Die Verwendung von Zystometrie in kleine Nagetiere: A Study of Bladder Chemosensorik

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, den Einfluss chemischer Verbindungen auf die Speicher- und Entleerungsfunktionen der Harnblase zu bestimmen. Dies wird erreicht, indem zunächst ein Katheter in die Harnblase implantiert wird. Nach einer kurzen Erholungsphase wird über den Katheter 30 Minuten lang eine Kontrolllösung infundiert.

Während über einen weiteren Zeitraum von 30 Minuten der intravesikale Druck und das ausgeschiedene Volumen aufgezeichnet werden, wird dem Tier eine Substanz von Interesse zugeführt. Letztendlich können die Ergebnisse zeigen, wie reizende Chemikalien auch das Miktionsmuster durch die Analyse der Miktionshäufigkeit beeinflussen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden, wie der Aufzeichnung der Kontraktilität der isolierten Harnblase, besteht darin, dass die Funktion dieses Organs unter physiologischeren Bedingungen untersucht werden kann.

Zum Beispiel bleiben die regulatorischen Funktionen des zentralen Nervensystems erhalten. Eine visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da die chirurgischen Schritte schwer zu erlernen sind, weil eine Reihe technischer Details und Handgriffe beachtet werden muss, um den Erfolg des Experiments sicherzustellen. Um den Schlauch vorzubereiten, der zuerst in die Harnblase implantiert werden soll, schneiden Sie ein PE-50-Röhrchen auf die gewünschte Länge zu und setzen ein kleines weißes Stück eines 18-Gauge-Katheters über den Hauptkatheter.

Erstellen Sie anschließend am Ende eine kleine Manschette, indem Sie ein Ende des Schlauchs mit der Flamme versiegeln, und spülen Sie ihn mit Kochsalzlösung aus, um etwaige Luft zu entfernen. Nun setzen Sie eine 10 bis 12 Wochen alte weibliche Ratte mit Isofluran narkotisch. Nach Einleitung der Anästhesie stellen Sie die Erhaltungsdosis von Isofluran ein.

Legen Sie das Tier auf den Rücken und setzen Sie eine kleine Anästhesiemaske aus einer 10-cc-Spritze auf. Nach der Rasur des Abdomens und der Desinfektion der Dermis wird die Operation durchgeführt. Die folgende Operation wird bei Ratten und Mäusen auf dieselbe Weise durchgeführt.

Beginnen Sie mit einer medianen Laparotomie im Unterbauch, um die Harnblase freizulegen. Danach folgt der kritischste Teil des Eingriffs. Unter dem Operationsmikroskop setzen Sie einen sogenannten sammelnden Stich in die Blasenkuppel unter Verwendung einer nicht resorbierbaren monofilen Sechser-Naht.

Danach mit einer Nadel eine kleine Zystostomie innerhalb des Schlauchligaturstichs durchführen. Den kuffierten PE-50-Katheter durch diese Öffnung einführen. Dünnere Katheterschläuche wie PE 10 können einen höheren und variableren Widerstand aufweisen und sind daher nicht zu empfehlen.

Befestigen Sie die Zugnaht um die Röhre mithilfe eines Chirurgenknotens. Ziehen Sie dann vorsichtig den Katheter nach außen, bis die kuffierte Spitze direkt unter der Naht liegt. Das Stück 18-Gauge-Katheter wird zur Naht hin geschoben, um ein Auslaufen zu verhindern.

Überprüfen Sie, ob zwischen Katheter und Blase Leckagen vorhanden sind. Bei sanfter Infusion von Kochsalzlösung. Dichten Sie Leckagen durch zusätzliche Nähte ab.

Schließen Sie nun die Bauchmuskulatur mit Monofileinheften, wobei ein Durchlass für den Katheter im oberen Teil des Schnitts verbleibt. Führen Sie den Katheter mithilfe einer hohlen Metallstange in die interskapuläre Region ein, um zu verhindern, dass die Tiere auf den Schlauch beißen. Nach der Operation sollte die Metallstange unter der Haut und oberhalb der Bauch- und Rückenmuskulatur platziert werden.

Schieben Sie die Sonde subkutan bis in die interskapuläre Region des Tieres vor. Schließen Sie die Bauchmuskulatur und die Haut mit nicht resorbierbaren Monofilexten, um die Operation abzuschließen. Nun ist es sehr wichtig, die Durchgängigkeit und Stabilität des implantierten Katheters zu überprüfen, indem Sie ihn mit Kochsalzlösung spülen.

Die Infusionslösung sollte die Harnblase verlassen und die Harnröhre passieren. Nach der subkutanen Verabreichung des Analgetikums verschließen Sie das äußere Ende des Katheters mit einer Plastikfolie und befestigen den Katheter an der Haut des unteren Rückens der Ratte. Schließlich lassen Sie das Tier 30 Minuten lang ausreichend Zeit zur Erholung.

Bevor Sie mit der Zytometrie beginnen, stellen Sie sicher, dass die Instrumente ordnungsgemäß kalibriert wurden. Stellen Sie die Ratte in einen Stoffwechselkäfig über einem Behälter, der Öl enthält und auf einer digitalen Waage steht. Als nächstes verbinden Sie den implantierten Katheter über einen Luer-Stutzen mit einem Dreiventil.

Der Katheter sollte mit dem Druckmessgerät und einer Infusionspumpe verbunden werden. Das Druckmessgerät ist über einen Verstärker an das Datenerfassungssystem angeschlossen, sowie an einen Computer, der mit Hilfe einer öffentlich verfügbaren Software die Kontrollmessungen beginnt, indem die Infusionspumpe gestartet wird, um Kochsalzlösung in die Harnblase zu leiten. Über einen Zeitraum von 30 Minuten wird der Stoffwechselkäfig über eine digitale Waage gehängt, die zur Abschätzung des vom Ratten urinierten Volumens verwendet wird.

Der intravesikale Druck wird während des Füllens und Entleerens der Blase aufgezeichnet. Im nächsten Schritt können Medikamente systemisch oder intravesikal verabreicht werden, während weitere 30 Minuten Daten gesammelt werden. Am Ende des Experiments sollte das Tier getötet werden.

Eine typische Druckkurve von einer Ratte zeigt, dass während der Flüssigkeitsinfusion ein langsamer Druckanstieg in der Harnblase erfolgt, bis ein bestimmter Schwellenwert erreicht ist. Dann zieht sich die Harnblase zusammen und der Harnsphinkter öffnet sich, wodurch die instillierte Lösung durch die Harnröhre abfließen kann. Dadurch wird die Harnblase entleert.

Die Kontraktion wird stoppen und der Druck wieder auf das basale Niveau absinken. Die von einer Maus gesammelten Daten weisen alle gleichen Merkmale auf. Die Zytometrie wurde verwendet, um die molekularen Zielstrukturen von Senföl oder mo MO zu identifizieren, einer hochreaktiven Verbindung, die seit Langem in experimentellen Modellen der Entzündung und Hyperalgesie viszeraler Organe wie der Harnblase eingesetzt wird.

Wie erwartet führte eine intravesikale Infusion von 10 Millimolar MO zu einer starken Abnahme des kontraktilen Intervalls bei Wildtyp-Mäusen. Merkwürdigerweise zeigten Mäuse, die defizient für den MO-Rezeptor TRPA A eins waren, unter denselben Bedingungen ein Ergebnis, das dem von Wildtypen ähnelte. Im Gegensatz dazu verursachte MO bei einem TRP V eins-Knockout-Mausstamm eine deutlich schwächere Veränderung der systemischen Parameter als beim Wildtyp; Doppelknockouts beider TRPA eins und TRP V eins reagierten nahezu nicht auf die M mo-Dosis.

Die Daten legen nahe, dass TRP V1 eine Schlüsselrolle bei der durch MO hervorgerufenen viszeralen Reizung spielen könnte. Die durchschnittliche momentane Miktionshäufigkeit vor und während der intravesikalen Infusion von MO stützt diese Daten. Die durchschnittliche Häufigkeit bezieht sich auf eine Infusion mit Kochsalzlösung.

Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig sicherzustellen, dass der Katheter fest mit der Harnblase verbunden bleibt, damit keine Leckage der infundierten Lösung in den Bauchraum auftritt. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie der intravesikale Druck gemessen wird, was die Implantation eines Katheters in die Harnblase und die Platzierung wacher oder anästhesierter Tiere auf einer Zytometriestufe unter kontrollierter Harnblasenperfusion beinhaltet.