenlage und desinfizieren Sie die Bauchkörperoberfläche mit 70% Ethanol. Machen Sie einen 3 cm langen Schnitt in den Bauch; Schneiden Sie das Zwerchfell, die Rippen und das Brustbein ab, um das Herz vollständig zu visualisieren. Machen Sie einen kleinen Schnitt im rechten Vorhof und führen Sie die Perfusionskanüle in den linken Ventrikel ein. Perfuse mit 20 ml PBS-Heparin. Enthaupten Sie das Tier nach der Perfusion und entfernen Sie das Gehirn. Das Gehirn auf pulverisiertem Trockeneis einfrieren und bis zur weiteren Anwendung bei -80 °C lagern. 8. Infarkt-Volumetrie Verwenden Sie für die Kryosektion einen Kryostaten, um die Gehirne alle 400 μm in 20 μm dicke Abschnitte zu schneiden. Legen Sie die Schnitte auf Folien und lagern Sie die Folien bis zur Verwendung bei −80 °C. Kresylviolett (CV) Färbung Die Färbelösung wird durch Rühren und Erhitzen (60 °C) 0,5 g CV-Acetat in 500 mLH2O hergestellt,bis die Kristalle gelöst sind. Nachdem die Lösung abgekühlt ist, bewahren Sie sie in einer dunklen Flasche auf. Auf 60 °C aufwärmen und vor jedem Gebrauch filtrieren. Lassen Sie die Objektträger 30 min bei Raumtemperatur trocknen. Tauchen Sie sie für 15 min in 95% Ethanol, 1 min in 70% Ethanol und dann für 1 min in 50% Ethanol. Tauchen Sie die Objektträger für 2 Minuten in destilliertes Wasser; Erfrischen Sie das destillierte Wasser und legen Sie die Objektträger für 1 min in das Wasser. Anschließend tauchen Sie die Objektträger für 10 min bei 60 °C in die vorgewärmte Färbelösung. Waschen Sie die Objektträger zweimal in destilliertem Wasser für 1 min. Tauchen Sie die Objektträger für 2 Minuten in 95% Ethanol. Legen Sie sie in 100% Ethanol für 5 min; erfrischen Sie das 100% Ethanol und legen Sie die Objektträger für 2 min erneut in das Ethanol. Anschließend decken Sie die Dias mit einem Montagemedium ab. Analyse (Abbildung 4C) Scannen Sie die Dias und analysieren Sie das indirekte Infarktvolumen mit der Swanson-Methode12, um Ödeme mithilfe der folgenden Gleichung zu korrigieren:(Ischämische Fläche) = (ischämische Region)-((ipsilaterale Hemisphäre)-(kontralaterale Hemisphäre))

Representative Results

Das hier beschriebene Modell ist eine Modifikation des häufig verwendeten “Filament”-Hubmodells, das darin besteht, ein siliziumbeschichtetes Filament durch die ECA einzuführen, um den Ursprung der MCA vorübergehend zu blockieren (Abbildung 1). Nach dem Entfernen des Filaments wird nur der Blutfluss in der ECA dauerhaft gestoppt, was eine vollständige Rekanalisierung der CCA und ICA ermöglicht. Dies ermöglicht eine adäquate Reperfusion des Gehirns (Abbildung 2</st…

Discussion

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein experimentelles Schlaganfallmodell, das auf der Konsensvereinbarung eines deutschen multizentrischen Forschungskonsortiums (“ImmunoStroke”) zur Etablierung eines standardisierten transienten MCAo-Modells basiert. Das transiente MCAo-Modell, das durch die Einführung eines siliziumbeschichteten Filaments durch die ECA zum Ursprung des MCA etabliert wurde, ist eines der am häufigsten verwendeten Schlaganfallmodelle, um eine arterielle Reperfusion nach einer begrenzten Verschlussper…

Materials

45° ramp	H&S Kunststofftechnik		height: 18 cm
5/0 threat	Pearsalls	10C103000
5 mL Syringe	Braun
Acetic Acid	Sigma Life Science	695092
Anesthesia system for isoflurane	Drager
Bepanthen pomade	Bayer
C57Bl/6J mice	Charles River	000664
Clamp	FST	12500-12
Clip	FST	18055-04
Clip holder	FST	18057-14
Cotons	NOBA Verbondmitel Danz	974116
Cresyl violet	Sigma Life Science	C5042-10G
Cryostat	Thermo Scientific CryoStarNX70
Ethanol 70%	CLN Chemikalien Laborbedorf	521005
Ethanol 96%	CLN Chemikalien Laborbedorf	522078
Ethanol 99%	CLN Chemikalien Laborbedorf	ETO-5000-99-1
Filaments	Doccol	602112PK5Re
Fine 45 angled forceps	FST	11251-35
Fine forceps	FST	11252-23
Fine Scissors	FST	14094-11
Glue	Orechseln	BSI-112
Hardener Glue	Drechseln & Mehr	BSI-151
Heating blanket	FHC DC Temperature Controller
Isoflurane	Abbot	B506
Isopentane	Fluka	59070
Ketamine	Inresa Arzneimittel GmbH
Laser Doppler	Perimed	PF 5010 LDPM, Periflux System 5000
Laser Doppler probe	Perimed	91-00123
Phosphate Buffered Saline pH: 7.4	Apotheke Innestadt Uni Munchen	P32799
Recovery chamber	Mediheat
Roti-Histokit mounting medium	Roth	6638.1
Saline solution	Braun	131321
Scalpel	Feather	02.001.30.011
Silicon-coated filaments	Doccol	602112PK5Re
Stereomicropscope	Leica	M80
Superfrost Plus Slides	Thermo Scientific	J1800AMNZ
Vannas Spring Scissors	FST	15000-00
Xylacine	Albrecht