Die Verwendung von Zystometrie in kleine Nagetiere: A Study of Bladder Chemosensorik

Ziel dieses Verfahrens ist es, den Einfluss chemischer Verbindungen auf die Speicher- und Entleerungsfunktionen der Blase zu ermitteln. Dazu wird zunächst ein Katheter in die Blase implantiert. Nach einer kurzen Erholungsphase wird eine Kontrolllösung für 30 Minuten über den Katheter infundiert.

Während der intravesikale Druck und das entleerte Volumen über weitere 30 Minuten aufgezeichnet werden, wird dem Tier eine interessante Verbindung infundiert. Letztendlich können Ergebnisse zeigen, wie reizende Chemikalien auch das Entleerungsmuster durch die Analyse der Entleerungshäufigkeit beeinflussen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden, wie der Aufzeichnung der Kontraktilität der isolierten Blase, besteht darin, dass die Funktion dieses Organs unter physiologischeren Bedingungen untersucht werden kann.

So bleiben beispielsweise die regulatorischen Wirkungen des Zentralnervensystems erhalten. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da die chirurgischen Schritte schwer zu erlernen sind, da es eine Reihe von technischen Details und Manövern gibt, die beachtet werden sollten, um den Erfolg des Experiments sicherzustellen. Um den Schlauch vorzubereiten, den Sie zuerst in die Blase implantieren möchten, schneiden Sie einen PE 50-Schlauch in der gewünschten Länge ab und legen Sie ein kleines weißes Stück 18-Gauge-Katheter über den Hauptkatheter.

Erstellen Sie dann eine kleine Manschette am Ende, indem Sie ein Ende des Schlauchs abflammen und mit Kochsalzlösung spülen, um jegliche Luft zu entleeren. Führen Sie nun bei einer 10 bis 12 Wochen alten weiblichen Ratte eine Anästhesie mit Fluor ein. Stellen Sie nach Einleitung der Anästhesie die Erhaltungsstufe des Fluorgehalts ein.

Positionieren Sie das Tier auf dem Rücken und legen Sie eine kleine Anästhesiemaske aus einer 10-ml-Spritze auf. Nachdem Sie den Bauch rasiert und die Dermis desinfiziert haben, fahren Sie mit der Operation fort. Die folgende Operation wird sowohl an Ratten als auch an Mäusen auf die gleiche Weise durchgeführt.

Beginnen Sie mit einer Laparotomie der unteren Mittellinie, um die Blase freizulegen. Als nächstes beginnt der kritischste Teil der Operation. Platzieren Sie unter einem Operationsmikroskop eine Naht in der Blasenkuppel mit einer nicht resorbierbaren monofilen Naht mit sechs Nullen.

Führen Sie anschließend mit einer Nadel eine kleine Zystostomie in der Handtasche durch. Führen Sie den PE 50-Katheter mit Manschette durch dieses Loch ein. Dünnere Katheterschläuche wie PE 10 können einen höheren und variableren Widerstand haben, daher werden sie nicht empfohlen.

Befestigen Sie die Geldbeutelschnur mit einem Chirurgenknoten um die Röhre. Ziehen Sie dann den Katheter vorsichtig nach außen, bis sich die gefesselte Spitze direkt unter der Naht befindet. Das Stück 18-Gauge-Katheter wird in Richtung der Naht geschoben, um ein Auslaufen zu verhindern.

Überprüfen Sie, ob der Katheter und die Blase undicht sind. Mit einem sanften Aufguss von Kochsalzlösung. Ziehen Sie eventuelle Leckagen mit zusätzlichen Nähten fest.

Verschließen Sie nun die Bauchmuskulatur mit monofilen Nähten und lassen Sie im oberen Teil des Schnitts einen Durchgang für den Katheter. Tunneln Sie den Katheter mit einem hohlen Metallstab in den interscapularen Bereich und verhindern Sie so, dass die Tiere in den Schlauch beißen. Nach der Operation sollte der Metallstab unter die Haut und über die Bauch- und Rückenmuskulatur gelegt werden.

Schieben Sie den Stab subkutan durch das Tier bis zum Schulterblattbereich. Schließen Sie die Operation ab, indem Sie die Bauchmuskulatur und die Haut mit nicht resorbierbaren monofilen Nähten verschließen. Es ist nun sehr wichtig, die Durchlässigkeit und Stabilität des implantierten Katheters durch Spülen mit Kochsalzlösung zu überprüfen.

Die Infusionslösung sollte aus der Blase austreten und die Harnröhre entzünden. Nachdem Sie das Analgetikum subkutan verabreicht haben, verschließen Sie das äußere Ende des Katheters mit einer Plastikfolie und verankern Sie den Katheter auf der Haut des unteren Rückens der Ratte. Lassen Sie das Tier abschließend 30 Minuten lang ruhen.

Stellen Sie vor Beginn der Zytometrie sicher, dass die Instrumente ordnungsgemäß kalibriert wurden. Setzen Sie die Ratte in einen Stoffwechselkäfig über einem Behälter mit Öl, der auf einer digitalen Waage ruht. Der nächste Schritt besteht darin, den implantierten Katheter über einen Köderstummel mit einem Drei-Wege-Hahn zu verbinden.

Der Wasserhahn sollte an den Druckmessumformer und eine Infusionspumpe angeschlossen werden. Der Druckmessumformer ist ferner über einen Verstärker mit dem Datenerfassungssystem verbunden, und ein Computer, der öffentlich zugängliche Software verwendet, beginnt die Kontrollmessungen, indem er die Infusionspumpe startet, um Kochsalzlösung in die Blase zu instillieren. Über einen Zeitraum von 30 Minuten wird der Stoffwechselkäfig über eine digitale Waage gehängt, die zur Schätzung des entleerten Volumens der Ratte verwendet wird.

Der intravesikuläre Druck wird aufgezeichnet, wenn sich die Blase füllt und entleert. Im nächsten Schritt können die Medikamente über weitere 30 Minuten Datenerhebung systemisch oder intravesikal verabreicht werden. Wenn der Versuch abgeschlossen ist, sollte das Tier getötet werden.

Eine typische Druckspur einer Ratte zeigt, dass es während der Flüssigkeitsinfusion zu einem langsamen Druckaufbau in der Blase kommt, bis eine bestimmte Schwelle erreicht ist. Dann zieht sich die Blase zusammen und der Harnschließmuskel öffnet sich, wodurch die eingeträufelte Lösung durch die Harnröhre gelangen kann. So wird die Blase entleert.

Die Kontraktion hört auf und der Druck sinkt wieder auf das Basalniveau. Daten, die von einer Maus erfasst werden, haben alle die gleichen Funktionen. Die Zytometrie wurde verwendet, um die molekularen Ziele von Senföl oder Mo MO zu identifizieren. MO ist eine hochreaktive Verbindung, die seit langem in experimentellen Modellen für Entzündungen und Hyperalgesie von viszeralen Organen wie der Harnblase verwendet wird.

Wie erwartet führte eine intravesikale Infusion von 10 millimolaren MO zu einer starken Abnahme des kontraktilen Intervalls bei Wildtyp-Mäusen. Seltsamerweise zeigten Mäuse, denen der MO-Rezeptor T RPA A eins fehlte, unter den gleichen Bedingungen ein ähnliches Ergebnis wie Wildtypen. Im Gegensatz dazu induzierte MO eine viel schwächere Änderung der systemtrischen Parameter in einer TRP V Ein-Knockout-Maus als in Wildtyp-Mausen. Doppel-Knockouts von TRPA eins und TRP V eins reagierten nahezu nicht auf die M mo-Dosis.

Die Daten deuten darauf hin, dass TRP V 1 eine Schlüsselrolle bei der viszeralen Reizung spielt, die durch mo induziert wird. Die durchschnittliche momentane Entleerungshäufigkeit vor und während der intravesikalen Infusion von MO unterstützt diese Daten. Die durchschnittliche Häufigkeit bezieht sich auf eine Kochsalzinfusion.

Bei diesem Verfahren ist es wichtig sicherzustellen, dass der Katheter fest mit der Blase verbunden bleibt, damit die Infusionslösung nicht in den Bauch austritt. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man den intravesikalen Druck misst, was die Implantation eines Katheters in die Blase und die Platzierung von wachen oder anästhesierten Tieren in ein Zytometriestadium unter kontrollierter Blasenprofusion beinhaltet.