Methodenartikel

Ein Open-Source-Normotherm-Perfusionssystem, das für Forschungswissenschaftler entwickelt wurde

DOI:

10.3791/68722

⸱

18. Juli 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Surgical Oncology Program, National Cancer Institute, National Institutes of Health, 2Instrumentation Development and Engineering Application Solutions, National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering, National Institutes of Health, 3Radiology and Imaging Sciences, Department of Interventional Radiology, National Institutes of Health, 4Histopathology and Autopsy Pathology, Laboratory of Pathology, National Institutes of Health, 5Division of Cancer Treatment and Diagnosis, National Cancer Institute, National Institutes of Health, 6Department of Perioperative Medicine, National Institutes of Health, 7Blood Services Section, Department of Transfusion Medicine, National Institutes of Health, 8Translational Hepatology Section, Liver Disease Branch, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases, National Institutes of Health, 9Center for Immuno-Oncology, National Cancer Institute, National Institutes of Health

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier stellen wir ein Protokoll für ein quelloffenes, modifizierbares normothermisches ex vivo-Perfusionssystem vor, das entwickelt wurde, um die hohen Kosten und die begrenzte Flexibilität bestehender Plattformen zu überwinden und einen zugänglicheren, kosteneffizienteren und iterativen Einsatz in der präklinischen biomedizinischen Forschung zu ermöglichen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Integration von ex vivo-Perfusionsmaschinen für menschliche Organe vor der Transplantation hat die Ergebnisse für die Empfänger verbessert und die Verfügbarkeit von Organen erhöht, während sie gleichzeitig neue Forschungswege für die translationale Medizin aufzeigt. Diese Maschinen sind jedoch nur begrenzt für experimentelle Modifikationen verfügbar, während sie für den Forscher eine erhebliche Vorabinvestition und unerschwingliche Kosten pro Nutzung darstellen. Darüber hinaus besteht ein erheblicher Bedarf an verbesserten präklinischen Modellen in der biomedizinischen Forschung, die eine authentische Abfrage zellulärer Prozesse im Umfeld multizellulärer Organe ermöglichen.

Um der breiteren Forschungsgemeinschaft den Zugang zu ähnlicher Technologie zu ermöglichen, haben wir eine kostengünstige modulare normotherme Perfusionsmaschine entwickelt, die vollständig aus leicht beschafften Teilen besteht, die mit vom Benutzer modifizierbarem Python-Code ausgeführt werden. Da das System ohne kundenspezifische Hardware auskommt, können die Forscher das System nach Bedarf für individuelle Forschungsanwendungen aufbauen und erweitern.

Darin beschreiben wir detailliert den Maschinenaufbau und den Perfusionsprozess, vermitteln unsere Erfahrungen mit porcinen und menschlichen Organen und liefern erste experimentelle Proof-of-Concept-Ergebnisse. Diese Studien zeigen das Potenzial, die Pathophysiologie und komplexe zelluläre Prozesse anhand von intaktem menschlichem Gewebe zu untersuchen.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obwohl vor der Transplantation 1,2,3,4,5 bereits eine kurzzeitige (<12 h) normotherme Maschinenperfusion für Nieren und Lebern eingesetzt wurde, wurde die verlängerte normotherme ex vivo Leberperfusion im Jahr 2020 mit der Liver4Life-Maschine 6 Realität. Die Absicht dieser Technologie war auf die Erweiterung lebensfähiger Spenderorgane ausgerichtet, aber die möglichen translationalen Anwendungen waren für die Forschungsgemeinschaft leicht erkennbar 7,8,9,10,11,12. Für Laborwissenschaftler und konventionelle Forschungslaboratorien sind diese klinischen Instrumente aufgrund erheblicher Vorab- und wiederkehrender Kosten mit ziemlicher Sicherheit unerreichbar12,13. Klinische normotherme Perfusionsgeräte kosten mehr als 250.000 USD, wobei Einwegartikel zwischen 9.500 und 60.000 USD pro Lauf liegen 13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23. Darüber hinaus stellen Eigentumsrechte und die Unfähigkeit, die bestehende Technologie anzupassen, wissenschaftliche Anwendungen zu einer Herausforderung dar.

Der dringende Bedarf an verbesserten präklinischen Modellen 24,25,26 in der biomedizinischen Forschung, gepaart mit den oben genannten Einschränkungen, inspirierte zur Entwicklung eines quelloffenen, modifizierbaren Perfusionssystems (Abbildung 1). Schaltungsdesign und -entwicklung wurden von den Prinzipien der Kostennutzung, des Platzbedarfs im Labor und der Mobilität für translationale Anwendungen geleitet. Das System kann für 48.000 bis 66.000 US-Dollar gebaut werden, und die Perfusionskosten liegen zwischen 1.000 und 2.300 US-Dollar, was durch die Integration von leicht zugänglichen Einzelkomponenten erreicht wurde, die von frei herunterladbarem Code ausgeführt werden. Das System wurde durch einen iterativen Prozess optimiert, bei dem gespendetes Schweineblut und abgelaufenes menschliches Blut, Schweineleber und partielle menschliche Lebersegmente aus dem Operationssaal verwendet wurden (Ergänzende Tabelle 1, Ergänzende Tabelle 2 und Ergänzende Tabelle 3). Die Organe sind in einem geschlossenen Becken untergebracht, das die Probe optimal positioniert, um die Drucknekrose zu minimieren, einen idealen Kanülenverlauf zu ermöglichen, den Abfluss abzuleiten und die Normothermie zu gewährleisten. Das Reservoir enthält etwa 2-3 l Perfusat, bevor es in die Zuflusskreisläufe geleitet wird. Die Hämodialyse, die für die Elektrolythomöostase und die Hämokonzentration bei Leberperfusionen 6,27,28,29 entscheidend ist, wurde über einen Seitenkreislauf mit einer unabhängigen Rollenpumpe integriert. Pharmakologische Infusionen unterstützen physiologische Funktionen (z. B. totale parenterale Ernährung (TPN), Gallensalze usw.30), erhöhen den Gefäßtonus (Epoprostenol, Phenylephrin), verhindern Gerinnung (Enoxaparin) und Infektionen (Piperacillin-Tazobactam, Amphotericin). Physiologische Perfusionsparameter werden mithilfe von Echtzeit-Inline-Sensoren sichergestellt, um Blutgas-, Druck- und Durchflusswerte zu erhalten. Das System ermöglicht eine maximale Anpassungsfähigkeit des Benutzers, so dass die Integration von Hardwarekomponenten an jeder Stelle der Schaltung erfolgen kann. Darüber hinaus kann jede der einzelnen Komponenten innerhalb der Schaltung ausgetauscht oder modifiziert werden, um eine Anpassung an spezifische Forschungsfragen und experimentelle Bedürfnisse zu ermöglichen. Zum Beispiel kann der duale Zuflusskreislauf für die Perfusion von Organen mit einem einzigen Zufluss (d. h. Nieren oder Bauchspeicheldrüse) verändert werden, indem einfach der Y-Anschluss vor den Pumpenköpfen entfernt wird, und Claves für die Infusion/Probenahme können an jeder Stelle innerhalb des Kreislaufs installiert werden. Darüber hinaus wird das System mit Python-Code ausgeführt, der eine halbautomatische Perfusion auf der Grundlage eines bestimmten Satzes von Perfusionsparametern ermöglicht, die vom Endbenutzer vorgegeben werden (Ergänzende Abbildung 1). Sensoren erfassen beispielsweise kontinuierliche arterielle Blutgase (ABG), Druck- und Durchflusswerte, die als Eingabe für die Implementierung von Ausgangsbefehlen zur automatischen Anpassung des Oxygenatorgasflusses, der Pumpendrehzahl usw. dienen. Die grafische Benutzeroberfläche (GUI) ermöglicht bei Bedarf die manuelle Überschreibung dieser Automatisierung. Die Anpassbarkeit der Schaltung ist ihr Markenzeichen und erweitert die allgemeine Anwendbarkeit dieses Systems für eine Vielzahl von experimentellen Untersuchungen.

Der Zugang zum System in seiner Gesamtheit ist frei verfügbar (https://github.com/CCR-SOP/OpenSourcePerfusionSystem.git), um Zusammenarbeit und Innovation zu fördern und neue Wissenstiefen in mehreren Bereichen der translationalen Wissenschaft zu schaffen.

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Abbildung 1: Open-Source-Perfusionssystem. (A) Schaltplan des Open-Source-Perfusionssystems für den dualen Zufluss für die Leberperfusion. (B) Dreidimensionales (3D) Rendering des Systems während der Organperfusion mit Softwareintegration, wie es auf Bildschirmen demonstriert wird. (C) Foto des Perfusionsgeräts während eines Perfusionsexperiments mit Schweinen. Die exponierte Konfiguration in der Abbildung dient nur zu Demonstrationszwecken. Während der Perfusion bedeckt das sterile Wärmetuch das Organ, um eine sterile Einschließung zu erhalten. P/F Sensor: Druck- und Durchflusssensoren. HA: Leberarterie. PV: Pfortader. HV: Lebervene. BD: Gallengang. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Protokoll wurde in Übereinstimmung mit den ethischen Standards der Ethikkommission für die Humanforschung unserer Institution durchgeführt und hält sich an alle geltenden Richtlinien und Vorschriften für die Forschung mit menschlichen Probanden und Geweben.

1. Einrichten der Maschine

  1. Vorbereitung der Tische
    1. Sterilisieren Sie die Tischplatte und den mobilen Wagen mit 70% Alkoholspray und wischen Sie sie gründlich ab. Stellen Sie den mobilen Wagen senkrecht zur linken Seite des Tisches auf. Vor dem Anschließen aller Schläuche und Hardware während des gesamten Protokolls mit 70 % Alkohol besprühen oder ggf. im Autoklaven sterilisieren.
      HINWEIS: Verwenden Sie vor jeder Organhandhabung oder jedem Eingriff sterile Handschuhe und Alkoholspray, um die Sterilität vor und während der Perfusion zu erleichtern.
    2. Decken Sie den Arbeitsplatz mit sterilen blauen Vorhängen und anschließend mit saugfähigen Unterlagen ab.
    3. Befestigen Sie den Behälterhalter am Wagenbein, das der Bank am nächsten liegt, wobei der Ring nach außen ragt, etwa 12 Zoll unter der Unterseite der Arbeitsplatte.
    4. Platzieren Sie den Trommeltrichter an der rechten Seite des Arbeitsplatzes, wobei ein Auslauf über die Vorderkante des Tisches hinausragt. Schneiden Sie kreisförmigen Memory-Schaum aus, um den Boden der Trommel zu füllen, und lassen Sie einen 4-Zoll-Spalt für den Abfluss in der Nähe des Auslaufs zu. Legen Sie das Diaphragma unter Schaumstoff, der mit einer Atemschutzmaske verbunden ist.
    5. Besorgen Sie sich 2 Wasserheizdecken und legen Sie sie auf die Schaumstoffeinlage mit einem Verbindungsschlauch, der links oben an der Decke ausgerichtet ist. Schneiden Sie weiße Klemmen von den Schläuchen ab und führen Sie einen 3/16" männlichen Luer-Widerhaken in jeden Schlauch ein. Sichern Sie 1 Zu- und 1 Abflussleitung von den Y-Leitungen des Warmwasserbereitungstanks zu jeder Decke.
    6. Besorgen Sie sich ein steriles Stövchentuch und identifizieren Sie das blaue Quadrat in der Mitte. Falten Sie zweimal in der Mitte und schneiden Sie 2 mm von der Ecke der Falte ab, um ein Auslaufloch zu erhalten. Legen Sie das sterile Tuch so auf die Trommel, dass das Schnittloch mit dem Auslaufauslauf übereinstimmt.
    7. Besorgen Sie sich den 3D-gedruckten Auslassverbinder und platzieren Sie den Magneten in der Nut. Legen Sie es unter das Abdecktuch durch den Auslaufauslauf und richten Sie das Schnittloch an das Loch im Verbinder und Magneten aus. Platzieren Sie einen zweiten Magneten, der mit dem Abfluss ausgerichtet ist, um das Tuch zu sichern.
    8. Heben Sie überschüssiges Tuch an, um den gesamten Trommeltrichter abzudecken, und befestigen Sie es mit Gummiband/elastischen Bändern. Falten Sie das überschüssige Tuch über die Oberseite, um eine sterile Barriere zu schaffen. Setze den zweiten Wassermantel wieder auf das gefaltete Vorhang.
    9. Schneiden Sie ein ~30" Stück 1/4" Schlauch ab und befestigen Sie den proximalen Aspekt am Auslassstück vom Boden des Trommeltrichterauslaufs und den distalen Aspekt an einem Zuflusswiderhaken des Reservoirs.
  2. Vorbereitung von Pumpe und Oxygenator
    1. Platzieren Sie die Pumpen auf dem mobilen Wagen, der der Arbeitsplatzkante am nächsten ist, mit Ständer und zwei Klemmen unmittelbar hinter den Pumpen, so dass sich die Klemmen 6 Zoll über den Pumpen befinden.
    2. Besorgen Sie sich 2 Pumpenköpfe und befestigen Sie sie in den Pumpen.
    3. Besorgen Sie sich 2 Oxygenatoren und platzieren Sie sie in Klemmen, die in horizontaler Konfiguration an den Ständern befestigt sind. Richten Sie die Oxygenatoren so aus, dass der Widerhaken nach außen und der seitliche Widerhaken nach rechts zeigt.
      HINWEIS: Oxygenatoren mit Luer-Anschluss erfordern eine alternative Konfiguration, bei der das Etikett nach außen und die inneren Zinken nach oben zeigen.
  3. Vorbereitung des Gasmischers
    1. Schneiden Sie zwei (2) 4-Zoll-Stücke 1/8-Zoll-Schlauch ab und führen Sie einen männlichen 1/8-Zoll-Luer in die Enden jedes Schlauchs ein. Schließen Sie jeweils einen Schlauch an jeden arteriellen und venösen Gaszufluss an.
    2. Schneiden Sie zwei (2) 2" Stücke 1/4" Schlauch ab und befestigen Sie einen 1/4" weiblichen Luer an einem Ende. Montieren Sie jedes dieser Schlauchstücke an den oberen rechten Widerhaken jedes Oxygenators.
    3. Verbinden Sie den arteriellen und venösen 1/8-Zoll-Gaszuflussschlauch mit dem Luer-Anschluss oben rechts der jeweiligen Oxygenatoren.
  4. Vorbereitung des Hämodialysekreislaufs
    1. Entfernen Sie alle Schläuche aus dem Hämodialyse-Kit, mit Ausnahme derjenigen, die direkt in den Filter führen (blaue, rote, grüne und gelbe Leitungen). Befestigen Sie den Filter auf der Stecktafel an der Rückseite der Arbeitsstation, ~12" rechts von den Pumpen oder in einer Linie mit dem Behälter.
    2. Platzieren Sie 1 große Rollenpumpe direkt rechts neben dem Filter für den Blutzufluss. Platzieren Sie 2 kleinere Schlauchpumpen rechts neben der Blutrollenpumpe.
      1. Entnehmen Sie zwei (2) 1/8Peristaltikschläuche und legen Sie sie in die weiße Pumpenklemme. Befestigen Sie zwei (2) weibliche1/ 8 Luer-Widerhaken an jedem Ende jedes Schlauchs.
    3. Hängen Sie einen 5-Liter-Beutel Dialysat an die rechte Seite des Arbeitsplatzes.
      1. Verbinden Sie den Dialysatbeutel mit dem Einlass des Hämodialysefilters, indem Sieden 1/ 8-Schlauch an den Luer-Anschluss des Beutels anschließen. Befestigen Sie den männlichen 1/8-Luer am Ende dieses Schlauchs und befestigen Sie ihn an den Schlauch der Einströmperistaltikpumpe.
    4. Dialysat-Zufluss/-Abfluss: Es erhalten Sieeinen 3 1 /8-ten Schlauch, dessen Ende mit einem männlichen1/ 8-Tu-Luer ausgestattet ist.
      1. Zufluss: Verbinden Sie das proximale Ende mit dem distalen Aspekt des Pumpenschlauchs und das distale Ende mit dem gelben Zuflussschlauch (mit 1/8 weiblichem Luer) mit dem Hämodialysefilter.
      2. Ausfluss: Verbinden Sie das proximale Ende mit dem grünen Ausflussschlauch (mit 1/8 weiblichem Luer) und das distale Ende mit dem abfließenden peristaltischen Pumpenschlauch. Verbinden Sie den 1/8-Schlauch mit dem distalen Aspekt der Schlauchpumpe und lassen Sie ihn über Luer-Anschlüsse in den Abfallbeutel ab.
  5. Erstellung eines proximalen Schaltkreises
    1. Platzieren Sie den Behälter in einem Behälterhalter mit äußeren Nummern und gelbem Anschluss, der nach außen gerichtet ist.
    2. Schneiden Sie ~36" 5/16" Schlauch ab und verbinden Sie das proximale Ende mit dem Abflusspfosten am Boden des Reservoirs. Verbinden Sie den 5/16" Y-Stecker mit dem distalen Ende dieses Schlauchs.
    3. Schneiden Sie zwei (2) 4"-Längen des 5/16"-Schlauchs ab und verbinden Sie diese mit dem Ende des Y-Anschlusses. Befestigen Sie jedes der Enden dieser 4-Zoll-Rohre an den horizontalen Zacken jedes der Pumpenköpfe.
    4. Schneiden Sie zwei (2) 4-Zoll-Längen von 1/4-Zoll-Schläuchen ab und verbinden Sie 1 mit jedem der vertikalen Widerhaken der Pumpenköpfe. Verbinden Sie den distalen Aspekt mit dem linken unteren Zacken jedes Oxygenators.
    5. Schneiden Sie zwei (2) 2" lange 1/4" Schläuche ab und verbinden Sie eine weibliche Luer mit einem Ende. Setzen Sie eine männliche Luer-Kappe auf und befestigen Sie sie an der rechten unteren Zinke jedes Oxygenators.
  6. Bildung eines venösen Kreislaufs
    1. Schneiden Sie einen (1) 30" langen 5/16" Schlauch ab und befestigen Sie das proximale Ende an der (rechten) Abflusstülle des venösen Oxygenators. Schneiden Sie in zwei Hälften und platzieren Sie einen 5/16" Y-Verbinder über dem distalen abgeschnittenen Ende. Befestigen Sie die andere Hälfte wieder an der oberen Widerhaken des Y-Steckers.
    2. Seitlicher Probenahmekreislauf: Schneiden Sie ein (1) 2-Zoll-Stück 1/4-Zoll-Schlauch ab und dehnen Sie das proximale Ende mit einem Nadeltreiber. Verbinden Sie diesen mit dem anderen Widerhaken des 5/16" Y-Steckers.
      1. Besorgen Sie sich einen Küvettensensor. Verbinden Sie die Widerhakenseite mit dem 2-Zoll-Schlauch, der mit dem Y-Anschluss verbunden ist. Schneiden Sie 1-2" des distalen Küvettenschlauchs ab und verbinden Sie ihn mit dem männlichen 1/4" Luer. Nach der Kalibrierung an das proximale Ende des Shunt-Sensors anschließen und den 1/8"-Luer-Stecker an der distalen Seite mit dem 1/8"-Schlauch verbinden.
      2. Verbinden Sie den horizontalen Aspekt der T-Buchse mit dem 1/8"-Schlauch und dem Luer-Stecker. Verbinden Sie mit der senkrechten Ausrichtung eine Probenahmeklappe. Schließen Sie einen 1/8"-Luer-Stecker an den verbleibenden horizontalen Aspekt des T-Steckers an.
      3. Schneiden Sie 12" 1/8" Schlauch ab, befestigen Sie das proximale Ende an der Probenahmeklave und befestigen Sie einen 1/8" männlichen Luer am distalen Ende. Verbinden Sie diese mit einer anderen T-Buchse. Schließen Sie an einer Seite der T-Buchse einen 1/4-Zoll-Luer-Stecker an und verbinden Sie ihn mit einem 2-Zoll-Schlauch mit einem 1/4-Zoll-Schlauch mit einem Zuflusskanal.
    3. Kehren Sie zum distalen Ende des 5/16"-Schlauchs zurück und schließen Sie einen weiteren 5/16"-Y-Stecker an. Besorgen Sie sich ~55" 1/4" Schlauch und befestigen Sie ihn am oberen Ende des 5/16" Y-Anschlusses.
    4. Erstellung eines Hämodialyse-Blutkreislaufs: Befestigen Sie einen 1/4" männlichen Luer am distalen Ende des 1/4" Schlauchs. Führen Sie den Schlauch durch die große Rollenpumpe. Anschluss an den Blutzufluss an der Oberseite des Hämodialysefilters (blau ausgekleideter Schlauch).
      1. Schneiden Sie ein (1) 24" Stück 1/4" Schlauch ab und verbinden Sie einen männlichen 1/4" Luer mit dem proximalen Aspekt. Verbinden Sie diesen Schlauch mit dem Hämodialysefilter für den Blutabfluss (rot umrandeter Schlauch). Verbinden Sie den distalen Aspekt mit einem Zuflusswiderhaken des Reservoirs.
    5. Kehren Sie zurück, um den venösen Zuflusskreislauf zu vervollständigen, der zur Probe führt. Schneiden Sie ein (1) 36-Zoll-Stück 1/4-Zoll-Schlauch ab und dehnen Sie es so, dass es auf den Widerhaken des 5/16-Zoll-Y-Steckers passt.
    6. Infusionsstelle des Arzneimittels: Besorgen Sie sich 3 Vier-Wege-Absperrhähne und schließen Sie sie linear an. Verbinden Sie dieses Stück mit dem senkrechten Arm einer T-Buchse. Befestigen Sie an den Inline-Armen der T-Buchse zwei 1/4"-Luer-Stecker. Setzen Sie das Stück 12" von der linken Seite des Schlauchs ein.
    7. Befestigen Sie die externen Durchflusssensoren an den 1/4-Zoll-Schlauch nach der Infusionsstelle des Arzneimittels. Holen Sie sich 1 9-Zoll-Halterung und befestigen Sie sie auf Höhe des Trommeltrichters. Machen Sie einen Schnitt von 2" distal bis zum Ende der Durchflusssensoren und führen Sie Drucksensoren mit Widerhaken in einen 1/4"-Schlauch ein. Platzieren Sie den distalen Aspekt des Schlauchs in der Mitte des Trommeltrichters. Reservieren Sie einen (1) 1/4" männlichen Luer für die venöse Kanülierung in der Probe.
  7. Erstellung eines arteriellen Schaltkreises
    1. Schneiden Sie ein weiteres ~30" Stück 5/16" Schlauch ab und befestigen Sie das proximale Ende des rechten Ausflusswiderhakens des arteriellen Oxygenators. Schneiden Sie diesen Schlauch etwa zur Hälfte durch und befestigen Sie einen 1 5/16" Y-Stecker.
    2. Seitliche Probenahmeschaltung: Erstellen Sie eine doppelte seitliche Probenahmeschaltung, wie in Schritt 1.6.2 beschrieben, und befestigen Sie sie an der unteren Seite des Y-Steckers, wobei die Küvette weggelassen wird. Wenn Sie fertig sind, befestigen Sie den 1/8" Luer am T-Anschluss.
    3. Schneiden Sie ein (1) 36-Zoll-Stück 1/4-Zoll-Schlauch ab und setzen Sie es auf den Widerhaken des 5/16-Zoll-Y-Steckers.
    4. Wiederholen Sie Schritt 1.6.7. Reservieren Sie einen (1) 1/4" männlichen Luer für die arterielle Kanülierung in die Probe.
  8. Entstehung venöser Abflüsse
    1. Schneiden Sie ~30" 1/4" Schlauch ab und befestigen Sie 1 männlichen 1/4" Luer am proximalen Ende, um ihn am Ausfluss der unteren Hohlvene (IVC) der Probe zu befestigen. Befestigen Sie das distale Ende an einem der Zuflusswiderhaken des Reservoirs.
    2. Schneiden Sie diesen Schlauch ~6" vom Reservoir ab und befestigen Sie 2 1/4" männliche Luers an jedem Ende. Für die Probenahme wird ein weibliches T mit einer Clave an der senkrechten Seite eingesetzt.
  9. Führen Sie Perfusat in den Schaltkreis ein, wie in Schritt 4 beschrieben. Die Probe wie in Schritt 6.1.4 beschrieben wieder erwärmen und anschließen. oder Schritt 6.2.4. und beginnen Sie mit der Durchblutung.

2. Kalibrierung des CDI-Sensors

  1. Stellen Sie sicher, dass die Gasflaschen des Kalibrators voll sind und gemäß der Bedienungsanleitung installiert sind und dass das Messgerät auf den Kalibriermodus eingestellt ist. Kalibrieren Sie gemäß den Anweisungen des Herstellers.
  2. Trennen Sie das Sensor-Kabel-Kopf-Gerät nach Abschluss der Kalibrierung vom Monitor und integrieren Sie es sofort in die jeweiligen venösen und arteriellen Seitenkreise. Luer-Verbindungen werden in den Schritten 1.6.2 und 1.7.2 erstellt.

3. Code-Initiierung

  1. Laden Sie den Python-Code herunter, installieren und öffnen Sie ihn im GitHub-Repository. Stellen Sie sicher, dass die Python- und PyCharm-Software ordnungsgemäß installiert ist.
  2. Erstellen Sie für jeden Perfusionslauf einen eindeutigen Zweig für eine genaue Datenaufzeichnung. Nach dem Start wird eine GUI mit zwei Fenstern angezeigt. Richten Sie ein Fenster pro Display aus, um die Hardware und die Perfusionsparameter einfach zu steuern.
  3. Passen Sie die Perfusionsparameter manuell an oder automatisieren Sie die Perfusion über die entsprechenden Schaltflächen, die auf der GUI angezeigt werden (Ergänzende Abbildung 1).

4. Perfusaterstellung und Systemgrundierung

  1. Bereiten Sie den Kreislauf etwa 2 Stunden vor der Organperfusion vor, um die Korrektur von Stoffwechsel-/Elektrolytstörungen, die Erwärmung auf Normothermie und die Verabreichung von Antikoagulation, Antibiotika und anderen Arzneimitteln zu ermöglichen.
  2. Perfusat für Schweine
    1. Entnehmen Sie 2 l Schweinevollblut vom Typ OO und führen Sie es in das Reservoir ein, indem Sie es durch eine offene 50-100-ml-Spritze abtropfen lassen. Nehmen Sie ca. 1 ml Vollblut und messen Sie den pH-Wert, die Elektrolyte und den Hämatokrit an einem Point-of-Care-Gerät.
    2. Verabreichen Sie bei Bedarf Aliquots von 8,4 % Natriumbicarbonat, um dem Säuregehalt aufgrund von Kaltblutkonservierungsstoffen entgegenzuwirken. Initiieren Sie die Hämodialyse, um Hyperkaliämie und Laktatazidämie nach Bedarf zu normalisieren und auf die gewünschte Hämatokritkonzentration zu titrieren. Passen Sie den Gasfluss an, um auf physiologische pO2- und pCO2-Werte zu titrieren.
    3. Arzneimittel wie unten beschrieben verabreichen (Abschnitt 5).
    4. Bewahren Sie 1-2 l Typ-OO-Vollblut für intermittierende Boli nach Bedarf auf, um den Hämatokrit während des gesamten Perfusionsexperiments bei ~30-40% zu halten.
  3. Menschliches Perfusat
    1. Beziehen Sie typgerechte Blutprodukte von einer Blutbank (fast abgelaufen oder für Forschungszwecke gespendet).
      HINWEIS: Für jedes Perfusionsexperiment sind jeweils ca. 4 Einheiten gepackter roter Blutkörperchen (RBCs) und Plasma erforderlich.
    2. Waschen Sie pRBCs, um Konservierungsstoffe zu entfernen und Elektrolytstörungen aus dem RBC-Pellet vor dem Grundieren zu normalisieren. Waschen Sie die Erythrozyten zweimal.
      1. Erythrozyten-Waschen: Geben Sie pRBC und 0,9 % NaCl im Verhältnis 1:1 in ein Zentrifugenröhrchen. Bei 1300 × g 15 min zentrifugieren. Entfernen Sie den Überstand mit einer Pipette und verabreichen Sie frische 0,9 % NaCl im Verhältnis 1:1 an das RBC-Pellet. Erneut wie oben zentrifugieren und den 2. Überstand für das endgewaschene RBC-Granulat entfernen.
    3. Geben Sie gewaschene RBC-Pellets mit einer offenen 50-100-ml-Spritze in das Reservoir. Geben Sie 4 Einheiten Plasma in das Reservoir und beginnen Sie mit der Zirkulation.
    4. Initiieren Sie die Dialyse, die wärmenden Decken und den Gaszufluss, sobald das Perfusat zirkuliert.
    5. Nehmen Sie eine Perfusatprobe und wenden Sie bei Bedarf pharmakologische Interventionen an, um vor der Organperfusion möglichst physiologische Perfusatspiegel zu gewährleisten.
    6. Waschen und führen Sie zusätzliche gewaschene pRBC-Pellets ein und titrieren Sie den Volumenstatus durch Hämodialyse, falls erforderlich, um einen Hämatokritspiegel von 30-40 % aufrechtzuerhalten.

5. Pharmakologische Intervention und Infusionsvorbereitung

  1. Verabreichung von Antibiotika und Antimykotika
    1. Kombinieren Sie zwei 2,5-g-Durchstechflaschen mit Piperacillin/Tazobactam in einem sterilen Probenbecher mit 40 ml steriler Kochsalzlösung. Geben Sie 10 mL als "Antibiotic Prime" in das Reservoir.
      1. Verdünnen Sie die restliche Mischung mit 60 mL steriler Kochsalzlösung und verteilen Sie sie auf zwei 50 mL Spritzen. Schließen Sie eine Spritze an eine Spritzenpumpe an und programmieren Sie sie so, dass kontinuierlich 41 μl/min an die Pfortader-Infusionsstelle abgegeben werden (Schritt 1.6.6).
      2. Das restliche Antibiotikum im 4 °C Kühlschrank aufbewahren.
    2. Rekonstituieren Sie eine 50-mg-Durchstechflasche mit Amphotericin mit 10 ml sterilem Wasser.
      1. Ziehen Sie 1 ml konzentriertes Amphotericin auf und kombinieren Sie es mit 9 ml steriler Kochsalzlösung. Verabreichen Sie das 10-ml-Gemisch in das Reservoir, um zu Beginn der Perfusion als "antimykotisches Prime" zu dienen.
      2. Verabreichen Sie alle 12 h 1 ml konzentriertes Amphotericin in das Reservoir.
  2. Antikoagulation
    1. Kombinieren Sie 1 ml (100 mg) Enoxaparin mit 49 ml steriler Kochsalzlösung. Verabreichen Sie zu Beginn der Perfusion eine Mischung von 5 ml pro Liter Perfusat für eine "Antikoagulationsprime".
      1. Die restliche Enoxaparin-Lösung im Kühlschrank bei 4 °C aufbewahren.
      2. Die Enoxaparinlösung (5 ml/1 l Perfusat) alle 12 h in das Reservoir geben.
  3. Steroide
    1. Rekonstituieren Sie 1 g Methylprednisolon mit 20 ml sterilem Wasser.
    2. Grundieren Sie das System gemäß den Dosierungsspezifikationen vor Beginn der Perfusion: Schweineleber erhalten 10 ml (500 mg) Methylprednisolon. Partielle menschliche Lebern erhalten 2 ml (100 mg) Solumedrol.
    3. Verdünnen Sie das restliche Gemisch mit 40 mL Kochsalzlösung in einer 50 ml-Spritze und geben Sie es in eine Spritzenpumpe, um kontinuierlich 33 μl/min an die Infusionsstelle des Pfortaderarzneimittels abzugeben (Schritt 1.6.6).
  4. Parenterale Ernährung und Gallensalze
    1. Rekonstituieren Sie 1,7 g Taurocholsäure mit 50 ml 10% Aminosäure + Elektrolyt konzentrierte parenterale Ernährungskomponente von TPN (ungemischt mit Dextrose) in einem sterilen Probenbecher. In eine 50-ml-Spritze aufziehen und in eine Spritzenpumpe einsetzen, um kontinuierlich 83 μl/min an die Infusionsstelle des Pfortadermedikaments abzugeben (Schritt 1.6.6).
  5. Kontrolle des vaskulären Tonus
    1. Vasodilatation: Rekonstituieren Sie 0,5 mg Epoprostenol mit 50 ml steriler Kochsalzlösung in einem sterilen Becher und geben Sie es in eine 50 ml Spritze. Legen Sie es in eine Spritzenpumpe und schließen Sie es an das Clave proximal zum Flusssensor der Leberarterie an.
      1. Bolus oder kontinuierliche Infusion (10 μL/min) nach Bedarf, um den gewünschten mittleren arteriellen Druck zu erreichen und/oder dem Vasospasmus entgegenzuwirken.
    2. Vasokonstriktion: 5 ml (50 mg) Phenylephrin mit 45 ml steriler Kochsalzlösung in einem sterilen Becher verdünnen und in eine 50 ml Spritze geben. Die Mischung im 4 °C Kühlschrank und den Bolus nach Bedarf aufbewahren, um den gewünschten mittleren arteriellen Druck aufrechtzuerhalten.
      HINWEIS: Dies ist selten erforderlich, und eine Rekonstitution kann unterlassen und nur bei Bedarf durchgeführt werden.
  6. Kalibrierung von Druck- und Durchflusssensoren
    1. Druckkalibrierung: Kalibrieren Sie Drucksensoren ohne Perfusatfluss. Stellen Sie die Sensoren wieder auf Null, wenn ein Druckwert ungleich Null gemäß den Anweisungen des Herstellers angezeigt wird, während das Ende des Schlauchs für einen Druck von 0 mmHg für Luft geöffnet ist. Stellen Sie sicher, dass die Druckmessungen korrekt sind, indem Sie sowohl das proximale als auch das distale Ende des Schlauchs sanft verstopfen, um erhöhte Drücke zu erzeugen.
    2. Durchflusskalibrierung: Kalibrieren Sie, sobald der Kreislauf Perfusat vor der Organperfusion zirkuliert, um eine genaue Messung zu gewährleisten. Klemmen Sie den Schlauch distal zu den Durchflusssensoren, um den Durchfluss zu unterbrechen. Durchflusssensoren wieder auf Null setzen, wenn die Durchflussrate ungleich Null gemäß den Anweisungen des Herstellers angezeigt wird. Lösen Sie den Schlauch, um einen Durchfluss und eine genaue Durchflussmessung zu ermöglichen.

6. Beschaffung in der Leber

  1. Beschaffung von Schweinen
    HINWEIS: Schweineleber werden von einer örtlichen Metzgerei in Übereinstimmung mit den USDA-Protokollen für den humanen Umgang mit Nutztieren beschafft. Die Dissektion wird vom Forschungsteam unter Einbeziehung der infra- und suprahepatischen Hohlvene und des Gallengangs durchgeführt.
    1. Sterilisieren Sie die Leber mit verdünntem Jod in steriler Kochsalzlösung und legen Sie sie in ein steriles Becken auf Eis. Identifizieren Sie die Pfortader, die Leberarterie, die obere Hohlvene und den Gallengang, kanülieren Sie sie und sichern Sie sie mit 4-0-Seidenbindern.
      HINWEIS: Der Gallengang wird aufgrund seines geringen Durchmessers und zur Vermeidung einer Gallenobstruktion verschiedener Schweinegallensysteme häufig mit einem fenestrierten Angiokatheter kanüliert.
    2. Spülen Sie die kanülierte Pfortader und die Leberarterie mit 3 l kalter steriler Kochsalzlösung (2 l PV:1 l HA), gefolgt von 1 l kalter Organkonservierungslösung (750 mL PV:250 mL HA). Tauchen Sie die Leber zum Transport in die kalte Organkonservierungslösung mit Eis.
    3. Bereiten Sie das System wie oben beschrieben (Schritt 4.1) vor, bis die physiologischen Parameter erfüllt sind.
    4. Tauchen Sie die kanülierte Leber in erwärmte sterile Kochsalzlösung, um sie schnell wieder aufzuwärmen und alle Luftembolien zu entfernen. Verbinden Sie den entsprechenden Zuflussschlauch mit der Pfortader- und Leberarterienkanüle. Titrieren Sie die Pumpendrehzahl für physiologische Durchfluss- und Druckwerte.
    5. Verbinden Sie die Vena-Cava-Kanüle mit dem Abflussschlauch, um den Abfluss zum Reservoir zu erleichtern und den Kreislauf zu schließen.
    6. Entleeren Sie die Gallenrestgalle aus der Gallenblase, bevor Sie den Spritzenschlauch mit der Gallengangskanüle und einem konischen Fläschchen zur Entnahme verbinden.
  2. Menschliche Beschaffung
    1. Grundieren Sie das System wie oben beschrieben (Schritt 4.1).
    2. Entnahme von Humanproben nach indizierten onkologischen Resektionen mit Standardbehandlung. Messung der In-vivo-Flussraten durch intraoperativen Ultraschall zur Kalibrierung auf dem Ex-vivo-System . Identifizieren Sie die segmentale Pfortader, die Leberarterie und den Gallengang während der chirurgischen Dissektion. Durchtrennen Sie die Triade mit der Standard-Operationstechnik und übergeben Sie die Probe des Operationsfeldes auf den sterilen hinteren Tisch.
    3. Identifizieren und kanülieren Sie die segmentale Pfortader, die Leberarterie, die Lebervene und den Gallengang und sichern Sie sie mit 4-0 Seidenbindern oder Prolene-Naht.
      HINWEIS: Lassen Sie die Ausflusskanüle aus, wenn das Segment keine dominante Abflussvene aufweist, um eine kongestive Hepatopathie zu vermeiden. Der Beckenabfluss fungiert dann als Lebervenen-/IVC-Abflussschlauch.
    4. Kehren Sie zum Ex-vivo-Labor zurück und wiegen Sie die Probe. Tauchen Sie die Probe in erwärmte sterile Kochsalzlösung und schließen Sie die entsprechenden Zu- und Abflussschläuche an. Verbinden Sie die Gallengangskanüle mit dem Spritzenschlauch, um die konische Durchstechflasche zu entleeren.
    5. Starten Sie den Perfusions- und Titrationspumpenfluss für die gewünschten Durchfluss- und Druckperfusionsparameter.

7. Titration der Perfusionsparameter

  1. Proben von Perfusen aus prähepatischen (HA- und PV-seitigen Schaltkreisen) und posthepatischen (IVC oder Beckenabfluss) Claves zu zahlreichen Zeitpunkten für die Titration von Perfusionsparametern auf der Grundlage von Point-of-Care-Blutgas-, Elektrolyt-, Hämatokrit- und Hämoglobinwerten.
  2. Kalibrieren Sie die CDI-Sensoren während der gesamten Perfusion mit den manuellen Probenanalysen.
  3. Passen Sie den Hämodialyse-Zu- und -Abfluss entsprechend an, um den Volumenstatus und die Hämatokritkonzentration von 30-40 % zu halten und Stoffwechsel- und Elektrolytstörungen zu korrigieren.
  4. Dosieren Sie Aliquots von 5 % Dextrose, freiem Wasser, 8,4 % Natriumbicarbonat und 0,9 % NaCl nach Bedarf manuell, um Elektrolytanomalien zu korrigieren.

8. Varianten des Perfusionskreislaufs

  1. Anpassung des Transportwesens
    1. Schließen Sie die Pumpen für die Dauer des Laufs an eine mobile Stromquelle an, um eine kontinuierliche Perfusion auf dem Weg zum Bildgebungsgerät zu ermöglichen. Schließen Sie die mobile Stromquelle an die Steckdose an, um den externen Akku während der Perfusion aufzuladen.
    2. Trennen Sie die mobile Stromquelle von der Steckdose, sobald das Perfusionsexperiment abgeschlossen ist.
    3. Trennen Sie den Gaszufluss zu den Oxygenatoren. Klemmen Sie den seitlichen Hämodialysekreislauf ab und trennen Sie den Blutzufluss zum Filter. Stoppen Sie Dialysatpumpen.
    4. Entfernen Sie die Durchflusssensoren aus dem Zuflussschlauch. Trennen Sie die Medikamenteninfusionen und schalten Sie die Absperrhähne aus. Ziehen Sie die Drucksensoren aus dem Ein-/Ausgangsstecker.
    5. Bewegen Sie den Trommeltrichter und die Schläuche vorsichtig zum mobilen Wagen, der jetzt eine eigenständige Einheit ist und zur Bildgebungssuite transportiert werden kann.

Ergebnisse

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Repräsentative Schweineausläufe
Ganze Schweinelebern wurden aus Gründen der Kosteneffizienz von einem örtlichen Metzger bezogen und für verschiedene Optimierungs- und Testphasen der Maschinenentwicklung perfundiert (Ergänzende Tabelle 1). Hier werden die ersten 24 h von drei repräsentativen Leberläufen ausgewertet (Abbildung 2). Der mittlere hepatische arterielle Druck betrug 80 mmHg ± 11 mmHg und der mittlere portalvenöse Druck 7,1 mmHg ± 3,3 mmHg mit Flüssen von 107 ml/min ± 102 ml/min bzw. 501 ml/min ± 329 ml/min. Die großen Standardabweichungen für Druck und Durchfluss korrelieren mit dem großen Unterschied in der Lebergröße, wobei die Schweine zwischen 50 lbs und 350 lbs lagen. Die dualen Zuflusskreisläufe ermöglichen physiologische Sauerstoffdifferenzen mit einer mittleren arteriellen Sättigung (SO2) von 95 ± 7,4 % im Vergleich zu einer mittleren portalvenösen SO2 von 85 ± 13 % (p < 0,001). DerSO2-Abfluss aus den Lebervenen betrug 74 ± 18 %, was auf den Sauerstoffverbrauch hinweist (p < 0,01), und die peripheren pH-Messungen lagen mit 7,2 ± 0,09 im physiologischen Bereich. Zusätzliche physiologische Parameter wie Gesamthämoglobin (9 ± 2,5 g/dl), Hämatokritwerte (28,3 ± 6,4 %), Glukosespiegel (477 ± 15 mg/dl) und Veränderungen des Laktats (3,0 ± 2,5 ml) und Kalium (-0,77 ± 2,3 mmol) wurden während der gesamten Perfusion durch Probenahmen in regelmäßigen Abständen überwacht. Bei Schweineperfusionen war die Gallenproduktion ein Indikator für die Lebensfähigkeit der Organe. Die Gallenblase wurde manuell entleert, sobald das Organ normotherm wurde, und der gemeinsame Gallengang wurde zur Entnahme an ein kleines Röhrchen angeschlossen. Die Gesamtgallenproduktion während der Perfusion betrug 41 ± insgesamt 6,9 ml, mit einer Rate von 6,9 ± 4,0 ml/h.

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Abbildung 2: Perfusatmetriken während der Leberperfusion von Schweinen (n = 3). (A) Durchschnittliche Blutzuflussraten (ml/min) der Leberarterie und der Pfortader im Laufe der Zeit. (B) Durchschnittlicher Blutzuflussdruck (mmHg) der Leberarterie und der Pfortader im Zeitverlauf. (C) Vergleich der prozentualen Erythrozyten-O2-Sättigung zwischen Leberarterie, Pfortader und unterer Hohlvene, der den Sauerstoffunterschied zwischen dualen Zuflüssen und dem Sauerstoffverbrauch im Abfluss zeigt. Es wurden statistisch signifikante Unterschiede zwischen der Pfortader- und der arteriellen Sättigung (p < 0,0001), der Pfortader- und IVC-Sättigung (p < 0,01) und der arteriellen und IVC-Sättigung (p < 0,0001) festgestellt. (D) Bewertung des pH-Werts des Blutes zwischen Leberarterie, Pfortader und unterer Hohlvene. (E) Hämatokrit (%) und Hämoglobin (g/dl) (oben) während der Perfusion, zusätzlich zur Veränderung des PV-Kaliums (mmol) (unten) als Marker für die Hämolyse. (F) Reservoirglukosespiegel, die die mittlere Glukose des Kreislaufs (mg/dl) während der gesamten Perfusion widerspiegeln. (G) Veränderung des Laktatspiegels (mg/dl) während der Perfusion im Vergleich zu den Laktatwerten der Zeit 0 im Leberarterienzufluss, IVC-Abfluss und Systemperfusat. (H) Gallenproduktion (ml) im Laufe der Zeit während der Perfusion. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Repräsentative menschliche Läufe
Drei tumortragende humane Lebersegmente wurden perfundiert, wobei die Perfusionsdauer je nach den Anforderungen des Experiments zwischen 48 und 72 Stunden lag (Abbildung 3). Um die Daten zwischen repräsentativen Applikationsläufen zu vergleichen, haben wir die ersten 48 h biochemischen Werte ausgewertet. Die Perfusion approximierte in vivo-Parameter mit kontinuierlichem Niederdruck, hochvolumigem portalvenösem Zufluss und pulsierendem Hochdruck-arteriellem Zufluss mit geringem Volumen, die in Echtzeit angezeigt werden, um eine einfache Titration zu ermöglichen. Wenn die Leber innerhalb von zwei Stunden nach der Perfusion keine physiologischen biochemischen Werte erreichte, wurde das Experiment abgebrochen. Für erfolgreiche Leberperfusionen betrug der mittlere hepatische arterielle Druck 84 mmHg ± 11 mmHg und der mittlere portalvenöse Druck 9 mmHg ± 4 mmHg mit Flüssen von 113 ml/min ± 66 ml/min bzw. 317 ml/min ± 302 ml/min. Die dualen Zuflusskreisläufe ermöglichen physiologische Sauerstoffdifferenzen mit einer mittleren arteriellen Sättigung (SO2) von 98 % ± 3 % im Vergleich zu einer mittleren portalvenösen SO2 von 92 % ± 7 % (p < 0,0001). Der SO2 des Abflusses aus den Lebervenen betrug 86 % ± 9 %, was auf den Sauerstoffverbrauch hinweist (p < 0,0001), und die pH-Messungen im gesamten System lagen mit 7,3 ± 0,09 im physiologischen Bereich. Zusätzliche physiologische Parameter wie Gesamthämoglobin (10,2 g/dl ± 1,6 g/dl), Hämatokritwerte (30,2 % ± 5,5 %), Glukosespiegel (170 mg/dl ± 68 mg/dl) und Veränderungen des Laktats (3,6 mmol/l ± 2,2 mmol/l) wurden während der Perfusion durch Probenahmen in regelmäßigen Abständen überwacht. In einem repräsentativen Lauf wurden durchschnittlich 1,4 mL/h Galle produziert. Vor und nach Beendigung der Perfusionsexperimente wurden Biopsien für die Gewebeanalyse entnommen. Repräsentative Gewebeschnitte zeigen ein Leberparenchym, einen metastasierten neuroendokrinen Tumor und ein metastasiertes kolorektales Adenokarzinom nach Perfusion.

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Abbildung 3: Perfusat- und Gewebemetriken während der Perfusion menschlicher Lebersegmente (n = 3). (A) Mittlere Perfusat-Influssrate (ml/min) für die Leberarterie und die Pfortader. (B) Mittlerer Perfusat-Inflow-Druck (mmHg) für die Leberarterie und die Pfortader im Zeitverlauf. (C) Sauerstoffsättigung der roten Blutkörperchen (%) für die Zufluss-Leberarterie, die Zufluss-Pfortadervene und die Ausfluss-Lebervene. Statistisch signifikante Unterschiede wurden zwischen den Pfortader- und arteriellen Sättigungen (p < 0,0001), den Pfortader- und IVC-Sättigungen (p < 0,0001) und den arteriellen und IVC-Sättigungen (p < 0,0001) festgestellt. (D) Perfusat-pH-Wert für die Zufluss-Leberarterie, die Zufluss-Pfortadervene und die Ausfluss-Lebervene. (E) Metriken der roten Blutkörperchen während der gesamten Perfusion, einschließlich des mittleren Hämatokrits (%) und des Hämoglobin-Perfusatspiegels (g/dl) (oben) mit Veränderung des Perfusatkaliums (mmol) gegenüber dem Ausgangswert im Laufe der Zeit (unten). (F) Mittlere Glukosekonzentration (mg/dl) für die Zufluss-Leberarterie, die Zufluss-Pfortader und die Ausfluss-Lebervene im Zeitverlauf. (G) Veränderung der Perfusatlaktatkonzentration (mg/dl) gegenüber dem Ausgangswert im Laufe der Zeit für die Zufluss-Leberarterie, die abfließende Lebervene und das systemische Perfusat. (H) Gallenproduktion (ml) im Laufe der Zeit. (I) Humane Lebersegmente (Couinaud II-IV) während (links) und nach der Perfusion (rechts), die das Fehlen einer Drucknekrose nach Systemoptimierung zeigen. Oberflächlicher Kauterisationsbereich oben im linken Bild aufgrund einer intraoperativen Blutstillung. (J) Gewebeschnitt nach der Perfusion mit Leberparenchym (Hämatoxylin- und Eosin-Färbung, 10x, Einsatz 40x; Maßstabsbalken 50 μM). (K) Gewebeschnitt nach der Perfusion mit metastasiertem neuroendokrinen Tumor (Hämatoxylin- und Eosin-Färbung, 10x, Einsatz 40x; Maßstabsbalken 250 μM). (L) Gewebeschnitt nach der Perfusion mit metastasiertem kolorektalem Adenokarzinom (Hämatoxylin- und Eosin-Färbung, 10x, Einsatz 40x; Maßstabsbalken 50 μM). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Repräsentative Anwendung: CT-Bildgebung von perfundierten Proben
Die Möglichkeit, klinische Datenquellen wie Computertomographie (CT) oder Magnetresonanztomographie (MR) in die Pathologie zu integrieren, wird die personalisierte Diagnostik und Medizin voranbringen. Pathologische Befunde sind jedoch zusammenfassende Befunde, und die Heterogenität, die soliden Tumoren innewohnt, übersteigt bei weitem die menschlichen Möglichkeiten zur Abgrenzung. Eine mögliche Lösung besteht darin, eine Bildgebung ex vivo durchzuführen, gefolgt von der sofortigen Präparation von makroskaligen Gewebeschnitten, um eine radiomische Integration von räumlich erhaltenden zellulären Daten zu ermöglichen (z. B. räumliche Transkriptomik, hochmultiplexe Immunfluoreszenz). Um die konventionelle Bildgebung auf dem System zu ermöglichen, wurde ein mobiler Aufbau konstruiert, einschließlich der Umstellung von Pumpen auf eine externe Batteriequelle, um während des Transports und der Bildgebung eine unterbrechungsfreie Stromversorgung zu gewährleisten (Abbildung 4A). Mit der Leber auf dem CT-Tisch wurde jodiertes Kontrastmittel verabreicht und Bilder erhalten, die übereinstimmende röntgenologische Merkmale mit denen in vivo zeigen (Abbildung 4B).

Repräsentative Anwendung: Perfusion von Niere und Bauchspeicheldrüse
Das System ist konstruktionsbedingt an die Perfusion zusätzlicher Organe anpassbar (Abbildung 4C-F), wodurch die Notwendigkeit eines doppelten Zuflusses vermieden und dadurch die Kosten pro Anwendung gesenkt werden. Zur Demonstration entfernten wir den portalvenösen Kreislauf für einen einzelnen arteriellen Zufluss (Ergänzende Abbildung 2) und perfundierten eine humane Niere (Abbildung 4C) und eine humane partielle Bauchspeicheldrüse (Abbildung 4E). Repräsentative Gewebeschnitte nach der Perfusion zeigen Glomeruli (Abbildung 4D) und Langerhans-Inseln (Abbildung 4F).

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Abbildung 4: Repräsentative Anwendung von Perfusionsgeräten: CT-Bildgebung und Organmodularität. (A) Mobile Adaption des Systems für den Transport. (B) Repräsentative CT-Bilder der Leber mit Tumor nach Verabreichung von jodiertem Kontrastmittel in vivo (oben) und ex vivo nach Perfusion (unten). (C) Perfusion der menschlichen Niere auf der neu konfigurierten Maschine für einen einzigen Zufluss. (D) Der Gewebeschnitt nach der Perfusion zeigt Nierenglomeruli und Sammelkanäle (Hämatoxylin- und Eosin-Färbung, 8x; Skalenbalken 250 μm). (E) Perfusion der distalen Bauchspeicheldrüse des Menschen an der neu konfigurierten Maschine für einen einzigen Zufluss. (F) Der Gewebeschnitt nach der Perfusion zeigt Pankreasinseln (Hämatoxylin- und Eosin-Färbung, 8x; Maßstabsbalken 250 μm). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Ergänzende Abbildung 1: Python-Code-Einstellungen zur Erleichterung der halbautomatischen Perfusion. Schaltplan, der die vom Code verwendeten Eingabe- und Ausgabeparameter darstellt und eine Halbautomatisierung mit Hinzufügung häufig verwendeter manueller Anpassungen ermöglicht (Tabelle). Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Abbildung 2: Schema für die Perfusion von Nieren und Bauchspeicheldrüse. P/F Sensor: Druck- und Durchflusssensoren. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Abbildung 3: Optimierung der roten Blutkörperchen. (A) Das reine Blutperfusionsexperiment zeigte signifikant weniger Hämolyse unter Bedingungen mit niedriger RPM im Vergleich zu Bedingungen mit hoher RPM (p < 0,01) unter Verwendung von plasmafreiem Hämoglobin als Surrogat für die Zelllyse. (B) Ein qualitativer Vergleich der Plasmahämolyse über die Zeit zeigt visuell eine geringere Hämolyse in Zuständen mit niedriger Drehzahl im Vergleich zu Zuständen mit hoher Drehzahl. (C-F) Bewertung der Hämolyse in Systemen mit unterschiedlichen Widerstandsniveaus und Beckenintegration mit Plasma-Surrogaten: (C) Es wurde ein signifikanter Unterschied in den Laktatspiegeln zwischen dem Aufbau des parallelen Schaltkreises und dem Aufbau des geschlossenen und des geschlossenen Beckens festgestellt (p < 0,0001 bzw. p < 0,0001). (D) Es wurde ein signifikanter Unterschied in den Kaliumgehalten zwischen dem Aufbau des Parallelkreislaufs und der Reihe mit geschlossenem und dem Reihenaufbau mit Becken festgestellt (p < 0,0001 bzw. p < 0,0001). (E) Es wurde ein signifikanter Unterschied in den Hämatokritwerten zwischen dem Aufbau des Parallelkreislaufs und der Anordnung der geschlossenen Reihe und der Anordnung der Reihe mit Becken festgestellt (p < 0,0001 bzw. p < 0,0001). (F) Es wurde ein signifikanter Unterschied in den Hämoglobinwerten zwischen dem Aufbau des Parallelkreislaufs und der geschlossenen Reihe und der Reihe mit dem Beckenaufbau festgestellt (p < 0,0001 bzw. p < 0,0001). Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Tabelle 1: Perfusionen zur Organoptimierung bei Schweinen. Fünfunddreißig Perfusionsexperimente mit Schweinen, die während der Optimierungsphasen durchgeführt wurden, darunter 25 Teilleber, 2 Nieren und 8 ganze Lebern. Enthalten sind die Dauer der Perfusion und der Grund für den Abbruch. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Tabelle 2: Validierung und Verabreichung von Perfusionen in der menschlichen Leber. Vierzehn partielle Leberperfusionen beim Menschen, einschließlich formaler linker und rechter Hepatektomien, die sich auf Einzelsegment-Perfusionsexperimente erstrecken. Eingeschlossen sind die Pathologie, das experimentelle Ziel, die Perfusionsdauer und die Begründung für den Abbruch. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Ergänzende Tabelle 3: Optimierung nur durch Perfusat. Zweiundzwanzig reine Perfusat-Optimierungsläufe, einschließlich Speziestyp, Versuchsziel, Dauer des Experiments und Grund für den Abbruch. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Diskussion

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Normothermische Perfusionsgeräte, die üblicherweise vor der Transplantation solider Organe eingesetzt wurden, haben erhebliche Fortschritte bei der Ex-vivo-Perfusion ermöglicht. Während ihre Verwendung mit Teilorganen in einigen Fällen technisch machbar ist 7,8,9, bleiben sie für den Forscher aufgrund hoher Kosten und begrenzter Verfügbarkeit unzugänglich. In dieser Arbeit haben wir versucht, eine vergleichbare Open-Source-Alternative für die größere Forschungsgemeinschaft bereitzustellen, indem wir leicht zugängliche Komponenten und frei zugänglichen Code verwenden, um das System für eine breite Palette von Forschungsendpunkten zu betreiben.

Mehrere Schritte innerhalb des Protokolls sind unerlässlich, um eine stabile Organperfusion zu erreichen. Einer der wichtigsten Schritte ist die effektive Druckentlastung, um einen Parenchymkollaps und eine sinusförmige Dilatation zu verhindern. Dies wurde durch die Implementierung von Memory-Schaum erreicht, der von einer oszillierenden Membran unterstützt wird, um das Organgewicht gleichmäßig zu verteilen und einen atmosphärischen Portaldruck für eine angemessene Drainage aufrechtzuerhalten. Die anfängliche Verwendung eines Metallgitters zur Unterstützung der Leber führte zu einem Parenchymkollaps und einer sinusförmigen Stauung, wie sie in der histologischen Analyse und der Ultraschallbildgebung während der Perfusion beobachtet wurde. Dies wurde teilweise durch den Übergang zu einer perforierten Silikonhängematte gelöst. Obwohl die grobe Drucknekrose behoben werden konnte, gab es immer noch bemerkenswerte Hinweise auf einen Parenchymkollaps, was durch hohe Pfortaderdrücke und signifikant verstopfte Proben nach 48 Stunden Perfusion belegt wurde. Es wurde auch versucht, die Leber in Kochsalzlösung oder Blut zu tauchen, und es war erfolgreich bei der Linderung von Stauungen und portaler Hypertonie; Dies war jedoch aufgrund der großen Menge an benötigtem Perfusat, der Schwierigkeit bei der Aufrechterhaltung der Sterilität und des Mangels an effizienter Entleerung in das Reservoir nicht möglich. Im Vergleich zur Floating-Technik beobachteten wir den gleichen nahezu atmosphärischen Portaldruck, wenn die Leber auf ein Memory-Foam-Kissen mit einer oszillierenden Membran gelegt wurde, um das Gewicht gleichmäßiger zu verteilen (Abbildung 1B und Abbildung 3I). Dieses Design führt zu weicheren, besser durchbluteten Segmenten und ermöglicht gleichzeitig einen einfachen und effizienten Abfluss des Blutabflusses aus der Probe.

Ein zweiter kritischer Schritt ist die Minimierung des Schaltungswiderstands, der den roten Blutkörperchen eine Scherspannung verleiht, um eine Hämolyse zu verhindern. Dies wurde durch die Einführung von Seitenkreisläufen mit restriktiven Komponenten erreicht, um den physiologischen Fluss zu erleichtern, ohne das Perfusat unnötigem Druck auszusetzen. Die Hämolyse ist ein unvermeidlicher und kontinuierlicher Prozess während der maschinellen Perfusion. In frühen Iterationen des Systems trug eine ausgedehnte Hämolyse wesentlich zur vorzeitigen Beendigung bei. Die Scherspannung, die das System auf die roten Blutkörperchen ausübt, stammt hauptsächlich von den Pumpen aufgrund der Perfusatstauung und -rezirkulation sowie von engen Durchmessern von Schläuchen und Membranen. Die derzeit eingesetzten Pumpen verursachen ein gewisses Maß an Hämolyse, die mit der Zeit zunimmt. Die Pumpeneffizienz ist ein wichtiger Faktor bei der Hämolyse, da höhere Durchflüsse aufgrund geringerer Blutrecycling- und Sekundärflussraten von Vorteil sein können, die durch ein höheres Perfusatvolumen und/oder niedrigere Pumpendrehzahlen gemildert werden. Da große Mengen an pRBCs oft schwer zu beschaffen sind, konzentrierten wir uns auf die Neugestaltung des Systems, um physiologische Durchflussraten bei niedrigeren Pumpendrehzahlen bereitzustellen und insgesamt einen geringeren Widerstand im Kreislauf zu erzielen31. Um den intrinsischen Widerstand der Schaltung weiter zu verringern, haben wir Seitenschaltungen parallel integriert, was im Laufe der Zeit zu niedrigeren Laktat- und Kaliumspiegeln und höheren Hämatokrit- und Hämoglobinwerten führte (Ergänzende Abbildung 3). Schließlich ist der aktuelle Hämofilter in den Seitenkreislauf der Pfortader integriert, wobei das Blut von einer peristaltischen Pumpe angetrieben wird, die aufgrund des bemerkenswerten Widerstands und der Scherspannung, die sowohl vom Filter als auch von seiner Pumpe ausgeübt wird, eine signifikante Menge an Hämolyse verleiht. Eine unserer aktuellen Optimierungsbemühungen konzentriert sich auf die Beseitigung dieses Nebenkreislaufs, indem wir die mögliche Implementierung von Hämodialyseschläuchen in das Reservoir untersuchen. Die Entfernung der Hämofilter in klinischer Qualität würde eine nachträgliche Entfernung der Peristaltikpumpe ermöglichen, die Hämolyse weiter minimieren und die Gesamtkosten des Systems senken.

Trotz der Nützlichkeit und Anpassungsfähigkeit des hier beschriebenen Systems sollten Einschränkungen anerkannt werden. Bemerkenswert ist, dass die Dauer der lebensfähigen Perfusion 3-4 Tage reproduzierbar ist. Die Hämolyse bleibt, wie oben diskutiert, ein zentraler Faktor, der die Langlebigkeit der Perfusion einschränkt. Wir haben jedoch festgestellt, dass eine signifikante Erhöhung des Gesamtperfusatvolumens die Perfusionsdauer erheblich verlängern kann, wenn längere Perfusionszeiten erforderlich sind, dies jedoch die Ressourcenauslastung über das hier beschriebene Maß hinaus erhöht. Die optimale Perfusionsdauer hängt letztendlich von der spezifischen experimentellen Fragestellung ab, die an das System gestellt wird. Zum Beispiel können Studien, die die Kinetik der Wirkstoffabgabe oder die Hemmung des Signalwegs untersuchen, effektiv über 2-12 Stunden durchgeführt werden, während Fragen zur Zellrekrutierung in die Tumormikroumgebung 48 Stunden32 Stunden erfordern können. Die Verlängerung der Lebensfähigkeit über das aktuelle Zeitfenster hinaus kann für Anwendungen wie den Umbau der extrazellulären Matrix (d. h. Fibrose) wichtig sein, aber wir glauben, dass die meisten krebsbezogenen Anwendungen keinen zusätzlichen Ressourcenaufwand erfordern werden. Der Hauptfokus lag auf onkologie-orientierten translationalen Anwendungen, die darauf abzielen, menschliche Tumore in einer kontrollierten ex vivo-Umgebung zu erhalten, in der die Therapie durch intaktes Parenchym und Tumorgefäßsystem verabreicht werden kann, Bedingungen, die die Komplexität von In-vivo-Szenarien besser replizieren25. In diesem Szenario adressiert das System seit langem bestehende Probleme in aktuellen präklinischen Onkologiemodellen in Bezug auf die Wirkstoffverabreichung, die Tumorheterogenität und den Arzneimittelmetabolismus, was das häufige Scheitern erklären könnte, präklinischen Erfolg in klinische Wirksamkeit umzusetzen33,34.

Im Vergleich zu bestehenden kommerziellen Maschinen bietet das System deutliche Kostenvorteile, modulare Skalierbarkeit und experimentelle Flexibilität. Kommerzielle Geräte sind oft proprietär, teuer und für die Vollorganperfusion in Transplantationsumgebungen optimiert. Das System ist skalierbar, wie es kommerzielle Maschinen nicht sind, so dass wir uns eine breite Anwendbarkeit vorstellen können. Das hier vorgestellte System ist kein Endprodukt, sondern eine Blaupause, die modifiziert, angepasst und umfunktioniert werden kann, um einer Vielzahl von Forschungsinteressen und experimentellen Fragestellungen gerecht zu werden und eine Lücke für Wissenschaftler in vielen Disziplinen zu füllen.

Zu den zukünftigen Richtungen dieser Plattform gehört die Skalierung auf subsegmentale Lebersegmente und Perfusatvolumen, um den Einsatz von autologen Blutprodukten zur Unterstützung immunonkologischen Anwendungen zu ermöglichen. Wir arbeiten auch an der Integration von Multi-Omics-Plattformen und Echtzeit-Bildgebung, um eine dynamische Überwachung des Ansprechens auf die Behandlung zu ermöglichen und den Weg für detaillierte pharmakologische Studien zu ebnen. Wir hoffen, dass das System die Zusammenarbeit und Innovation fördert, um neue Wissenstiefen in verschiedenen Bereichen der translationalen Wissenschaft zu schaffen.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren berichten von keinen Interessenkonflikten in dieser Studie und ihren Ergebnissen. Die in dieser Veröffentlichung berichtete Forschung wurde durch das intramurale Forschungsprogramm der National Institutes of Health unterstützt. Finanzierungsquelle für die Probenbildgebung und die vorläufige Röntgentechnik, unterstützt durch den Research Award for Staff Clinicians Proposal ID 231145 an Elliot Levy.

Danksagungen

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Die Autoren möchten den folgenden Gruppen ihre Wertschätzung für die Unterstützung dieses Projekts aussprechen: NIH Department of Transfusion Medicine, NIH Department of Perioperative Medicine, NIH Department of Pathology, Wagner's Meats.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1/4" ID x 3/8" AD x 1/16" Wandversilon  C-219-A Flexibler PVC-SchlauchUS Plastic Corp57682
10 cc Spritzen mit BD Luer-Lock-SpitzeBD302995
1cc Spritzen mit BD Luer-Lock-SpitzeBD309628
25 Fr PortalkanüleXVIVO11.01.520
3D-gedruckter Durchflusssensorhaltern/an/asiehe GitHub für SDL-Dateien
3D-gedruckter Magnethaltern/an/asiehe GitHub für SDL-Dateien
48 Zoll H x 24 Zoll. W Weiße SteckplatteHome Depot109099
4-Wege-Absperrhahn, gelb, 2 weibliche Luer-Locks, männlicher Luer mit Spin-LockWelt Präzisionsinstrumente14057-10
50 cc Spritzen mit BD Luer-Lock-SpitzeBD309653
ACF00023 Tygon S3  von Saint Gobain | 5/16" Innendurchmesser x 1/2" Außendurchmesser x 3/32" Wand | E-3603 Nicht-DEHP | Phthalatfreie Laborschläuche | 50' PackungslängeSchlauch-LagerACF00023
AmphotericinVeterinärapotheken/ahttps://mms.mckesson.com/product/505635/Xgen-Pharmaceuticals-39822105505
Stachelverschraubung, Y-Verbinder, 3/8" Rohr ID, PP, 5/PKVWRMFLX06368-24Materialart nicht kritisch
CDI 540 KalibratorTerumo540CL
CDI Kabelkopf-HalterungTerumoCDI519CL
CDI-MonitorTerumo500AVHCTCL
CDI Pole KlemmeTerumoCDI517CL
Clave IV Schlauchverbinder nadellos 100/CaHenry Schein Zahnmedizin1097422
Clinimix mit ElektrolytenBaxterArtikel-Nr.: 2B7721Verwenden Sie nur die Aminosäureseite, mischen Sie sie nicht mit der Dextroseseite
CO2 USP Grade 50 LBRoberts SauerstoffR25
Computermonitore für GUI n/an/ajede Art von Bildschirm zum Anzeigen der GUI
DatenerfassungsgerätMesstechnikUSB-202benötigen 2 oder 3, je nachdem, wie die Maschine angeschlossen ist
Desktop-Netzteil für PumpeLevitronix100-40015benötigen 2, eine für HA, eine für PV
Eagle 1662 Trommeltrichter mit Messingsieb, 18" Durchmesser x 7" Höhe, GelbGlobale IndustrieWB440139
EpoprostenolVeterinärapotheken/ahttps://mms.mckesson.com/product/1239813/Sun-Pharmaceuticals-62756005940
Weiblicher Luer ¼ " Widerhaken in Naturnylon Reinraum hergestellt; 10er PackungVWRMFLX40314-26Materialart nicht kritisch
Verschraubung, Polypropylen, gerade, weibliche Luer-auf-Schlauchtülle-Adapter, 1/8" ID; 25/PKVWRMFLX30800-08Materialart nicht kritisch
Verschraubung, Polypropylen, gerade, männlicher Luer-Lock-auf-Schlauch-Adapter, 1/8" ID; 25/PKVWRMFLX30800-18Materialart nicht kritisch
Verschraubung, PVDF, gerade, Schlauchtülle Reduzierer, 5/16" ID x ¼ " ID; 10/PKVWRMFLX40614-62Materialart nicht kritisch
Flow-Halterungen n/an/asiehe GitHub für SDL-Dateien
Durchflusssensor-KlemmeKeyenceFD-XC20R1
Durchflusssensor-ControllerKeyenceFD-XA1
Kopf des DurchflusssensorsKeyenceFD-XS20
Stromversorgung des DurchflusssensorsKeyenceMS2-H50
Gasmischer MCQGB100+2benötigen 2, eine für HA, eine für PV
Gasflasche A, CDI 500TerumoCDI506
Gasflasche B, CDI 500TerumoCDI507
Glucagon-Kit, Glukagon 1 mg, steriles Wasser 1 ml, DurchstechflascheFresenius0593-03
H/S KÜVETTE 1/4x1/4 W/6" AUSZUG 1CA=10EA 70-2006-4298-4Terumo6934
Hardshell Reservoir mit 150 µ m FilterHaemonetics Corporation00205-00
Heat Cold Pad, Mul-T-Pad, TP12E Pad Größe 13" x 18" für Gaymar TP700 PumpeMul-T-Pad8002-062-012https://www.amazon.com/Heat-Cold-Mul-T-Pad-Gaymar-TP700/dp/B00HFF7876. Von  Hinweis: Stryker bietet auch ähnliche beheizte Wassermäntel wie das "Mul-T-Pad C2Dx 8002-062-012" an.
InsulinVeterinärapothekehttps://mms.mckesson.com/product/294668/Novo-Nordisk-Pharmaceutical-00169183311
Ismatec Modell Ecoline Pumpe VC-280 IIIsmatecISM1078B-115
LTV 1200 Beatmungsgerät für KinderCarefusionhttps://coastbiomed.com/product/carefusion-ltv-1200-ventilator/?srsltid=AfmBOopSCKwTLmKhZXcI
CgGQHfiKwj__78jNWxVaznJCS
aq3RjXw2E-H.
Dieses Modell eines pädiatrischen Beatmungsgeräts wurde aus Krankenhausüberschüssen umfunktioniert und nicht gekauft. Jede handelsübliche intermittierende Pumpe oder Belüftungsmaschine ist ein geeigneter Ersatz.
Kabel der HauptpumpeLevitronix190-10331benötigen 2, eine für HA, eine für PV
MaPerSol Lösung zur Organkonservierung, 1L BeutelLösungen für die KonservierungPS005
Masterflex  Adapter Fittings, Luer auf Luer, T-Stück, Avantor VWRMFLX45508-56Materialart nicht kritisch
Masterflex  Weiblicher Luer 3/16" ID Widerhaken in natürlichem PVDF Reinraum hergestelltVWRMFLX40314-22Materialart nicht kritisch
Masterflex Ismatec Reglo Digital Pumpe mit MasterflexLive, 4-Kanal, 8-Rollen; 115/230 VACMasterflexMFLX78018-22https://www.avantorsciences.com/us/en/product/NA5139147/masterflex-ismatec-reglo-digital-multichannel-pumps-avantor
Masterflex Männlicher Luer 1/4" ID Widerhaken aus natürlichem PVDF Reinraum hergestellt, 10/PKVWRMFLX40318-27Materialart nicht kritisch
Masterflex Männlicher Luer 3/16" ID Widerhaken im natürlichen PVDF-Reinraum HergestelltVWRMFLX40318-22Materialart nicht kritisch
Medline Plazenta-Becken Standard-TablettsMedLineDYNJSPLACENTA
MEDTRONIC DLP 2" GEFÄSSKANÜLE, 3 MM ABGESCHRÄGTE SPITZESpezifikationenMDT30007
Memory-SchaumBester Preis Matratzehttps://www.amazon.com/Best-Price-Mattress-Twin-Topper/dp/B07999TQWB/ref=sr_1_2_sspa?crid=17LQXX80WX5FK&dib=eyJ2Ijo
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=d2lkZ2V0TmFtZT1zcF9hdGY& th=1
Neodym-Magnet mit geradem Loch ohne GewindeMcMaster Carr336K834
Stickstoff, 125 CU FTGrade 4.5 Hohe ReinheitRoberts SauerstoffNr. R32
Sauerstoff, 255 CU FTGrade 4.5 Hohe ReinheitRoberts SauerstoffR5
PDMSXA-2500: PermSelect  2500 Zentimeter großes Membranmodul -- Stachelverschraubung ohne MCCPermauswählenPDMSXA-2500Kann Luer- oder Stachelanschluss bekommen, aber der Anschluss ändert sich
Phenylephrin HCI-Injektion, USP 10 mg/ml 1 ml-FläschchenGesundheit geht vor1000520
Polyurethan-Warmhaltetuch für ORS-Flüssigkeitserwärmungssysteme, steril, 44" x 66"MedLineORS-300H
SchweineblutLampire7204911
Monitor für DrucksensorenPendoTECHPMAT2HR
PRISMAFLEX M60 SATZBaxter Healthcare Corp106696
PrismaSol BGK0/2.5 Ersatzlösung für die kontinuierliche Nierenersatztherapie, KEIN PVCBaxter110240S
Grundplatte für die PumpenmontageLevitronix190-10313benötigen 2, eine für HA, eine für PV
USB-Adapter für PumpeLevitronix100-30391benötigen 2, eine für HA, eine für PV
PuraLev TreibersystemLevitronix100-91025benötigen 2, eine für HA, eine für PV
PuraLev IP-Adapterkabel Levitronix190-10475benötigen 2, eine für HA, eine für PV
SHUNT-SENSOR SYS500 - CA = 20EA 98-0702-1541-7TerumoCDI510HKann abgelaufene Proben kaufen - funktioniert gleich, hat manchmal eine leichte pH-Drift
Einweg-Drucksensor, unsteril, 1/4 Zoll Schlauchtülle aus PolysulfonPendoTECHPREPS-N-025
Einweg-DrucksensorenPendoTECHPREPS-N-025Kann mit Sterilisation wiederverwendet werden, aber Sensor vor jedem Gebrauch testen
Natriumbicarbonat 8,4 % Lösung, LaborqualitätLabor-Gasse144-55-8
Natriumtaurocholat-HydratMillipore Sigma86339-25G
SolumedrolVeterinärapotheken/ahttps://mms.mckesson.com/product/1212228/Dr-Reddys-Laboratories-43598013074
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Spritzenpumpe (Pump 11 Elite)Harvard-Apparatur70-4504Benötigen Sie einen pro infundiertem Medikament
SpritzenschlauchGSSME2020
Warmwasserbereiter und ZirkulatorStipendium WissenschaftlichTC120
ZosynVeterinärapotheken/ahttps://mms.mckesson.com/product/1009456/Auromedics-Pharmaceuticals-55150011930

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