Name: Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-03T12:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 55 s
Description: Lernen Sie die intracerebroventrikuläre und intravenöse Injektionstechnik zur gezielten Wirkstoffabgabe im zentralen Nervensystem von neonatalen Mäusen. Diese Methoden ermöglichen die Überwindung der Blut-Hirn-Schranke sowie systemische Verteilung.

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Die Autoren bedanken sich bei John Marston für Experten der Tierhaltung und Dr. Marco A. Passini danken für die technische Unterstützung in der Anfangsphase dieses Projekts. Diese Arbeit wurde durch Zuschuss von der National Institutes of Health zur CLL (; R01HD054413 R01NS41584) finanziert.

1. Intrazerebroventrikuläre Injektion <ol><li> Der erste Schritt ist die Vorbereitung der Injektion Stammlösungen; diese Lösungen sind viralen Vektor, Plasmid-DNA, Drogen, und sollte unter sterilen Bedingungen injiziert werden. </li><li> Mix eine gewünschte Titer der viralen Vektor (5-7 ul insgesamt) mit 0,05% w / v Trypanblau in PBS zur Visualisierung der Injektionsstelle. </li><li> Plasmid-DNA-Lösung (5 l ul total) enthält D-(+)-Glucose 20% (w / v) (1 mL), Trypanblau (0,05%) PBS (1 mL), Plasmid (~ 5 ~ g / ~ L ) (2 ~ L) und 2,5 kDa linear PEI-Homopolymer (150 mM) (1 ~ L). </li><li> Immobilisierung der PND 2 Neugeborenen über Cryo-Anästhesie für 1-2 Minuten. </li><li> Die Nadel für diese Einspritzung verwendet wird, ein Mikro-Liter geeicht sterilisiert Glasmikropipette, die zu einer 3ml 3 ml Hamilton-Spritze durch ein langes Rohr befestigt ist. </li><li> Break the Spitze der Nadel (mit Spachtel), für 2 mm Eindringen in den Schädel passen. Stecken Sie die Nadel schräg in die Mikrozentrifugenröhrchen mit der Injektionslösung. Laden Sie die Injektionslösung in die Nadel durch vorsichtiges Ziehen Sie den Kolben der Spritze. </li><li> Nach der Aufnahme der Lösung, distanzieren Sie die Spritze aus der Tube, ziehen Sie den Kolben bis weitere und dann die Nadel wieder befestigen. </li><li> Halten Sie die Nadel in der rechten Hand zwischen Daumen und Zeigefinger und legen Sie die Spritze zwischen dem Mittel-und Ringfinger mit dem Kolben berühren die Handfläche der rechten Hand. </li><li> Fassen Sie die immobilisierten Maus fest an der Haut hinter dem Kopf mit der linken Hand und auf einem Glasfaser-Licht relevanten anatomischen Strukturen, die als Leitfaden genutzt werden kann erhellen. </li><li> Führen Sie die Nadel 2 mm tief, senkrecht zur Kopfoberfläche, an einer Stelle etwa 0,25 mm lateral der Pfeilnaht und 0,50-0,75 mm rostral des Neugeborenen Kranznaht (Abbildung 1A). Dann drücken Sie den Kolben mit der Handfläche des rechten Hand sehr langsam und vorsichtig. Monitor für geplatzten Gefäße oder Schwellungen im Gesicht. </li><li> Entfernen Sie die Nadel 15 Sekunden nach Beendigung der Kolbenbewegung, um den Rückfluss zu verhindern. </li><li> Sich zu erholen, halten die Mäuse für 5-10 Minuten in einer vorgewärmten Behälter, bis Bewegung und allgemeine Reaktionsfähigkeit wiederhergestellt ist. </li></ol> 2. Die intravenöse Injektion über die zeitliche / V. facialis <ol><li> Die Lösung injiziert werden sollten darauf vorbereitet sein und ergänzt werden mit gefilterter grüne Lebensmittelfarbe in 1:100 Verdünnung injiziert und unter sterilen Bedingungen. </li><li> Bringen Sie eine kleine Kunststoff-Luer, um das Ende einer 100 ul Glas Hamilton-Spritze. Um den Luer, legen eine 33 gauge 0,25 Zoll Injektionsnadel. Versichern, dass alle Teile richtig angeschlossen sind. </li><li> Legen Sie die Spritze mit dem Volumen injiziert werden, sicherzustellen, dass keine Luft in die Spritze, wie Einblasen von Luft in den Behälter ist tödlich. Es ist oft hilfreich, pipet die Lautstärke zu einem Stück Parafilm injiziert werden. Dies ermöglicht die übersichtliche Visualisierung der Aufnahme der Lösung in die Spritze. </li><li> A Wee Sight Transilluminator wird verwendet, um einfach visualisieren die oberflächliche temporale Vene oder Vena facialis, beim Neugeborenen (Abbildung 2A). Vor der Injektion sicher das Neugeborene den Transilluminator mit chirurgischen Band. Gaze sollte zwischen dem Neugeborenen und das Band, das Band aus Beschädigung der Haut des Tieres zu verhindern platziert werden. Sichern Sie das Tier auf dem Transilluminator auf seiner Seite, dass das Band nicht verhindern Atmung. Das Neugeborene Hals sollte vorsichtig gedreht werden, so dass die Vena facialis gut sichtbar ist und die Nase sollte mit Klebeband an den Kopf zu stabilisieren. </li><li> Mit einem 2.25X Kopfbandlupe, um eine einfachere Visualisierung zu ermöglichen, langsam die Nadel in die Vene. Die Vene ist sehr oberflächlich, so sollte die Nadel bleibt unter der Haut sichtbar. </li><li> Langsam ziehen die Menge der Lösung in die Vene. Der grüne Farbstoff ermöglicht eine einfache Visualisierung der Injektion. </li><li> Warten Sie 15 Sekunden vor dem Entfernen der Nadel, da es eine Verzögerung zwischen voll deprimierend den Kolben der Spritze und der Vertreibung der restlichen Lösung aufgrund der extrem schmalen Nadelbohrung. </li><li> Nach dem Entfernen der Nadel, verwenden Gaze, um Druck auf die Injektionsstelle gelten, bis die Blutung aufhört. </li><li> Überwachen Sie die Neugeborenen für Anzeichen von Leiden. Nach einer korrekten Injektion, sollte keine offenen Not beobachtet werden. Das Neugeborene sollte etwa 5 Minuten zu erholen, bevor es in den Käfig zurück gegeben werden. </li><li> Spülen Sie die Nadel / Spritze Einheit mit PBS in zwischen den Injektionen wie Blut in die Nadel schnell verstopfen wird es durch kleine Bohrung. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: ICV-Injektion: Das Gehirn kann zu verschiedenen Zeitpunkten nach der Injektion geerntet und visualisiert werden, um erfolgreich Injektionstechnik zu demonstrieren. Wenn der Farbstoff nicht zu der Injektionslösung gegeben, wird es schwierig sein, für die Richtigkeit der in Prüfungjection. Proper Injektion einer der Herzkammern wird Verteilung der Trypanblau auf das injizierte Seite des Gehirns ermöglichen ca. 10-15 Minuten nach der Injektion (Abbildung 1B). Eine gleichmäßige Verteilung der Trypanblau in der rechten und linken Gehirnhälften und Riechkolben sichtbar sein wird etwa 60 Minuten nach der Injektion (Abbildung 1C). Dies ist darauf zurückzuführen, um die Konnektivität der Hirnventrikel, dass die Verbreitung des blauen Farbstoffs zu den angrenzenden Ventrikel erlauben. Präzise Injektionen können auch visualisiert werden Zerstreuung der blaue Farbstoff in der rostralen zentralen Wirbelkanal etwa innerhalb von 12 Stunden nach der Injektion (Abbildung 1D). Ungenaue Injektionen können durch das Fehlen der blauen Farbe in Hemisphären unterscheiden. In diesem Fall wurde die Tiefe der Nadel nicht ausreichend und der Injektionslösung hat wahrscheinlich unter der Haut verteilt. Eine alternative Möglichkeit ist, dass die Nadel zu tief in das Gehirn eingedrungen, wodurch vorbei über die Ventrikel und die Lösung wird unter dem Hirnventrikel geleert. Iv Injektion: Präzise und effiziente zeitliche / V. facialis Injektion sofort visualisiert werden nach der Injektion. Da die Lösung injiziert wird, kann der grüne Farbstoff für die Visualisierung der Lösung eingeben und fließt durch die Vena facialis (Abbildung 2A). Darüber hinaus wird verändert die Hautfarbe der Maus nach Injektion beobachtet werden. Das Neugeborene ist normal rosa Farbe auf grün umgewandelt, aufgrund des Vorhandenseins von grünen Lebensmittelfarbe in der Injektionslösung (Abbildung 2B). Das Ausmaß der grünen Farbe ändern bei Neugeborenen beobachtet ist abhängig von der Konzentration an Farbstoff verwendet. Für eine einfache Visualisierung der Injektion und während einer Praxis Frist eine 1:50-Verdünnung empfohlen. Doch die dramatisch verändert Hautton führt oft zu der Welpe von der Mutter abgelehnt und damit die Entfernung der Farbstoff oder eine deutlich reduzierte Konzentration sollte während der experimentellen Verfahren in Betracht gezogen werden. Eine ungenaue Injektion wird in der Anhäufung von grünem Farbstoff unter die Haut an der Injektionsstelle führen. Unvollständige Injektion, die bei der Öffnung der Nadel ist nicht vollständig in die Vene eingeführt auftritt, wird gesehen, wenn eine Lösung in die Vene fließt und einige sammelt sich unter der Haut. Wenn dies beachtet, sollte die Nadel weiter in das Gefäß eingeführt werden. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Demonstration erfolgreicher ICV-Injektionen in PDN2 Mäusen. A) Schematische Darstellung der Injektionsstellen in ICV-Injektionen in die Ventrikel eingesetzt. B) Brain von ICV injiziert Pup mit Trypanblau in PBS auf der linken Herzkammer, Foto 15 Minuten nach der Injektion entnommen. C ) Brain von ICV injiziert mit Trypanblau in PBS Pup auf der linken Herzkammer, Foto aufgenommen 60 Minuten nach der Injektion. D) Rostral zentralen Wirbelkanal in ICV gezeigt injiziert wird mit Trypanblau in PBS pup am linken Ventrikels, Foto aufgenommen 12 Stunden nach der Injektion. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Demonstration erfolgreicher IV-Injektionen in PDN2 Mäusen. A) Schematische Darstellung der Vena facialis für IV-Injektionen genutzt. B) Pup injiziert IV mit grünem Farbstoff in PBS zu un-injiziert Wurfgeschwister verglichen, Foto sofort nach der Injektion entnommen.

<ol><li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li>
<li>Foust, K. D., Kaspar, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Over+the+barrier+and+through+the+blood%3A+to+CNS+delivery+we+go%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Cycle%22%5BJournal%5D)">Over the barrier and through the blood: to CNS delivery we go.</a> Cell Cycle. 24, 4017-4018 (2009).</li>
<li>Snyder, E. Y., Taylor, R. M., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+progenitor+cell+engraftment+corrects+lysosomal+storage+throughout+the+MPS+VII+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Neural progenitor cell engraftment corrects lysosomal storage throughout the MPS VII mouse brain.</a> Nature. 374, 367-370 (1995).</li>
<li>Passini, M. A., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Widespread+gene+delivery+and+structure-specific+patterns+of+expression+in+the+brain+after+intraventricular+injections+of+neonatal+mice+with+an+adeno-associated+virus+vector%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector.</a> J. Virol. 24, 12382-12392 (2001).</li>
<li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+neonatal+intravascular+injections%3A+modeling+newborn+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Assoc.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> J. Am. Assoc. Lab. Anim. Sci. 46, 50-54 (2007).</li>
<li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Lab. Anim. Sci. 49, 328-330 (1999).</li>
<li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat. Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li>
<li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nat. Biotechnol. 27, 59-65 (2009).</li>
<li>Passini, M. A., Watson, D. J., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+delivery+to+the+mouse+brain+with+adeno-associated+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Gene delivery to the mouse brain with adeno-associated virus.</a> Methods Mol. Biol. 246, 225-236 (2004).</li>
<li>Coady, T. H., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trans-splicing-mediated+improvement+in+a+severe+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Trans-splicing-mediated improvement in a severe mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 30, 126-130 (2010).</li>
<li>Baughan, T. D., Dickson, A., Osman, E. Y., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+bifunctional+RNAs+that+target+an+intronic+repressor+and+increase+SMN+levels+in+an+animal+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol.+Genet%22%5BJournal%5D)">Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 1600-1611 (2009).</li>
<li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li>
<li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene.+Ther%22%5BJournal%5D)">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 Forthcoming.</li>
<li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+a+read-through+inducing+compound%2C+TC007%2C+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol.+Genet%22%5BJournal%5D)">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li>
<li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li>
<li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li>
<li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene.+Ther%22%5BJournal%5D)">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Forschung mit Maus-Modellen der Erkrankung erfordert oft die Verabreichung von Medikamenten oder anderen Substanzen bei Neugeborenen. In diesem Video zeigen wir den Schritt-für Schritt-Verfahren mit zwei Arten der Injektion Strategien, die verwendet werden, um das ZNS Ziel kann sein: 1) direkte Injektion in das ZNS Nutzung intracerebroventrikuläre (ICV) Injektion, oder 2) iv Injektion gezielt die zeitliche / Vena facialis. Das Timing dieser Injektionen ist von großer Bedeutung. Da die ICV-Injektionen Freihand sind, muss...

<table border="1"><tbody><tr><th> Name des Reagenzes </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th><th> Kommentare (optional) </th></tr><tr><td> Green Food Dye </td><td> McCormick </td><td> n / a </td><td> Muss gefiltert werden </td></tr><tr><td> Hamilton Glasspritze (100 ul) </td><td> Sigma Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> LuerMxF Thema Style White Nylon </td><td> Kleine Teile, Inc. </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> Feinmaschiges Injektionsnadeln </td><td> Popper </td><td> 7111 </td><td> Größe: 33 (SWG) x ¼ &quot;(6,35 mm) </td></tr><tr><td> Wee Sight Transilluminator </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25X Kopfbandlupe </td><td> MagEyes </td><td> Modell Nr. 5 </td><td> Wählen Sie Vergrößerung auf individuelle Präferenzen passen </td></tr></tbody></table>

abgabe therapeutischer wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (icv) und intravenöse (iv) injektion in mäuse

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Trotz der schützenden Rolle, die Blut-Hirn-Schranke spielt in Abschirmung des Gehirns, schränkt den Zugriff auf das zentrale Nervensystem (ZNS), die am häufigsten Ergebnisse in Ausfall potenzieller Therapeutika für neurodegenerative Erkrankungen 1,2 ausgelegt. Neurodegenerative Erkrankungen wie Spinale Muskelatrophie (SMA), in denen die unteren motorischen Neuronen betroffen sind, können großen Nutzen aus der Einführung der Therapeutika in das ZNS. Der Zweck dieses Videos ist es, zwei verschiedene Injektions-Paradigmen demonstrieren, um therapeutische Materialien in neugeborenen Mäusen bald nach der Geburt zu liefern. Eine dieser Methoden ist direktes Einspritzen in zerebralen Seitenventrikel (intracerebroventrikuläre), die im Lieferumfang von Materialien in das ZNS durch die Liquor 3,4 ergibt. Die zweite Methode ist eine zeitliche Vene Injektion (iv) dass verschiedene Therapeutika in das Kreislaufsystem einführen können, was zu einer systematischen Lieferung einschließlich des ZNS 5. Die weit verbreitete Transduktion des ZNS ist erreichbar, wenn eine entsprechende viralen Vektors und virale Serotyp genutzt wird. Visualisierung und Nutzung der V. temporalis zur Injektion ist möglich bis zu postnatalen Tag 6. Allerdings, wenn die gelieferte Material soll das ZNS zu erreichen, sollten diese Injektionen stattfinden, während die Blut-Hirn-Schranke durchlässiger ist wegen seiner unreifen Status, vorzugsweise vor der postnatalen Tag 2. Die ausgereifte Blut-Hirn-Schranke schränkt die Wirksamkeit der intravenösen Lieferung. Beide Delivery-Systeme sind einfach und wirksam, wenn die chirurgische Eignung erreicht wird. Sie benötigen keine umfangreiche chirurgische Geräte und kann von einer einzigen Person durchgeführt werden. Allerdings sind diese Techniken nicht ohne Herausforderungen. Die geringe Größe der postnatalen Tag 2 Welpen und der anschließenden kleinen Zielgebieten können die Injektionen schwierig durchzuführen und zunächst schwierig zu replizieren.

Dieser Artikel zeigt zwei sehr unterschiedliche Methoden der Injektion: 1) in das Gehirn (intracerebroventrikuläre) und 2) systemischen (intravenösen), um die therapeutischen Wirkstoffe in das zentrale Nervensystem von neugeborenen Mäusen einzuführen.

Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse

Trotz der Schutzfunktion der Blut-Hirn-Schranke beim Schutz des Gehirns schränkt sie den Zugang zum zentralen Nervensystem (ZNS) ein, was für die meisten ...

In diesem Video werden intrazerebroventrikuläre und intravenöse Injektionsmethoden an neugeborenen Mäusen demonstriert. Bei der intrazerebroventrikulären Injektion wird die anästhesierte Maus zunächst auf eine faseroptische Lichtquelle gelegt, um den sagittalen und den transversalen Sinus zu beleuchten. Das Inokulum wird dann vorsichtig an einer Stelle lateral zur sagittalen und rostral zur koronaren Naht injiziert.Wenn der Eingriff korrekt durchgeführt wird, verteilt sich das Inokulum zunächst im injizierten Ventrikel und erreicht schließlich den anderen Ventrikel zur intravenösen Injektion. Die Maus wird auf einem Transluminator so fixiert, dass die Gesichtsvene freigelegt ist. Anschließend wird das Inokulum langsam direkt in die Vene injiziert und verteilt sich systemisch.Die Anwendung dieser Techniken hat Auswirkungen auf die Therapie zahlreicher Krankheiten und Störungen, da sie die optimale Platzierung von Therapeutika ermöglichen. Die ICV-Technik bietet eine Möglichkeit, die Blut-Hirn-Schranke zu überwinden, während die IV-Technik die systemische Abgabe von Therapeutika erlaubt. Bereiten Sie zunächst die Injektionslösung in einem Mikrozentrifugenröhrchen vor.In diesem Beispiel enthalten die Inokula Triam-Blau zur besseren Sichtbahnachung der Injektionsstelle. Verwenden Sie zur Injektion bei Mäusen eine sterilisierte und kalibrierte Glas-Mikropipettennadel, die über eine Reihe von Kunststoffschläuchen mit allmählich zunehmendem Durchmesser an eine dreimilliliter-Kunststoffspritze angeschlossen ist. Brechen Sie mit flachen Pinzetten die Spitze der Glasnadel so ab, dass sie drei Millimeter lang ist.Dadurch wird eine Penetration von mindestens zwei Millimetern in das Gehirn ermöglicht. Laden Sie die zu injizierende Lösung vorsichtig in die Glas-Mikropipettenspitze, indem Sie diese diagonal in das Mikrozentrifugenröhrchen stellen und den Spritzenkolben ziehen. Stoppen Sie das Ziehen am Kolben, sobald das Befüllen der Spitze abgeschlossen ist.Um eine Kontamination der Schläuche zu vermeiden, entfernen Sie die Spritze von dem mit der Glasmikropipette verbundenen Schlauchsystem. Ziehen Sie den Kolben vollständig heraus und setzen Sie die Nadel fest wieder auf. Halten Sie die Glasnadel der Mikropipette zwischen Daumen und Zeigefinger.Platzieren Sie die Spritze zwischen Ring- und kleinem Finger, wobei der Kolben die Handfläche der injizierenden Hand berührt, und betäuben Sie die zwei Tage alte Maus kryogen. Fassen Sie die kryogen betäubte Maus dann fest an der Haut an der Kopfbasis und platzieren Sie sie auf einer faseroptischen Lichtquelle, um den sagittalen oberen und den transversalen Sinus zu beleuchten. Die Injektionsstelle befindet sich etwa einen Viertelmillimeter seitlich auf beiden Seiten des Zusammenflusses dieser Sinus, wobei die Spritze senkrecht zur Schädeloberfläche gehalten wird.Führen Sie die Nadel zwei Millimeter tief ein. Drücken Sie mit der Handfläche der Injektionshand langsam den Kolben herunter, um die Lösung zu injizieren. Warten Sie 15 Sekunden, bevor Sie die Nadel entfernen, um Rückfluss zu verhindern, und überwachen Sie die Maus auf Schwellungen im Kopfbereich oder Anzeichen von gerissenen Gefäßen.Nach der Injektion des Mäuses legen Sie es fünf bis zehn Minuten lang in einen vorgewärmten Behälter, damit es sich erholen kann. Vergleichen Sie die injizierte Maus mit einer nicht injizierten Maus. Zehn bis fünfzehn Minuten nach der intrazerebroventrikulären Injektion eines Inokulums, das Triamblau enthält.Die Flüssigkeit sollte sich nach 60 Minuten auf der injizierten Seite des Gehirns verteilt haben, bedingt durch die Verbindung der Hirnventrikel; eine gleichmäßige Verteilung von Triam-Blau in beiden Großhirnhemisphären und Riechkugeln sollte sichtbar sein. Schließlich wird das Inokulum nach 12 Stunden im rostralen zentralen Rückenmarkskanal sichtbar sein. Bereiten Sie die Injektionslösung vor und geben Sie grüne Lebensmittelfarbe in einer Verdünnung von 1 zu 100 hinzu.Um die Injektion sichtbar zu machen, befestigen Sie einen kleinen Kunststoffköder an der Spitze einer 100-Mikroliter-Glaskolben-Hamilton-Spritze. Setzen Sie eine 33-Gauge-0,25-Zoll-Hypodermikanadel auf die Spritze auf und stellen Sie sicher, dass alle Teile sicher verbunden sind. Füllen Sie die Spritze mit dem zu injizierenden Volumen. Entfernen Sie unbedingt alle Luftblasen aus dem Inokulum, da die intravenöse Injektion von Luft tödlich ist. Befestigen Sie das Neugeborene mit chirurgischem Klebeband und Mullbinde am Transluminator. Befestigen Sie zunächst den Unterarm und den Körper am Transluminator und anschließend den Kopf, sodass die Gesichtsvene sichtbar ist.Stellen Sie sicher, dass das Klebeband locker genug ist, damit das Tier weiterhin atmen kann. Unter Verwendung einer 2,25 x Kopfvergrößerungslupe, um eine bessere Sichtbarkeit zu ermöglichen, führen Sie die Nadel langsam in die Vene ein. Da die Vene oberflächlich liegt, bleibt die Nadel unter der Haut sichtbar.Infundieren Sie das Inokulum langsam in die Vene. Warten Sie 15 Sekunden, bevor Sie die Nadel entfernen, um sicherzustellen, dass die gesamte Flüssigkeit ausgestoßen wird. Nach dem Entfernen der Nadel wenden Sie ein Stück Mull an, um Druck auf die Injektionsstelle auszuüben, bis die Blutung gestoppt ist.Bringen Sie das Neugeborene an einen warmen Ort zurück und lassen Sie es fünf Minuten lang zur Erholung. Überwachen Sie es auf Anzeichen von Belastung. Wenn die Injektion korrekt durchgeführt wurde, sollte das Tier keine Anzeichen von Unbehagen zeigen.Sobald sich die Maus erholt hat, bringen Sie sie in ihren Käfig zurück. Wenn die intravenöse Injektion korrekt durchgeführt wurde, wird das Neugeborene grün. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie gut verstehen, wie man ICV- und IV-Injektionen bei neugeborenen Mäusen durchführt.Mithilfe dieser Techniken kann der gewünschte therapeutische Wirkstoff injiziert werden.

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Forschung

JoVE Journal

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Medizin

Dieses Video zeigt die intrazerebroventrikuläre Injektion von Ommaya in einem Mausmodell. Die Methode ermöglicht eine lokalisierte Verabreichung potenzieller Wirkstoffkandidaten und umgeht die Blut-Hirn-Schranke.

Intrazerebroventrikuläre Injektion in der Maus: Eine von Ommaya vermittelte Methode zur direkten Verabreichung von Medikamenten an die Hirnventrikel des Mausgehirns

In diesem Video beschreiben wir eine Methode zur Implantation eines Katheters in die Halsvene eines Mausmodells, durch die experimentelle Wirkstoffe wie Medikamente und Tracerfarbstoffe intravenös in vivo verabreicht werden können. Eine solche Anordnung kann, wenn sie mit anderen Systemen verbunden ist, auch zur Überwachung der Hämodynamik und der Blutentnahme verwendet werden.

Katheterbasierte intravenöse Injektion von experimentellen Wirkstoffen: Eine Technik zur intravenösen Verabreichung von experimentellen Wirkstoffen durch die Halsvene im Mausmodell

Quelle: Li, D., et al. Direkte intrathekale Injektion von rekombinanten Adeno-assoziierten Viren in erwachsene Mäuse. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt das Verfahren zur intrathekalen Injektion von Adeno-assoziierten Viren (AAV) in die Zerebrospinalflüssigkeit (CSF) einer wachen Maus, einschließlich der Spritzenvorbereitung, der Ausrichtung der Wirbelsäule und des präzisen Einführens der Nadel. Diese Methode validiert die gezielte Verabreichung von Genen und unterstützt ihr Potenzial für...

Intrathekale Verabreichung von Viren in einem Mausmodell zur Behandlung von Erkrankungen des Zentralnervensystems

Tiermodelle der pädiatrischen Erkrankung früh einsetzende und aggressiven Krankheitsprogression zu erleben. Klinisch relevante Therapieabgabe, junge Maus-Modellen kann technisch schwierig sein. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-invasive Methode zur intravenösen Injektion neugeborene Mäuse innerhalb der ersten zwei Tage nach der Geburt des Lebens.

Intravenöse Injektionen in neugeborenen Mäusen

Hier beschreiben wir eine einfache Methode zur intrazerebroventrikulären und intravaskulären Injektion von Viruspartikeln oder fluoreszierenden Mikrokügelchen in das Gehirn von Neugeborenen. Das Lokalisationsmuster des Virus und der Nanopartikel konnte durch mikroskopische Auswertung oder durch in situ Hybridisierung nachgewiesen werden.

Intracerebroventricular und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln und Fluorescent Microbeads in die neonatale Gehirn

Eine Methode zur Abgabe neuronaler Stammzellen, anpassungsfähig für Injektionslösungen oder Suspensionen, durch die gemeinsame Halsschlagader (Maus) oder externe Halsschlagader (Ratte) nach ischämischem Schlaganfall wird berichtet. Injizierte Zellen sind breit über das Gehirn Parenchym verteilt und kann bis zu 30 d nach der Geburt nachgewiesen werden.

Intra-arterielle Lieferung von neuronalen Stammzellen an das Ratten- und Maushirn: Anwendung auf zerebrale Ischämie

Hier wird ein einfacher und schneller Ansatz zur Durchführung von intrazerebroventrikulären Injektionen bei Mäusen unter Verwendung eines Freihandansatzes (d.h. ohne stereotaktische Vorrichtung) beschrieben.

Intrazerebroventrikuläre Freihandinjektionen bei Mäusen

Das vorliegende Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt-Anweisungen für die Durchführung intrathekaler Injektionen bei neugeborenen Mäusen zur Geneditierung und Medikamentenabgabe.

Intrathekale Injektion von neugeborenen Mäusen zur Genomeditierung und Medikamentenverabreichung

Die Reparatur der Arteria intracarotisis in einem Mausmodell nach der Injektion stellt den Blutfluss in die Arterie wieder her, ohne die Verteilung des injizierten Materials negativ zu beeinflussen. Die Reparatur der Injektionsstelle erleichtert nachfolgende Injektionen durch dieselbe Arterie und beugt zerebraler Ischämie bei Mausstämmen vor, denen ein vollständiger Willis-Circle fehlt.

Erleichterung wiederholter Intrakarotis-Injektionen in Mausmodellen durch eine neuartige Reparaturtechnik an der Injektionsstelle

Eine lumbale intrathekale Injektion stellt einen translational relevanten Verabreichungsweg für die Verabreichung einer Gentherapie an das zentrale Nervensystem dar. Dieses umfassende standardisierte Protokoll für lumbale intrathekale Injektionen bei Neugeborenen, juvenilen und adulten Mäusen und Ratten soll Forscher bei der Übernahme dieser Technik für präklinische Gentherapiestudien unterstützen.

Lumbale intrathekale Injektion von Gentherapie-Vektoren für das Targeting des Zentralnervensystems bei Mäusen und Ratten

Lernen Sie die intracerebroventrikuläre und intravenöse Injektionstechnik zur gezielten Wirkstoffabgabe im zentralen Nervensystem von neonatalen Mäusen. Diese Methoden ermöglichen die Überwindung der Blut-Hirn-Schranke sowie systemische Verteilung.

Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse

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