Waiting
Login-Verarbeitung ...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Developmental Biology
Click here for the English version

Developmental Biology

Fluorescerende in situ hybridisatie en 5-ethynyl-2'-deoxyuridine-etikettering voor stamachtige cellen in de hydrozoaire kwal Cladonema pacificum

Published: August 3, 2022 doi: 10.3791/64285
Automatic Translation
1, 1, 2, 2
1Graduate School of Life Sciences, Tohoku University, 2Graduate School of Pharmaceutical Sciences, The University of Tokyo

Summary

Hier beschrijven we een protocol voor het visualiseren van stamachtige prolifererende cellen in de kwal Cladonema. Whole-mount fluorescerende in situ hybridisatie met een stamcelmarker maakt de detectie van stamachtige cellen mogelijk, en 5-ethynyl-2'-deoxyuridine-etikettering maakt de identificatie van prolifererende cellen mogelijk. Samen kunnen actief prolifererende stamcellen worden gedetecteerd.

Abstract

Cnidarians, waaronder zeeanemonen, koralen en kwallen, vertonen diverse morfologie en levensstijlen die zich manifesteren in sessiele poliepen en vrijzwemmende medusae. Zoals geïllustreerd in gevestigde modellen zoals Hydra en Nematostella, dragen stamcellen en/of proliferatieve cellen bij aan de ontwikkeling en regeneratie van cnidarische poliepen. De onderliggende cellulaire mechanismen in de meeste kwallen, met name in het medusa-stadium, zijn echter grotendeels onduidelijk en daarom is het ontwikkelen van een robuuste methode voor het identificeren van specifieke celtypen van cruciaal belang. Dit artikel beschrijft een protocol voor het visualiseren van stamachtige prolifererende cellen in de hydrozoïsche kwal Cladonema pacificum. Cladonema medusae bezitten vertakte tentakels die voortdurend groeien en het regeneratieve vermogen behouden gedurende hun volwassen stadium, en bieden een uniek platform om de cellulaire mechanismen te bestuderen die worden georkestreerd door prolifererende en / of stamachtige cellen. Whole-mount fluorescent in situ hybridization (FISH) met behulp van een stamcelmarker maakt de detectie van stamcellen mogelijk, terwijl pulsetikettering met 5-ethynyl-2'-deoxyuridine (EdU), een S-fasemarker, de identificatie van prolifererende cellen mogelijk maakt. Door zowel FISH- als EdU-etikettering te combineren, kunnen we actief prolifererende stamachtige cellen op vaste dieren detecteren, en deze techniek kan breed worden toegepast op andere dieren, inclusief niet-modelkwallensoorten.

Introduction

Cnidaria wordt beschouwd als een basaal vertakkend metazoazuurphylum dat dieren met zenuwen en spieren bevat, waardoor ze in een unieke positie verkeren om de evolutie van de ontwikkeling en fysiologie van dierente begrijpen 1,2. Cnidarians zijn onderverdeeld in twee hoofdgroepen: Anthozoa (bijv. Zeeanemonen en koralen) bezitten alleen planulalarven en sessiele poliepstadia, terwijl Medusozoa (leden van Hydrozoa, Staurozoa, Scyphozoa en Cubozoa) meestal de vorm aannemen van vrijzwemmende medusae of kwallen, evenals planulalarven en poliepen. Cnidarians vertonen vaak een hoge regeneratieve capaciteit en hun onderliggende cellulaire mechanismen, met name hun bezit van volwassen stamcellen en proliferatieve cellen, hebben veel aandacht getrokken 3,4. Hydrozoaire stamcellen, die aanvankelijk in Hydra werden geïdentificeerd, bevinden zich in de interstitiële ruimtes tussen ectodermale epitheelcellen en worden gewoonlijk interstitiële cellen of i-cellengenoemd 3.

Hydrozoaire i-cellen delen gemeenschappelijke kenmerken, waaronder multipotentie, de expressie van breed geconserveerde stamcelmarkers (bijv. Nanos, Piwi, Vasa) en migratiepotentieel 3,5,6,7,8. Als functionele stamcellen zijn i-cellen uitgebreid betrokken bij de ontwikkeling, fysiologie en omgevingsreacties van hydrozoïsche dieren, wat getuigt van hun hoge regeneratieve capaciteit en plasticiteit3. Hoewel stamcellen, vergelijkbaar met i-cellen, niet buiten hydrozoën zijn geïdentificeerd, zijn zelfs in de gevestigde modelsoort Nematostella nog steeds proliferatieve cellen betrokken bij het onderhoud en de regeneratie van somatisch weefsel, evenals de kiembaan9. Aangezien studies in cnidarian ontwikkeling en regeneratie voornamelijk zijn uitgevoerd op poliepachtige dieren zoals Hydra, Hydractinia en Nematostella, blijven de cellulaire dynamiek en functies van stamcellen in kwallensoorten grotendeels onbesproken.

De hydrozoïsche kwal Clytia hemisphaerica, een kosmopolitische kwallensoort met verschillende habitats over de hele wereld, waaronder de Middellandse Zee en Noord-Amerika, is gebruikt als een experimenteel modeldier in verschillende ontwikkelings- en evolutionaire studies10. Met zijn kleine formaat, eenvoudige bediening en grote eieren is Clytia geschikt voor laboratoriumonderhoud, evenals voor de introductie van genetische hulpmiddelen zoals de onlangs gevestigde transgenese- en knock-outmethoden11, waardoor de mogelijkheid wordt geopend voor gedetailleerde analyse van de cellulaire en moleculaire mechanismen die ten grondslag liggen aan de kwallenbiologie. In de Clytia medusa-tentakel zijn i-cellen gelokaliseerd in het proximale gebied, de bol genaamd, en voorlopercellen zoals nematoblasten migreren naar de distale punt terwijl ze zich onderscheiden in verschillende celtypen, waaronder nematocyten12.

Tijdens regeneratie van het Clytia-manubrium migreren het orale orgaan van kwallen, Nanos1 + i-cellen die aanwezig zijn in de geslachtsklieren naar het gebied waar het manubrium verloren gaat als reactie op schade en nemen deel aan de regeneratie van het manubrium7. Deze bevindingen ondersteunen het idee dat i-cellen in Clytia zich ook gedragen als functionele stamcellen die betrokken zijn bij morfogenese en regeneratie. Aangezien de eigenschappen van i-cellen echter verschillen tussen representatieve poliepachtige dieren zoals Hydra en Hydractinia3, is het mogelijk dat de kenmerken en functies van stamcellen gediversifieerd zijn tussen kwallensoorten. Bovendien zijn, met uitzondering van Clytia, experimentele technieken beperkt voor andere kwallen en is de gedetailleerde dynamiek van proliferatieve cellen en stamcellen onbekend13.

De hydrozoïsche kwal Cladonema pacificum is een opkomend modelorganisme dat in een laboratoriumomgeving kan worden gehouden zonder waterpomp of filtratiesysteem. De Cladonema medusa heeft vertakte tentakels, een gemeenschappelijk kenmerk in de Cladonematidae-familie, en een fotoreceptororgaan genaamd de ocellus op de ectodermale laag bij de bol14. Het tentakelvertakkingsproces vindt plaats op een nieuwe vertakkingsplaats die langs de adaxiale kant van de tentakel verschijnt. Na verloop van tijd blijven de tentakels uitrekken en vertakken, waarbij de oudere takken naar de punt15 worden geduwd. Bovendien kunnen Cladonema-tentakels binnen enkele dagen na amputatie regenereren. Recente studies hebben de rol van prolifererende cellen en stamachtige cellen in tentakelvertakking en regeneratie in Cladonema 16,17 gesuggereerd. Hoewel conventionele in situ hybridisatie (ISH) is gebruikt om genexpressie in Cladonema te visualiseren, is het vanwege de lage resolutie momenteel moeilijk om stamceldynamica op cellulair niveau in detail te observeren.

Dit artikel beschrijft een methode voor het visualiseren van stamachtige cellen in Cladonema door FISH en co-kleuring met EdU, een marker van celproliferatie18. We visualiseren het expressiepatroon van Nanos1, een stamcelmarker 5,17, door FISH, die de identificatie van stamachtige celverdeling op het niveau van één cel mogelijk maakt. Bovendien maakt de co-kleuring van Nanos1-expressie met EdU-etikettering het mogelijk om actief prolifererende stamachtige cellen te onderscheiden. Deze methode voor het monitoren van zowel stamachtige cellen als proliferatieve cellen kan worden toegepast op een breed scala aan onderzoeksgebieden, waaronder tentakelvertakking, weefselhomeostase en orgaanregeneratie in Cladonema, en een vergelijkbare aanpak kan worden toegepast op andere kwallensoorten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

OPMERKING: Zie de tabel met materialen voor meer informatie over alle materialen, reagentia en apparatuur die in dit protocol worden gebruikt.

1. Probe synthese

  1. RNA-extractie
    1. Plaats drie levende Cladonema medusae die zijn gekweekt in kunstmatig zeewater (ASW) in een buis van 1,5 ml met behulp van een transferpipet van 3,1 ml met de punt afgesneden en verwijder zoveel mogelijk ASW.
      OPMERKING: ASW wordt bereid door een mengsel van minerale zouten in leidingwater op te lossen met een chloorneutralisator; het uiteindelijke soortelijk gewicht (S.G.) is 1,018 of de delen per duizend (ppt) is ~27.
    2. Vries de buizen van 1,5 ml in vloeibare stikstof om de RNase-activiteit te remmen. Voeg 30 μL lysisbuffer toe uit de totale RNA-isolatiekit waarin 2-mercaptoethanol (1 μL/100 μL lysisbuffer) is toegevoegd en homogeniseer de monsters in de lysisbuffer met behulp van een homogenisator.
      OPMERKING: Om overloop van de buffer en het monster uit de buizen te voorkomen, wordt homogenisatie met een kleine hoeveelheid lysisbuffer aanbevolen.
    3. Voeg 570 μL lysisbuffer toe en extraheer het totale RNA volgens het protocol van de totale RNA-isolatiekit (figuur 1).
    4. Meet de concentratie van het geëxtraheerde RNA met behulp van een spectrofotometer en bewaar bij −80 °C tot gebruik.
  2. cDNA synthese
    1. Gebruik een kit om cDNA te synthetiseren met behulp van het totale RNA dat uit de medusae als sjabloon is geëxtraheerd (figuur 1 en tabel 1).
    2. Incubeer bij 65 °C gedurende 5 min.
    3. Snel afkoelen op ijs.
    4. Voer cDNA-synthese uit met het mengsel uit stap 1.2.1 (tabel 1). Meng grondig door te pipetteren en incubeer bij 42 °C gedurende 60 min.
    5. Incubeer bij 95 °C gedurende 5 min.
    6. Snel afkoelen op ijs.
    7. Meet de concentratie van het gesynthetiseerde cDNA met behulp van een spectrofotometer en bewaar bij of onder −20 °C tot gebruik.
  3. PCR-productsynthese
    1. Als u een PCR-sjabloon wilt maken, ontwerpt u de specifieke primer met Primer-BLAST. Haal de referentiesequentie uit NCBI-gegevens of RNA-seq-gegevens.
      OPMERKING: Zie de tabel met materialen voor de primers die in dit protocol worden gebruikt.
    2. Om de doelsequentie te versterken, voert u TA-klonen uit, waarvoor geen restrictie-enzymen nodig zijn. Om een PCR-product te verkrijgen waarin aan het einde van 3' een adenine wordt toegevoegd, gebruikt u de volgende instellingen: 98 °C gedurende 2 minuten; 35 cycli van 98 °C gedurende 10 s, 55-60 °C gedurende 30 s, 72 °C gedurende 1 min. Gebruik Taq DNA-polymerase voor de reacties (tabel 1).
      OPMERKING: Om de PCR-condities te bepalen, volgt u het protocol dat bij het te gebruiken DNA-polymerase hoort, dat over het algemeen een aanbevolen gloeitemperatuur en verlengingstijd biedt.
    3. Laat het PCR-product door een 1% agarose-gel lopen en knip de interesseband uit. Extraheer de PCR-producten uit de gesneden gels met behulp van een gelextractiekit.
  4. Afbinding
    1. Liteer het PCR-product aan de vector met 3' thymine-overhangen door de reagentia te mengen (tabel 1) en gedurende 30 minuten bij 37 °C te broeden (figuur 1).
      OPMERKING: De moleculaire verhouding van vector:PCR moet 1:>3 zijn. De pTA2-vectorgrootte is ongeveer 3 kb. Als het PCR-product (insert) A (kb) en B (ng/μL) is, kan het volume van de insert (X in tabel 1) worden berekend door ([50 ng vector × A kb insert])/(3 kb vector × [1/3]) = 50· Een ng van insert. Als de concentratie van de insert B ng/μL is, dan is het genomen volume 50· A/B μL insert.
  5. Transformatie en beplating
    1. Ontdooi voor transformatie de competente cellen op ijs en doseer ze elk in aliquots van 20 μL. Voeg 1 μL van de plasmiden die het PCR-product bevatten (minder dan 5% van het competente celvolume) en vortex toe gedurende 1 s. Incubeer op ijs gedurende 5 minuten en incubeer vervolgens bij 42 °C gedurende 45 s en vortex gedurende 1 s.
    2. Voeg 180 μL Super Optimal bouillon met Catabolite repression (SOC) medium (een voedingsrijk bacteriekweekmedium) toe aan de competente cellen en incubeer bij 37 °C gedurende 30 minuten. Verdeel na 30 minuten de competente cellen op een agarplaat met ampicilline, 5-broom-4-chloor-3-indolyl-bèta-D-galacto-pyranoside (X-gal) en isopropyl-β-d-1-thiogalactopyranoside (IPTG) en incubeer bij 37 °C gedurende 12-16 uur (figuur 1).
      OPMERKING: X-gal en IPTG worden gebruikt voor het selecteren van blauwe en witte kolonies.
  6. Vloeibare cultuur
    1. Kies een witte kolonie uit de witte en blauwe kolonies op het bord. Voeg het toe aan 3-5 ml LB-medium met ampicilline en incubeer op een shaker gedurende 12-16 uur bij 37 °C (figuur 1).
  7. Miniprep
    1. Haal het plasmide uit het LB-medium met behulp van een plasmide miniprep (figuur 1).
    2. Kwantificeer de plasmideconcentratie met behulp van een spectrofotometer.
  8. Lees de reeks.
    1. Om de DNA-sequentie van het plasmide te lezen, stuurt u het plasmide voor Sanger-sequencing en gebruikt u vervolgens software om het uit te lijnen met de genoom / transcriptoomsequentie om te bevestigen of de doelsequentie correct is gesynthetiseerd en te beoordelen in welke richting de doelsequentie in het plasmide wordt ingebracht (5 'tot 3' of 3 ' tot 5 ').
      OPMERKING: Als de doelsequentie in het plasmide wordt ingebracht in de richting van 5' tot 3' vanaf de RNA-polymerasebindingsplaats nabij het 3'-uiteinde, kan een antisense-sonde worden gegenereerd door in vitro transcriptie. Als de doelvolgorde in de omgekeerde richting van 3' tot 5' wordt ingevoegd, kan een sensorsonde (negatieve controle) worden gegenereerd. Als vectoren zoals pTA2 worden gebruikt, kunnen twee transcriptiebindingsplaatsen worden gebruikt, afhankelijk van het doel.
  9. In vitro transcriptie
    1. Bereid het DNA-sjabloon voor op basis van het gemaakte plasmide door PCR uit te voeren met primers buiten de RNA-polymerasebindingsplaats (bijv. T7/T3-bindingsplaatsen) in het plasmide (figuur 1).
      OPMERKING: Universele primers zoals de M13-20 forward primer en de M13 reverse primer kunnen worden gebruikt om een DNA-sjabloon voor te bereiden dat RNA-polymerasebindingsplaatsen bevat.
    2. Zuiver de sjabloon na PCR-versterking met behulp van een gel/PCR-extractiekit.
    3. Meng de onderstaande reagentia en voer de transcriptiereactie uit bij 37 °C gedurende 3 uur (figuur 1 en tabel 1).
    4. Voeg 1,5 μL DNase toe en incubeer bij 37 °C gedurende 30 min.
    5. Voeg 10 μL RNase-vrij water toe en zuiver de sonde uit de transcriptiereactieoplossing met behulp van een opruimkolom.
    6. Controleer de grootte van het gesynthetiseerde RNA door 1 μL op een 1% agarose gel te laden en bepaal de concentratie met behulp van een spectrofotometer.
      OPMERKING: Gesynthetiseerde RNA-sondes moeten een concentratie van ten minste 100 ng / μL hebben.
    7. Voeg 30 μL formamide toe voor opslag bij of onder −20 °C.

2. EdU-opname en -fixatie

  1. Breng Cladonema medusae (5-10 dieren per buis) in buisjes van 1,5 ml met behulp van een transferpipet van 3,5 ml en voeg ASW toe tot een totaal volume van 500 μL. Voeg 7,5 μL 10 mM EdU-stamoplossing toe en incubeer de monsters gedurende 1 uur bij 22 °C (figuur 2). De EdU-eindconcentratie is 150 μM.
    OPMERKING: Gebruik 5-7 dagen oude medusae om de vorming van de derde tak te controleren (figuur 3A). De dag dat de medusae loskomt van de poliep wordt geteld als dag 1, en op dag 5 beginnen medusae meestal een derde tak op hun hoofdtentakels te vertonen.
  2. Verwijder na 1 uur zoveel mogelijk ASW met EdU.
  3. Om de medusae te verdoven, voegt u 7% MgCl2 toe in H2O en incubeert u gedurende 5 minuten.
  4. Verwijder de 7% MgCl2 in H2O en fixeer de medusae een nacht (O.N.) bij 4 °C met 4% paraformaldehyde (PFA) in ASW (figuur 2).
    OPMERKING: Bij het uitvoeren van FISH zonder EdU-opname kunnen monsters op dezelfde manier worden gefixeerd als monsters die met EdU zijn behandeld na verdoving (stappen 2.3-2.4).

3. Fluorescerende in situ hybridisatie

  1. Proteïnase behandeling en post fixatie
    1. Verwijder de PFA en was de monsters met PBS met 0,1% Tween-20 (PBST) gedurende 3 x 10 minuten. Gebruik 300-500 μL PBST per wasbeurt.
      OPMERKING: Vanaf deze stap tot het einde van de hybridisatie moet het experiment worden uitgevoerd in een RNase-vrije omgeving, met handschoenen en een masker. De 1x PBS in deze stap moet worden gemaakt met DEPC-behandeld water. Na hybridisatie kan 1x PBS gemaakt met water zonder DEPC-behandeling worden gebruikt. Sommige ISH- en FISH-protocollen drogen monsters uit met behulp van methanolstappen, waardoor het mogelijk is om de vaste monsters bij −20 °C te bewaren tot gebruik. Om overbodig werk te voorkomen, wordt het uitdrogingsproces in dit protocol weggelaten, vooral omdat de monsters tot een paar dagen in PBST kunnen worden bewaard.
    2. Plaats het monster na fixatie in buisjes van 1,5 ml op een shaker, met uitzondering van de incubatiestap anti-DIG-POD-antilichaam O.N. (stap 3.4.2). Voeg na het wassen 10 mg/ml proteïnase K-stamoplossing toe aan PBST en incubeer de medusae met proteïnase K (eindconcentratie: 10 μg/ml) bij 37 °C gedurende 10 minuten.
    3. Verwijder de Proteïnase K-oplossing en was de monsters gedurende 2 x 1 min met PBST.
    4. Om de medusae te postfixeren, voeg 4% PFA toe in 1x PBS en incubeer bij 37 °C gedurende 15 minuten.
    5. Verwijder de PFA-oplossing en was de monsters gedurende 2 x 10 minuten met PBST.
      OPMERKING: Als het doelgen sterk tot expressie is gebracht met een laag achtergrondsignaal, kunnen stappen 3.1.2-3.1.5 worden overgeslagen.
  2. Kruising
    1. Verwijder de PBST en voeg hybridisatiebuffer toe (HB-buffer, tabel 1). Incubeer de monsters in HB Buffer gedurende 15 minuten bij kamertemperatuur (RT). Gebruik 300-400 μL HB Buffer, wat voldoende volume biedt voor succesvolle hybridisatie.
      OPMERKING: HB Buffer, Wash Buffer 1 en Wash Buffer 2 worden bereid met 20x SSC voorraad. HB Buffer wordt bewaard bij of onder −20 °C en moet voor gebruik naar RT worden gebracht.
    2. Verwijder de HB-buffer en voeg een nieuwe HB-buffer toe. Prehybridiseren bij 55 °C gedurende ten minste 2 uur in een hybridisatie-incubator.
    3. Verwijder de HB-buffer en incubeer met HB-buffer die de sondes bevat die zijn opgeslagen in stap 1.9.7 (uiteindelijke sondeconcentratie: 0,5-1 ng/μL in HB-buffer). Hybridiseer bij 55 °C gedurende 18-24 uur (figuur 2) in een hybridisatie-incubator.
      OPMERKING: De intensiteit en specificiteit van het FISH-signaal kunnen variëren als gevolg van de genexpressie van het doel, evenals de lengte en specificiteit van de sonde. Om de intensiteit te verhogen, kunnen parameters zoals hybridisatieduur (18-72 uur) en temperatuur (50-65 °C) worden aangepast en kunnen verschillende sondes worden getest. Om niet-specifieke signalen te voorkomen, kan de behandeling met Proteïnase K (concentratie en duur) worden gewijzigd19.
  3. Sonde verwijderen
    1. Verwijder de HB-buffer met sondes en voeg vervolgens wasbuffer 1 toe (tabel 1). Was de monsters met Wash Buffer 1 gedurende 2 x 15 min op 55 °C. Gebruik 300-400 μL wasbuffer.
      OPMERKING: HB Buffer bevattende sondes kunnen herhaaldelijk worden gebruikt, tot ongeveer tien keer. Bewaar in plaats van weg te gooien de gebruikte HB-buffer met sondes bij of onder −20 °C. Verwarm wash buffer 1, wash buffer 2, 2x SSC en PBST voor gebruik voor op 55 °C.
    2. Verwijder Wash Buffer 1 en voeg vervolgens Wash Buffer 2 toe (tabel 1). Was de monsters met Wash Buffer 2 gedurende 2 x 15 min op 55 °C.
    3. Verwijder Wash Buffer 2 en voeg vervolgens 2x SSC toe. Was de monsters met 2x SSC gedurende 2 x 15 min op 55 °C.
    4. Verwijder 2x SSC en voeg vervolgens voorverwarmde PBST toe. Was de monsters gedurende 1 x 15 min met PBST op RT.
  4. Anti-DIG antilichaam incubatie
    1. Verwijder PBST en voeg vervolgens 1% blokkeringsbuffer toe. Incubeer de monsters gedurende ten minste 1 uur bij RT terwijl u langzaam schudt op een rocker.
      OPMERKING: Bereid 1% blokkeringsbuffer vers voor door 5% blokkerende buffervoorraad te verdunnen (tabel 1). Controleer de monsters voor de volgende antilichaamreactie omdat het monster de neiging heeft om aan de achterkant van het deksel of de muur te blijven plakken als gevolg van schudden.
    2. Verwijder na het blokkeren de 1% blokkeringsbuffer, voeg anti-DIG-POD-oplossing toe (1:500, in 1% blokkeringsbuffer) en incubeer de monsters O.N. bij 4 °C (figuur 2).
      OPMERKING: Zorg ervoor dat u de incubatietijd binnen 12-16 uur houdt om de detectie van niet-specifieke signalen te voorkomen.
  5. Detectie van DIG-gelabelde sonde
    1. Verwijder de anti-DIG-POD-oplossing en voeg vervolgens Tris-NaCl-Tween Buffer (TNT, tabel 1) toe. Was de monsters met TNT gedurende 3 x 10 min op RT.
      OPMERKING: Het gebruik van de tyramide signaalversterking (TSA) techniek zorgt voor een betere resolutie beeld tegen mierikswortel peroxidase-gelabelde reagentia (bijv. Anti-DIG-POD).
    2. Verdun fluorescerende kleurstof-geconjugeerde tyramide (Cy5-tyramide) stamoplossing (1:50) in de amplificatieverdunningsbuffer om de actieve Cy5-tyramide-oplossing te maken (figuur 2).
    3. Verwijder zoveel mogelijk TNT en voeg vervolgens de actieve Cy5-tyramide-oplossing toe. Incubeer de monsters gedurende 10 minuten in het donker.
    4. Was de monsters met PBST gedurende 3 x 10 minuten in het donker.
  6. Detectie van EdU
    OPMERKING: De EdU-kit detecteert geïntegreerde EdU als fluorescerende signalen (figuur 2).
    1. Om de EdU-detectiecocktail te bereiden, mengt u de componenten zoals aangegeven in tabel 1. Gebruik 100 μL EdU-detectiecocktail voor elk monster.
      OPMERKING: Bereid 1x reactiebufferadditief door 10x reactiebufferadditief te verdunnen met ultrapuur water.
    2. Verwijder PBST en voeg vervolgens de EdU-detectiecocktail toe. Incubeer in het donker gedurende 30 min.
    3. Wassen met PBST gedurende 3 x 10 min in het donker.
  7. DNA-kleuring
    1. Verdun Hoechst 33342 (1:500) in PBST om de Hoechst-oplossing te bereiden. Verwijder de PBST en voeg de Hoechst-oplossing toe. Incubeer de monsters gedurende 30 minuten in het donker (figuur 2).
    2. Was de monsters met PBST gedurende 3-4 x 10 minuten in het donker.
  8. Montage
    1. Maak een bank op de glasschuif om te voorkomen dat het monster wordt verpletterd. Breng vinyltape aan op de glasplaat en hol het midden uit.
    2. Breng de medusae over naar de bank op het schuifglas met behulp van een transferpipet van 3,1 ml met de punt afgesneden.
      OPMERKING: Pas op dat u de tentakels niet laat overlappen.
    3. Verwijder elke PBST met een P200-pipet en voeg vervolgens langzaam 70% glycerol toe als montagemedium (figuur 2).
      OPMERKING: In plaats van 70% glycerol kan anti-vervagend montagemedium worden gebruikt om te voorkomen dat de fluorescentie vervaagt.
    4. Plaats voorzichtig een coverslip op de medusae met een tang en sluit de zijkant van de coverslip af met heldere nagellak.
    5. Houd de dia's op 4 °C in het donker als u niet onmiddellijk microscopiewaarneming uitvoert.
  9. Beeldvorming
    1. Gebruik een laserscan confocale microscoop om beelden te verkrijgen. Gebruik voor een eencellige resolutie een 40x olielens of een lens voor een hogere vergroting.
    2. Open na het verkrijgen van afbeeldingen de afbeeldingen met imageJ/FIJI-software en tel cellen die positief zijn voor EdU+ en/of Nanos1+ door de multipoint tool20.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Cladonema tentakels zijn gebruikt als model om de cellulaire processen van morfogenese en regeneratie te bestuderen 15,16,17. De tentakelstructuur bestaat uit een epitheelbuis waarbij stamachtige cellen, of i-cellen, zich in het proximale gebied bevinden, de tentakelbol genoemd, en nieuwe takken worden sequentieel toegevoegd aan de achterkant van het distale gebied van de bol langs de adaxiale zijde (figuur 3A)15. Eerdere rapporten hebben aangegeven dat celproliferatie zowel in de tentakelbol als op de nieuwe vertakkingslocaties actief is met behulp van EdU- of BrdU-label16,17. Vanwege de oplossing van in situ hybridisatie is het echter onduidelijk of stamachtige cellen echt proliferatief zijn of niet. Om zowel stamachtige als proliferatieve cellen tegelijkertijd op cellulair niveau te visualiseren, hebben we FISH uitgevoerd voor stamcelmarkers (Nanos1 of Piwi) en EdU-etikettering voor S-fasecellen in dezelfde monsters.

Bij cellulaire resolutie door FISH werd de expressie van Nanos1 gelokaliseerd bij de tentakelbol en de nieuwe vertakkingsplaats (figuur 3B). Piwi werd ook uitgedrukt in de tentakelbol en op de nieuwe vertakkingsplaats in een patroon dat vergelijkbaar is met dat van Nanos1 (figuur 3C). Deze resultaten waren consistent met de waarnemingen van whole-mount in situ hybridisatie in een eerder rapport17, waar de ontluikende tak van een 7 dagen oude medusa bijna uniform werd gelabeld door Nanos1 en Piwi. Om het begin van de accumulatie van stamachtige cellen te visualiseren, hebben we de nieuwe vertakkingsplaats van een 5 dagen oude medusa gevolgd. De co-labeling van Nanos1-expressie en EdU-positieve cellen onthulde het ruimtelijke patroon van stamachtige cellen en proliferatieve cellen in de tentakel (figuur 4A). Hoewel de brutoverdelingen van EdU+ en Nanos1+ cellen consistent waren met eerdere rapporten16,17, waren EdU+ cellen breder verspreid over de tentakelbol, althans aan het begin van de vertakking, terwijl Nanos1+ cellen zich lokaal meer ophoopten bij de tentakelbol en de nieuwe vertakkingsplaats (Figuur 4A en Figuur 4E ). Deze waarnemingen suggereren dat verschillende verdelingen van stamcellen en prolifererende cellen worden gedetecteerd, afhankelijk van de ontwikkelingstiming en verschillende stadia.

Een meer gedetailleerd beeld van de lamp en de nieuwe vertakkingsplaats onthulde dat EdU-signalen samensmelten met nucleaire kleuring, terwijl Nanos1-expressie beperkt is tot het cytoplasma rond de kern, in overeenstemming met een eerder rapport5 (figuur 4B, C). Een fractie (19,79%) van de cellen vertoonde co-labeling van EdU en Nanos1 (EdU+ Nanos1+; Figuur 4B, C, gele pijlpunten en figuur 4D), wat suggereert dat deze cellen een actief prolifererende stamcelpopulatie zijn. Intrigerend genoeg bleek 14,46% van de cellen EdU + Nanos1- te zijn in het midden van de bol en op de nieuwe vertakkingsplaats, wat de aanwezigheid van niet-stamachtige proliferatieve cellen suggereert (figuur 4B, C, witte pijlen en figuur 4D). Daarentegen werd waargenomen dat 26,32% van de cellen EdU- Nanos1+ was aan de basis van de bol en op de nieuwe vertakkingsplaats, wat wijst op de aanwezigheid van een stamcelpopulatie die langzaam fietst of rustig is, die geen van beide wordt gedetecteerd door EdU-pulsetikettering (figuur 4B, C, gele pijlen en figuur 4D).

Figure 1
Figuur 1: Schema van de sondesynthese voor in situ hybridisatie. Extractie van totaal RNA uit medusae en cDNA synthese uit totaal RNA. Nanos1-specifieke PCR-producten werden gesynthetiseerd uit het cDNA. De PCR-producten werden in de vectoren geligeerd en versterkte vectoren werden verzameld door competente celkweek. De PCR-producten met RNA-polymerasebindingsplaatsen werden gesynthetiseerd met behulp van de plasmiden als sjablonen. DIG-gelabelde RNA-sondes werden gesynthetiseerd door in vitro transcriptie. Afkortingen: DIG = digoxigenin. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: Schema van EdU en fluorescerende in situ hybridisatie co-kleuring. Medusae werden geïncubeerd met 150 μM EdU gedurende 1 uur. Vervolgens werden de medusae verdoofd (om het weefsel te ontspannen) met 7% MgCl2 in H2O en gefixeerd met 4% PFA O.N. bij 4 °C. Na fixatie werden de monsters gehybridiseerd met HB Buffer met een sonde gedurende 20-24 uur bij 55 °C. Na de hybridisatiereactie werden de monsters gewassen en geïncubeerd met anti-DIG-POD-oplossing O.N. bij 4 °C. De medusae werden gedurende 10 minuten gekleurd met Cy5-tyramide-oplossing, gevolgd door de detectie van EdU gedurende 30 minuten en kleuring met Hoechst 33342 gedurende 30 minuten. Na het voltooien van alle kleuringsprocessen werden de medusae op de glasplaat gemonteerd en werden beelden verkregen met een confocale microscoop. Afkortingen: EdU = 5-ethynyl-2'-deoxyuridine; FISH = fluorescerende in situ hybridisatie; PFA = paraformaldehyde; O.N. = overnachting; HB = hybridisatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: Nanos1 en Piwi expressiepatronen aan de proximale adaxiale zijde van de Cladonema medusa tentakel. (A) Schematische weergave van een Cladonema medusa en tentakel. De adaxiale kant van de tentakel: de tentakelbol (het meest proximale gebied) met nieuwe takken sequentieel gevormd op de nieuwe vertakkingsplaats. De inzet (onderbroken vierkant) geeft het gebied aan dat door de confocale afbeelding wordt vastgelegd. (B) FISH-beelden van Nanos1-genexpressie van de proximale, adaxiale kant van de tentakel van een 7 dagen oude Cladonema medusa. (C) FISH-beelden van Piwi-genexpressie van de proximale, adaxiale kant van de tentakel van een 7 dagen oude Cladonema medusa. DNA: groen, Nanos1: magenta. B'-C' voor Nanos1 FISH alleen afbeeldingen. Schaalstaven = 100 μm (B,C). Afkorting: FISH = fluorescent in situ hybridization. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 4
Figuur 4: EdU- en Nanos1-expressiepatronen aan de proximale, adaxiale kant van Cladonema medusa-tentakel. (A-C) Afbeeldingen van de proximale adaxiale kant van de Cladonema medusa-tentakel co-gelabeld met Nanos1-expressie en EdU; 5 dagen oude medusae werden gebruikt. (A) Een overzicht van de tentakel. Gele stippelige vierkanten geven de gebieden van B en C aan. (B) Vergroting van de tentakelbol. (C) Vergroting van een nieuwe vertakkingslocatie. Gele pijlpunten geven de cellen aan die positief zijn voor zowel EdU als Nanos1. Gele pijlen geven de cellen aan die alleen positief zijn voor Nanos1. Witte pijlen geven cellen alleen positief aan voor EdU. A-C-panelen zijn samengevoegde afbeeldingen voor DNA (blauw), EdU (groen) en Nanos1 (magenta). A'-C' zijn panelen voor EdU alleen afbeeldingen; A''-C'' zijn voor Nanos1 FISH alleen afbeeldingen. Schaalstaven = 100 μm (A), 50 μm (B, C). (D) De kwantificering van EdU- en/of Nanos1-positieve cellen in de basale zijde van de tentakel (kwantificeringsgebied = 30,10 μm2 vierkant, n = 6, in totaal 249 cellen). EdU+ Nanos1− cellen, 14,46%; EdU+ Nanos1+ cellen, 19,79%; EdU− Nanos1+ cellen, 26,32%; EdU− Nanos1− cellen, 39,44%. (E) Schematische weergave van een Cladonema medusa-tentakel vanaf de adaxiale zijde. De totale verdeling van EdU+ cellen en Nanos1+ cellen wordt weergegeven in respectievelijk E en E'. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Tabel 1: Samenstelling van verschillende PCR-reacties en buffers in dit protocol. Om het volume van het PCR-product (X μL) in de ligatiereactie te berekenen, zie de opmerking na protocol stap 1.4. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Prolifererende cellen en stamcellen zijn belangrijke cellulaire bronnen in verschillende processen zoals morfogenese, groei en regeneratie21,22. Dit artikel beschrijft een methode voor het co-kleuren van de stamcelmarker Nanos1 door FISH en EdU-etikettering in Cladonema medusae. Eerder werk met behulp van EdU- of BrdU-etikettering heeft gesuggereerd dat proliferatieve cellen lokaliseren naar de tentakelbollen 16,17, maar hun moleculaire kenmerken waren onduidelijk. De huidige studie toont de gelijktijdige bepaling van de verdeling van proliferatieve cellen en de lokalisatie van Nanos1+ stamachtige cellen (figuur 4). De resultaten toonden aan dat sommige proliferatieve cellen Nanos1 tot expressie brachten, maar andere cellen werden alleen gemarkeerd met EdU en brachten geen Nanos1 tot expressie, wat wijst op het bestaan van stamcelheterogeniteit of, mogelijk, van andere proliferatieve cellen. Het zal interessant zijn om de gedetailleerde stamcelverdeling te ontleden tijdens verschillende processen in Cladonema, waaronder tentakelvertakking, weefselhomeostase, orgaanregeneratie en kiemcelonderhoud.

Het belangrijkste knelpunt voor het visualiseren van stamcellen bij dieren is de initiële identificatie van stamcelmarkers. Bij cnidarianen zijn stamcelmarkers niet geïdentificeerd in niet-hydrozoën3, en dus blijft de directe toepassing van FISH voor stamcelmarkers in dit stadium beperkt tot hydrozoën. Niettemin maakt FISH de detectie van specifieke genexpressie op cellulair niveau mogelijk, en dus, door sondes te veranderen, kan deze methode worden uitgebreid om de ruimtelijke expressiepatronen van alle genen van belang in detail te observeren. Met behulp van markers van voorlopercellen en gedifferentieerde cellen kunnen we bijvoorbeeld de verdeling van specifieke celtypen in de Cladonema-tentakels verifiëren. Als een voorbehoud, het huidige protocol kan moeten worden aangepast afhankelijk van de genen van belang als gevolg van verschillen in expressieniveaus en mRNA-stabiliteit. Met name niet-specifieke signalen en zwakke signalen zijn veelvoorkomende problemen in verband met FISH. Het veranderen van de hybridisatietijd en -temperatuur, het gebruik van bleekreagentia (formamide of methanol) en het aanpassen van andere parameters (TSA-reactietijd, proteïnase K-behandeling, wassen na hybridisatie) kan duidelijkere signalen en minder niet-specifieke signalen opleveren23,24. Het is ook belangrijk om een FISH-protocol te kiezen dat geschikt is voor het diermodel dat wordt gebruikt, aangezien één FISH-protocol mogelijk niet van toepassing is op andere soorten, zelfs niet binnen hetzelfde taxon 7,25,26.

EdU-etikettering wordt over het algemeen gebruikt om proliferatieve cellen te detecteren, maar kan voor verschillende experimentele doeleinden worden gebruikt door de concentratie en incubatietijdte variëren 27. Om prolifererende cellen te detecteren, is het van cruciaal belang om een succesvolle duur en concentratie voor EdU-opname te bepalen. In de pulsetikettering die in dit werk werd gebruikt, werden alleen proliferatieve cellen gemarkeerd die gedurende een korte periode door de S-fase gingen, en vergelijkbare korte incubatiemethoden zijn gebruikt voor het detecteren van prolifererende cellen in andere cnidarians 6,28,29. Daarentegen kan de combinatie van langdurige EdU-opname en Nanos1 FISH de aanwezigheid van langzaam fietsende of rustige stamcellen onthullen27. Het is ook mogelijk om niet alleen proliferatieve cellen te markeren, maar ook endocyclingcellen die DNA-synthese hebben ondergaan zonder deling. Bovendien kunnen we, door EdU-gelabelde cellen voor een langere duur te volgen, de cellulaire capaciteit voor migratie en differentiatie bepalen die verband houdt met proliferatieve cellen en hun cellijn 6,30.

Hoewel de combinatie van FISH en EdU- of BrdU-kleuring is gebruikt 7,31, kan de hier vastgestelde methode gemakkelijk worden toegepast op andere ongewervelde zeedieren en niet-modeldieren, waaronder verschillende kwallensoorten. EdU-kleuring is eenvoudiger en gevoeliger dan BrdU-kleuring18, en met zijn korte incubatietijd maakt het de detectie van prolifererende cellen mogelijk, in tegenstelling tot de vorige studie die EdU gebruikte voor celetikettering op lange termijn7. In de afgelopen jaren, met de vooruitgang van de volgende generatie sequencingtechnologieën, is genoom- en genexpressie-informatie beschikbaar gekomen voor veel soorten. Het identificeren van stamcellen en proliferatieve cellen zal een effectieve aanpak blijven voor het begrijpen van stamcel heterogeniteit en diversiteit en het verschaffen van inzicht in de cellulaire dynamiek die ten grondslag ligt aan verschillende biologische verschijnselen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Acknowledgments

Dit werk werd ondersteund door AMED onder grantnummer JP22gm6110025 (naar Y.N.) en door de JSPS KAKENHI Grant Number 22H02762 (naar Y.N.).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2-Mercaptoethanol  Wako 137-06862
3.1 mL transfer pipette Thermo Scientific 233-20S
5-Bromo-4-chloro-3-indolyl-β-D-galactopyranoside (X-Gal) Wako 029-15043
anti-DIG-POD Roche 11207733910
Cladonema pacificum Nanos1 forward primer 5’-AAGAGACACAGTCATTATCAAGC
GA-3’
Cladonema pacificum Nanos1 reverse primer 5’-CGACGTGTCCAATTTTACGTGCT -3’
Cladonema pacificum Piwi forward primer 5’- AAAAGAGCAGCGGCCAGAAAGA
AGGC -3’
Cladonema pacificum Piwi reverse primer 5’- GCGGGTCGCATACTTGTTGGTA
CTGGC -3’
Click-iT EdU Cell Proliferation Kit for Imaging, Alexa Fluor 488 dye Invitrogen  C10337 EdU kit
Coroline off GEX Co. ltd N/A chlorine neutralizer
DIG Nucleic Acid Detection Kit Blocking Reagent Roche 11175041910 blocking buffer 
DIG RNA labeling mix  Roche 11277073910
DTT  Promega P117B
ECOS competent cell DH5α NIPPON GENE 316-06233 competent cell
Fast gene Gel/PCR Extraction kit Fast gene FG-91302 gel extraction kit
Fast gene plasmid mini kit Fast gene FG-90502 plasmid miniprep
Formamide Wako  068-00426
Heparin sodium salt from porcine SIGMA-ALDRICH  H3393-10KU
Isopropyl-β-D(-)-thiogalactopyranoside (IPTG) Wako 096-05143
LB Agar Invitrogen 22700-025 agar plate
LB Broth Base Invitrogen 12780-052 LB medium
Maleic acid Wako 134-00495
mini Quick spin RNA columns Roche 11814427001 clean-up column
NaCl Wako  191-01665
NanoDrop OneC Microvolume UV-Vis Spectrophotometer with Wi-Fi Thermo Scientific ND-ONEC-W spectrophotometer
Polyoxyethlene (20) Sorbitan Monolaurate (Tween-20) Wako  166-21115
PowerMasher 2 nippi  891300 homogenizer
Proteinase K Nacarai Tesque  29442-14
RNase Inhibitor TaKaRa 2313A
RNeasy Mini kit Qiagen  74004 total RNA isolation kit
RQ1 RNase-Free Dnase Promega M6101
Saline Sodium Citrate Buffer 20x powder (20x SSC) TaKaRa T9172
SEA LIFE Marin Tech N/A mixture of mineral salts
T3 RNA polymerase  Roche 11031163001
T7 RNA polymerase  Roche 10881767001
TAITEC HB-100 TAITEC 0040534-000 Hybridization incuvator
TaKaRa Ex Taq  TaKaRa RR001A Taq DNA polymerase
TaKaRa PrimeScript 2 1st strand cDNA Synthesis Kit TaKaRa 6210A cDNA synthesis kit
Target Clone TOYOBO  TAK101 pTA2 Vector
tRNA Roche 10109541001
TSA Plus Cyanine 5 AKOYA Biosciences NEL745001KT tyramide signal amplification (TSA) technique
Zeiss LSM 880 ZEISS N/A laser scanning confocal microscope

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Leclère, L., Röttinger, E. Diversity of cnidarian muscles: Function, anatomy, development and regeneration. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 4, 157 (2017).
  2. Bosch, T. C. G., et al. Back to the basics: Cnidarians start to fire. Trends in Neurosciences. 40 (2), 92-105 (2017).
  3. Gold, D. A., Jacobs, D. K. Stem cell dynamics in Cnidaria: Are there unifying principles. Development Genes and Evolution. 223 (1-2), 53-66 (2013).
  4. Technau, U., Steele, R. E. Evolutionary crossroads in developmental biology: Cnidaria. Development. 138 (8), 1447-1458 (2011).
  5. Leclère, L., et al. Maternally localized germ plasm mRNAs and germ cell/stem cell formation in the cnidarian Clytia. Developmental Biology. 364 (2), 236-248 (2012).
  6. Bradshaw, B., Thompson, K., Frank, U. Distinct mechanisms underlie oral vs aboral regeneration in the cnidarian Hydractinia echinata. eLife. 4, 05506 (2015).
  7. Sinigaglia, C., et al. Pattern regulation in a regenerating jellyfish. eLife. 9, 54868 (2020).
  8. David, C. N. Interstitial stem cells in Hydra: Multipotency and decision-making. The International Journal of Developmental Biology. 56 (6-7-8), 489-497 (2012).
  9. Röttinger, E. Nematostella vectensis, an emerging model for deciphering the molecular and cellular mechanisms underlying whole-body regeneration. Cells. 10 (10), 2692 (2021).
  10. Houliston, E., Momose, T., Manuel, M. Clytia hemisphaerica: A jellyfish cousin joins the laboratory. Trends in Genetics. 26 (4), 159-167 (2010).
  11. Peron, S., Houliston, E., Leclère, L. The Marine Jellyfish Model, Clytia hemisphaerica. Handbook of Marine Model Organisms in Experimental Biology. Boutet, A., Shierwater, B. , CRC Press. Boca. Raton, FL. 129-147 (2021).
  12. Denker, E., Manuel, M., Leclère, L., Le Guyader, H., Rabet, N. Ordered progression of nematogenesis from stem cells through differentiation stages in the tentacle bulb of Clytia hemisphaerica (Hydrozoa, Cnidaria). Developmental Biology. 315 (1), 99-113 (2008).
  13. Fujita, S., Kuranaga, E., Nakajima, Y. Regeneration potential of jellyfish: Cellular mechanisms and molecular insights. Genes. 12 (5), 758 (2021).
  14. Suga, H., et al. Flexibly deployed Pax genes in eye development at the early evolution of animals demonstrated by studies on a hydrozoan jellyfish. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (32), 14263-14268 (2010).
  15. Fujiki, A. Branching pattern and morphogenesis of medusa tentacles in the jellyfish Cladonema pacificum (Hydrozoa, Cnidaria). Zoological Letters. 5 (12), 13 (2019).
  16. Fujita, S., Kuranaga, E., Nakajima, Y. Cell proliferation controls body size growth, tentacle morphogenesis, and regeneration in hydrozoan jellyfish Cladonema pacificum. PeerJ. 7, 7579 (2019).
  17. Hou, S., Zhu, J., Shibata, S., Nakamoto, A., Kumano, G. Repetitive accumulation of interstitial cells generates the branched structure of Cladonema medusa tentacles. Development. 148 (23), (2021).
  18. Salic, A., Mitchison, T. J. A chemical method for fast and sensitive detection of DNA synthesis in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (7), 2415-2420 (2008).
  19. Angerer, L. M., Angerer, R. C. Detection of poly A + RNA in sea urchin eggs and embryos by quantitative in situ hybridization. Nucleic Acids Research. 9 (12), 2819-2840 (1981).
  20. Rakotomamonjy, J., Guemez-Gamboa, A. Purkinje cell survival in organotypic cerebellar slice cultures. Journal of Visualized Experiments. (154), e60353 (2019).
  21. Tanaka, E. M., Reddien, P. W. The cellular basis for animal regeneration. Developmental Cell. 21 (1), 172-185 (2011).
  22. Penzo-Méndez, A. I., Stanger, B. Z. Organ-size regulation in mammals. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (9), 019240 (2015).
  23. Sinigaglia, C., Thiel, D., Hejnol, A., Houliston, E., Leclère, L. A safer, urea-based in situ hybridization method improves detection of gene expression in diverse animal species. Developmental Biology. 434 (1), 15-23 (2018).
  24. King, R. S., Newmark, P. A. In situ hybridization protocol for enhanced detection of gene expression in the planarian Schmidtea mediterranea. BMC Developmental Biology. 13 (1), 8 (2013).
  25. Flici, H., et al. An evolutionarily conserved SoxB-Hdac2 crosstalk regulates neurogenesis in a cnidarian. Cell Reports. 18 (6), 1395-1409 (2017).
  26. He, S., et al. An axial Hox code controls tissue segmentation and body patterning in Nematostella vectensis. Science. 361 (6409), 1377-1380 (2018).
  27. Govindasamy, N., Murthy, S., Ghanekar, Y. Slow-cycling stem cells in hydra contribute to head regeneration. Biology Open. 3 (12), 1236-1244 (2014).
  28. Passamaneck, Y. J., Martindale, M. Q. Cell proliferation is necessary for the regeneration of oral structures in the anthozoan cnidarian Nematostella vectensis. BMC Developmental Biology. 12 (1), 34 (2012).
  29. Gold, D. A., et al. Structural and developmental disparity in the tentacles of the moon jellyfish Aurelia sp.1. PLoS One. 10 (8), 0134741 (2015).
  30. Gold, D. A., Nakanishi, N., Hensley, N. M., Hartenstein, V., Jacobs, D. K. Cell tracking supports secondary gastrulation in the moon jellyfish Aurelia. Development Genes and Evolution. 226 (6), 383-387 (2016).
  31. Cheng, L. -C., Alvarado, A. S. Whole-mount BrdU staining with fluorescence in situ hybridization in planarians. Planarian Regeneration. 1774, 423-434 (2018).

Tags

Ontwikkelingsbiologie Nummer 186 FISH EdU kwallen medusa Cladonema pacificum stamcellen celproliferatie
Fluorescerende <em>in situ</em> hybridisatie en 5-ethynyl-2'-deoxyuridine-etikettering voor stamachtige cellen in de hydrozoaire kwal <em>Cladonema pacificum</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fujita, S., Kuranaga, E., Miura, M., … More

Fujita, S., Kuranaga, E., Miura, M., Nakajima, Y. i. Fluorescent In Situ Hybridization and 5-Ethynyl-2'-Deoxyuridine Labeling for Stem-Like Cells in the Hydrozoan Jellyfish Cladonema pacificum. J. Vis. Exp. (186), e64285, doi:10.3791/64285 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter