Name: Hydrophobe Salz-modifizierte Nafion zur Enzymimmobilisierung und Stabilisierung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 16 s
Description: Erfahren Sie die Synthese eines hydrophob modifizierten Nafion-Polymers zur Enzymimmobilisierung. Diese Methode verbessert die Stabilität von Enzymen in Aktivitätsassays erheblich.

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Die Autoren danken dem Office of Naval Research, United Soybean Board und der National Science Foundation für finanzielle Unterstützung.

1. Modifizierung von Nafion mit quartären Ammoniumsalzen <ol><li> Schütteln eine Flasche von 5% w / v Nafion Suspension kräftig für ca.. 30 Sekunden bis die Nafion gewährleistet ist, gleichmäßig in der Lösung suspendiert. </li><li> Pipette aus 2 ml der nun erneut suspendiert Nafion in einen Glaskolben (Fläschchen Volumen konnte von 2,5 ml bis 10 ml enthalten). </li><li> Messen einer 3-fachen molaren Überschuss (bezogen auf die Sulfonsäuregruppen der Nafion-Polymer) des Alkylammonium Bromidsalz (gegebenenfalls Massen sind in Tabelle 1 gezeigt) und addieren, um das Fläschchen mit dem 2 ml Nafion. </li><li> Vortex das Fläschchen bei 1500 rpm für 10-15 Minuten. </li><li> Gießen Sie die viskose Lösung in einen Kunststoff Waagschale, die ca. misst. 3 x 3 cm, und verwenden Sie eine Pipette, um das restliche Lösung aus der Durchstechflasche zu übertragen auf die Waagschale. </li><li> Lassen Sie die Lösungsmittel zu verdampfen aus dem Gewicht Boot, wobei ein gelb / braun, transparenten Films auf dem Boden der Waagschale (FiBild 2). Die Geschwindigkeit der Verdampfung des Lösungsmittels sollte so sein, dass es mehr als 6 Stunden für alle Lösungsmittel verdampfen erfolgt. Wenn das Lösungsmittel verdunstet zu schnell, wird ein weißes, knusprigem Material anstelle Form eines transparenten Films anzeigt, dass der mizellaren Struktur des Polymers zerstört worden ist, und Sie müssen neu starten Sie den Vorgang. Wenn Lösungsmittelverdampfung zu langsam ist, kann eine de-Luftbefeuchter erforderlich sein, weil zu langsam, der Verdunstung führt typischerweise zu einer klebrigen, orange Gel und Sie müssen neu starten Sie den Vorgang. Typische Temperaturbereiche für Lösungsmittelverdampfung sind 20 bis 37 ° C. Die tatsächlichen Bedingungen für das Trocknen eine Funktion der relativen Feuchte und Temperatur in dem Raum, aber es ist wichtig, dass das Trocknen wobei langsam Mizellenstruktur beizubehalten, aber nicht zu langsam, um die Gelbildung zu ermöglichen. </li><li> Füllen Sie das Boot wiegt mit 18m Qcm de-ionisiertem Wasser (10-20 ml Wasser), Abdeckung, und lassen Sie sie für 12-24 Stunden einweichen, um überschüssige Alkylammonium Bromidsalze und HBr zu entfernen. </li><li&gt; Gießen (oder Pipette) aus dem Wasser und spülen Sie 3-mal mit genug DI-Wasser zu füllen Sie das Fach jeder Zeit. Schreiben darauf, keine der Polymerfolie während dieses Schritts zu verlieren. </li><li> Lassen Sie die Waagschale auf die unbedeckten sitzen, bis das Polymer vollständig trocken ist An dieser Stelle sollte das Polymer eine klare und etwas spröde Kunststoff-Folie sein. Auch wenn die Luft sehr feucht ist, kann eine de-Luftbefeuchter erforderlich sein, die Verdunstung in einer fristgerechten Weise zu vervollständigen. </li><li> Mit einem Spatel vorsichtig die getrocknete Film aus der Waagschale und übertragen sie in ein sauberes Glasgefäß. </li><li> Geben Sie 2 ml Ethanol und 3 Keramik-Misch-Perlen und Wirbel für 4 Stunden oder bis der Polymerfilm vollständig resuspendiert. </li></ol> 2. Immobilisierung von Enzymen in TBAB-Modified Nafion für Aktivitätstests <ol><li> Für einen trockenen Enzym, abwiegen 1-10 mg des Enzyms in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen, und fügen Sie 1 ml 100 mM Phosphatpuffer pH 7, eine 1-10 mg / ml Enzymlösung zu schaffen. For ein Enzym, das in Lösung ist, mit einem Bicinchoninsäure (BCA)-Probe 13, um die Menge des Proteins zu bestimmen, und geben eine entsprechende Menge von 100 mM Phosphatpuffer, um die Proteinkonzentration auf 1-10 mg / ml zu bringen. 1-10 mg / ml entspricht typischerweise bis 1-50 Nanomol / ml. </li><li> Um 120 ul der 1 mg / ml Enzymlösung mit 60 uL des Alkylammonium-modifizierte Nafion-Lösung, und Vortex für 10 Sekunden. (Dieses Gemisch kann für eine große Anzahl von Wiederholungen skaliert werden. Halten des Enzym-zu-Polymer-Lösung Verhältnis von 2:1.) </li><li> Pipette 60 pl des Enzyms / Polymer-Lösung in den Boden 3 separate 1 cm 2 Küvetten, und über Nacht trocknen lassen. </li></ol> 3. Assay von immobilisierter NAD-abhängigen Dehydrogenase-Enzym <ol><li> Um die Küvette, fügen 1,3 ml von 50 mM Natriumpyrophosphat (pH 8,8), 1,5 ml 15 mM NAD (frisch hergestellt) und 0,1 ml Wasser. </li><li> Legen Sie die Küvette in einem UV / VIS Spektralphotometer (dh ThermoScientific EvolutIon 260 Bio-und Thermo Spectronic Genesys 20) zu einer Wellenlänge von 340 nm eingestellt. </li><li> Null des Spektrometers, und dann 0,1 ml Ethanol. Mischen Sie die Reagenzien vorsichtig Pipettieren der Lösung auf und ab 5 mal. Für ein Leerzeichen mit 0,1 ml von zusätzlichem Wasser anstelle der 0,1 ml Ethanol. </li><li> Optische Dichte bei 340 nm nach 5 Minuten, nachdem die Reagenzien in die Küvette und 20 Minuten nach zugegeben. Zeichnen Sie die zwei Datenpunkte, um eine Steigung, die für die Tätigkeit Berechnungen verwendet werden können bekommen. </li></ol> 4. Assay von PQQ-abhängige Dehydrogenasen <ol><li> Um die Küvette, fügen Sie 1,5 ml Natriumphosphat (pH 7,3) und 200 ul von 600 um PMS. </li><li> Legen Sie die Küvette in einem UV / VIS Spektralphotometer, einstellbar auf eine Wellenlänge von 600 nm und dann auf Null das Spektrometer. </li><li> Fügen Sie 100 ul 700 ul und 200 ul DCIP des Substrats von Interesse (Ethanol, Acetaldehyd, Glycerin, Glucose, oder Glycerinaldehyd), und mischen Sie die Reagenzien durch vorsichtiges Pipettieren der solutIonen auf und ab 5 mal. Für einen leeren, verwenden Sie 200 ul Wasser anstelle des Substrats von Interesse. </li><li> Optische Dichte bei 600 nm nach 5 Minuten, nachdem die Reagenzien in die Küvette und 20 Minuten nach zugegeben. </li></ol> 5. Assay von immobilisierten Glucose-Oxidase <ol><li> Um die Küvette, 2,0 mL einer Lösung, die 0,2 M p-Hydroxybenzoesäure, 0,02% (w / v) Natriumazid, 128 U Peroxidase, 0,3 mM 4-Aminoantipyrin, 1 M Kaliumphosphat, und 50 mM Glucose. Mischen Sie die Lösung durch Auf-und Abpipettieren 5 mal. </li><li> Legen Sie die Küvette in einem UV / VIS Spektralphotometer einstellbar auf eine Wellenlänge von 510 nm auf. </li><li> Optische Dichte bei 510 nm nach 5 Minuten, nachdem die Reagenzien in die Küvette und wieder 20 Minuten nach zugegeben. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse Die micellare Struktur des modifizierten Nafion Polymer kann durch Trocknen des ursprünglichen Salz / Polymer-Co-gegossenen Film zu fas gestörtt. 2 zeigt ein Salz / Polymer-Mischung, die getrocknet worden ist vollständig um einen transparenten, hellbraun Film. Ein Film, der zu schnell trocknet in opaken weißen Flocken von Polymeren aufgrund der Tatsache, dass die Trocknung der micellaren Struktur zu zerstören führen. Sobald das modifizierte Nafion Polymer und Enzym gemischt worden und auf dem Boden einer Küvette zusammen gegossen, können enzymatische Aktivitäts-Assays verwendet, um die Stabilität des Enzyms in der Polymerfolie zu beurteilen. Tabellen 2-4 zeigen Testergebnisse von zwei Dehydrogenaseenzyme und Glucose-Oxidase in verschiedenen modifizierten Nafion Filme immobilisiert sind. Man beachte die höhere Aktivität der Enzyme, die gegen die Enzyme in Pufferlösung immobilisiert sind, die zeigen, dass modifizierte Polymere Nafion kann tatsächlich erhöhen die Aktivität bestimmter Enzyme (so genannte Überaktivität). Andere Enzyme haben Transport Beschränkungen auf, die spezifische Aktivität zu verringern, wenn sie bewegungsunfähig im Polymer (dh Cellulasen und Amylasen, deren Substrate sind recht groß Makromolekülen). <table border="1"><tbody><tr><td> Quaternäres Ammoniumsalz verwendet </td><td> 3-fachen Überschuss </td></tr><tr><td> T3A (Tetrapropylammoniumbromid) </td><td> 32,37 mg / ml </td></tr><tr><td> TBAB (Tetrabutylammoniumbromid) </td><td> 39,19 mg / ml </td></tr><tr><td> TPAB (Tetrapentylammoniumbromid) </td><td> 46,01 mg / ml </td></tr><tr><td> TEHA (triethylhexylammonium Bromid) </td><td> 32,37 mg / ml </td></tr><tr><td> TMHA (trimethylhexylammonium Bromid) </td><td> 27,25 mg / ml </td></tr><tr><td> TMOA (trimethyloctylammonium Bromid) </td><td> 30,66 mg / ml </td></tr><tr><td> TMDA (trimethyldecylammonium Bromid) </td><td> 34,07 mg / ml </td></tr><tr><td> TMDDA (Trimethyldodecylammonium Bromid) </td><td> 37,48 mg / ml </td></tr><tr><td> TMTDA (Trimethyltetradecylammoniumsalze Bromid) </td><td&gt; 40,89 mg / ml </td></tr><tr><td> TMHDA (trimethylhexadecylammonium Bromid) </td><td> 44,31 mg / ml </td></tr><tr><td> TMODA (trimethyloctadecylammonium Bromid) </td><td> 47,71 mg / ml </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Mengen von Tetraalkylammonium-Salze, die zum Nafion Polymer benutzt werden können. <table border="1"><tbody><tr><td> Art der Nafion </td><td> Enzymaktivität (U / g) </td></tr><tr><td> Buffer (kein Polymer) </td><td> 16,63 ± 8,11 </td></tr><tr><td> Nafion (un-mod.) </td><td> 9,25 ± 2,21 </td></tr><tr><td> TMTDA </td><td> 3,23 ± 2,92 </td></tr><tr><td> TBAB </td><td> 3,93 ± 3,33 </td></tr><tr><td> TMDDA </td><td> 4,19 ± 1,04 </td></tr><tr><td> TMOA </td><td> 3,51 ± 1,11 </td></tr><tr><td> TMDA </td><td> 8,00 ± 4,53 </td></tr><tr><td> TMHA </td><td> 1,68 ± 1,39 </td></tr><tr><td> TMHDA </td><td> 4,83 ± 0,99 </td></tr><tr><td> TMODA </td><td> 10,45 ± 3,20 </td></tr></tbody></table> Tabelle 2 NAD-abhängige Glucose-Dehydrogenase-Aktivität in ausgewählten modifizierten Polymeren Nafion (Anmerkung: immobilisierte Aktivität ist eine Funktion der anfänglichen spezifischen Aktivität des Enzyms) immobilisiert.. <table border="1"><tbody><tr><td> Art der Nafion </td><td> Die Enzymaktivität (mU / g) </td></tr><tr><td> Buffer (kein Polymer) </td><td> 7,18 ± 0,51 </td></tr><tr><td> Nafion (un-mod.) </td><td> 70,1 ± 0,5 </td></tr><tr><td> TMTDA </td><td> 133 ± 6 </td></tr><tr><td> TBAB </td><td> 244 ± 4 </td></tr><tr><td> TMDDA </td><td> 221 ± 6 </td></tr><tr><td> TMOA </td><td> 1,78 ± 0,63 </td></tr><tr><td> TMDA </td><td> 206 ±5 </td></tr><tr><td> TEHA </td><td> 40,1 ± 50,6 </td></tr><tr><td> TMHDA </td><td> 0 </td></tr><tr><td> TMODA </td><td> 1,45 ± 0,06 </td></tr></tbody></table> Tabelle 3 PQQ-abhängige Glucose-Dehydrogenase-Aktivität in ausgewählten modifizierten Polymeren Nafion (Anmerkung: immobilisierte Aktivität ist eine Funktion der anfänglichen spezifischen Aktivität des Enzyms) immobilisiert.. <table border="1"><tbody><tr><td> Art der Nafion </td><td> Enzymaktivität (U / g) </td></tr><tr><td> Buffer (kein Polymer) </td><td> 103,61 ± 3,15 </td></tr><tr><td> Nafion (un-mod.) </td><td> 19,93 ± 10,10 </td></tr><tr><td> TMTDA </td><td> 247,25 ± 12,49 </td></tr><tr><td> TBAB </td><td> 152,27 ± 5,29 </td></tr><tr><td> TMDDA </td><td> 262,05 ± 6,26 </td></tr><tr><td> TMOA </td><td> 129,18 ± 2,31 </td></tr&gt; <tr><td> TMDA </td><td> 141,23 ± 1,97 </td></tr><tr><td> TMHA </td><td> 131,75 ± 2,89 </td></tr><tr><td> TMHDA </td><td> 132,50 ± 1,18 </td></tr><tr><td> TMODA </td><td> 136,50 ± 0,96 </td></tr></tbody></table> . Tabelle 4 Repräsentative Glucoseoxidase spezifische Aktivität in ausgewählten modifizierten Polymeren Nafion (: immobilisierte Aktivität ist eine Funktion der anfänglichen spezifischen Aktivität des Enzyms beachten) immobilisiert. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3949/3949fig1.jpg" /> Abbildung 1. Schematische Darstellung der TBAB Einbau in Nafion-Polymer und die anschließende Verwendung in Enzymimmobilisierung. <img alt="2" src="/files/ftp_upload/3949/3949fig2.jpg" /> Abbildung 2. Optische Foto von anfänglichen Co-Gießfolien von Nafion und TBAB. Langsam trocknend liefert eine transparente, hellbraune Fettfilm über das bottom der Waagschale.

<ol><li>Calabrese-Barton, S., Gallaway, J., Atanassov, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzymatic+biofuel+cells+for+implantable+and+microscale+devices+Chem%5BTitle%5D)+AND+%22Rev%22%5BJournal%5D)">Enzymatic biofuel cells for implantable and microscale devices Chem.</a> Rev. 104, 4867-4886 (2004).</li>
<li>Cracknell, J. A., Vincent, K. A., Armstrong, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzymes+as+Working+or+Inspirational+Electrocatalysts+for+Fuel+Cells+and+Electrolysis%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Rev%22%5BJournal%5D)">Enzymes as Working or Inspirational Electrocatalysts for Fuel Cells and Electrolysis.</a> Chem. Rev. 108, 2439-2461 (2008).</li>
<li>Minteer, S. D., Liaw, B. Y., Cooney, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzyme-Based+Biofuel+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Enzyme-Based Biofuel Cells.</a> Curr. Opin. Biotechnol. 18, 228-234 (2007).</li>
<li>Callahan, J. W., Kosicki, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effect+of+Lipid+Micelles+on+Mitochondrial+Malate+Dehydrogenase%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">The Effect of Lipid Micelles on Mitochondrial Malate Dehydrogenase.</a> Canadian Journal of Biochemistry. 45, 839-851 (1967).</li>
<li>Martinek, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+of+the+Membrane+Environment+of+Enzymes%3A+Superactivity+of+Laccase+Entrapped+into+Surfactant+Reversed+Micelles+in+Organic+Solvents%5BTitle%5D)+AND+%22Biokhimiya%22%5BJournal%5D)">Modeling of the Membrane Environment of Enzymes: Superactivity of Laccase Entrapped into Surfactant Reversed Micelles in Organic Solvents.</a> Biokhimiya. 53, 1013-1016 (1988).</li>
<li>Moore, C. M., Akers, N. L., Hill, A. D., Johnson, Z. C., Minteer, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+the+Environment+for+Immobilized+Dehydrogenase+Enzymes+by+Modifying+Nafion+with+Tetraalkylammonium+Bromides%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Improving the Environment for Immobilized Dehydrogenase Enzymes by Modifying Nafion with Tetraalkylammonium Bromides.</a> Biomacromolecules. 5, 1241-1247 (2004).</li>
<li>Schrenk, M. J., Villigram, R. E., Torrence, N. J., Brancato, S. J., Minteer, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Mixture+Casting+Nafion+with+Quaternary+Ammonium+Bromide+Salts+on+the+Ion-Exchange+Capacity+and+Mass+Transport+in+the+Membranes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Membr.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of Mixture Casting Nafion with Quaternary Ammonium Bromide Salts on the Ion-Exchange Capacity and Mass Transport in the Membranes.</a> J. Membr. Sci. 205, 3-10 (2002).</li>
<li>Akers, N. L., Moore, C. M., Minteer, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+Alcohol%2FO2+Biofuel+Cells+Using+Salt-Extracted+Tetrabutylammonium+Bromide%2FNafion+Membranes+to+Immobilize+Dehydrogenase+Enzymes%5BTitle%5D)+AND+%22Electrochim.+Acta%22%5BJournal%5D)">Development of Alcohol/O2 Biofuel Cells Using Salt-Extracted Tetrabutylammonium Bromide/Nafion Membranes to Immobilize Dehydrogenase Enzymes.</a> Electrochim. Acta. 50, 2521-2525 (2005).</li>
<li>Sokic-Lazic, D., Minteer, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Citric+Acid+Cycle+Biomimic+on+a+Carbon+Electrode%5BTitle%5D)+AND+%22Biosens.+Bioelectron%22%5BJournal%5D)">Citric Acid Cycle Biomimic on a Carbon Electrode.</a> Biosens. Bioelectron. 24, 939-944 (2008).</li>
<li>Arechederra, R. L., Minteer, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+Oxidation+of+Glycerol+in+an+Enzymatic+Biofuel+Cell%5BTitle%5D)+AND+%22Fuel+Cells%22%5BJournal%5D)">Complete Oxidation of Glycerol in an Enzymatic Biofuel Cell.</a> Fuel Cells. 9, 63-69 (2009).</li>
<li>Germain, M., Arechederra, R. L., Minteer, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitroaromatic+Actuation+of+Mitochondrial+Bioelectrocatalysis+for+Self-Powered+Explosive+Sensors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Nitroaromatic Actuation of Mitochondrial Bioelectrocatalysis for Self-Powered Explosive Sensors.</a> J. Am. Chem. Soc. 130, 15272-15273 (2008).</li>
<li>Addo, P. K., Arechederra, R. L., Minteer, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+Enzyme+Cascades+for+Methanol%2FAir+Biofuel+Cells+Based+On+NAD%2B-Dependent+Enzymes%5BTitle%5D)+AND+%22Electroanalysis%22%5BJournal%5D)">Evaluating Enzyme Cascades for Methanol/Air Biofuel Cells Based On NAD+-Dependent Enzymes.</a> Electroanalysis. 22, 807-812 (2010).</li>
<li>Smith, P. K., Krohn, R. I., Hermanson, G. T., Mallia, A. K., Gartner, F. H., Provenzano, M. D., Fujimoto, E. K., Goeke, N. M., Olson, B. J., Klenk, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+protein+using+bicinchoninic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Measurement of protein using bicinchoninic acid.</a> Analytical Biochemistry. 150, 76-85 (1985).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

In der beschriebenen Verfahren werden Tetraalkylammonium-Salze eingesetzt, um kommerzielle Nafion zu modifizieren, um micellaren Polymere, die verwendet zu immobilisieren und stabilisieren Enzyme können zu schaffen. Die beschriebenen Tests in dem Verfahren zeigen, dass das Polymer verwendet werden, um eine Vielzahl von Enzymen mit einem hohen Beibehaltung der Aktivität zu immobilisieren. Wenn das interessierende Enzym hat eine sehr geringe Aktivität oder unrein ist, kann eine höhere Konzentration erforderlich sein und s...

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Nafion </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 70160 </td></tr><tr><td> Tetra Alkylammonium Bromidsalze </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> n / a </td></tr><tr><td> Alkohol-Dehydrogenase </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A3263 </td></tr><tr><td> Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid (NAD) </td><td> Simga-Aldrich </td><td> N7004 </td></tr><tr><td> Natriumpyrophosphat </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P8010 </td></tr><tr><td> Phenazinmethosulfat (PMS) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P9625 </td></tr><tr><td> 2,6-Dichlorindophenol (DCIP) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D1878 </td></tr><tr><td> Glucose-Oxidase </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G7141 </td></tr><tr><td> 4-Hydroxybenzoesäure </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 240141 </td></tr><tr><td> Natriumazid </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S8032 </td></tr><tr><td> Peroxidase </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P8375 </td></tr><tr><td> 4-Aminoantipyrin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 06800 </td></tr><tr><td> UV / VIS Spektralphotometer </td><td> Thermo </td><td> Evolution 260 Bio oder Spectronic Genesys 20 </td></tr><tr><td> Vortex Genie </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Analysenwaage </td><td></td><td></td></tr></tbody></taBLE&gt;

hydrophobe salz-modifizierte nafion zur enzymimmobilisierung und stabilisierung

Hydrophobic Salt-modified Nafion for Enzyme Immobilization and Stabilization

Im letzten Jahrzehnt gab es eine Fülle von Anwendungen für Enzyme immobilisiert und stabilisiert einschließlich Biokatalyse, Biosensoren und Biobrennstoffzellen. 03.01 In den meisten bioelektrochemische Anwendungen werden Enzyme oder Organellen auf einer Elektrodenoberfläche mit dem Einsatz von irgendeiner Art von immobilisierten Polymermatrix. Diese Polymer-Gerüst, sollten sich die Enzyme stabil und ermöglichen die einfache Diffusion von Molekülen und Ionen in die und aus der Matrix. Die meisten Polymere für diese Art der Immobilisierung verwendet werden auf der Grundlage Polyamine oder Polyalkohole - Polymere, die die Natur der Enzyme, dass sie und kapseln Stabilisierung des Enzyms durch Wasserstoff oder ionische Bindung zu imitieren. Ein weiteres Verfahren zur Stabilisierung von Enzymen ist die Verwendung von Micellen, die hydrophoben Regionen, die einzukapseln und stabilisieren Enzyme enthalten kann. 4,5 Insbesondere hat die Minteer Gruppe eine mizellare Polymer auf im Handel erhältlich Nafion entwickelt. 6,7 Nafionselbst ist ein Polymer, das micellare für den Kanal-unterstützte Diffusion von Protonen und anderen kleinen Kationen ermöglicht, aber die Micellen und Kanäle sind extrem klein ist und das Polymer sehr sauer durch Sulfonsäure Seitenketten, was ungünstig für Enzymimmobilisierung ist. Wenn jedoch Nafion mit einem Überschuß an hydrophoben Alkyl Ammoniumsalze, wie Tetrabutylammoniumbromid (TBAB) gemischt wird, ersetzen die quaternäre Ammoniumkationen die Protonen und werden die Gegenionen zu den Sulfonatgruppen an der Polymerseitenketten (1). Dies führt zu größeren Micellen und Kanälen innerhalb des Polymers, das für die Diffusion von großen Substraten und Ionen, die notwendig für die enzymatische Funktion wie Nikotinamid-Adenin-Dinukleotid (NAD) sind zu ermöglichen. Diese modifizierte Polymer Nafion wurde verwendet, um viele verschiedene Arten von Enzymen sowie Mitochondrien für den Einsatz in Biosensoren und Biobrennstoffzellen immobilisieren. 12.08 Dieser Beitrag beschreibt ein neuartiges Verfahren für die Herstellung dieser micEllar Polymer Enzymimmobilisierung Membran, die Enzyme stabilisieren können. Die Synthese des mizellenförmigen Enzymimmobilisierung Membran, dem Verfahren zur Immobilisierung von Enzymen in der Membran und den Assays zur Untersuchung enzymatische spezifische Aktivität des immobilisierten Enzyms sind unten aufgeführt.

In diesem Artikel wird das Verfahren zur Synthese eines hydrophob modifizierten Nafion Membran und Enzymimmobilisierung, wie Proteine ​​und / oder Enzyme in der Membran zu immobilisieren und Testen ihrer spezifischen Aktivität beschreiben.

Hydrophobe Salz-modifizierte Nafion zur Enzymimmobilisierung und Stabilisierung

In den letzten zehn Jahren gab es eine Vielzahl von Anwendungen für immobilisierte und stabilisierte Enzyme, darunter die Biokatalyse, Biosensoren und Biokraftstoffe ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, ein mykellares Polymer zur Immobilisierung und Stabilisierung von Enzymen herzustellen. Um dies zu erreichen, mischen Sie zunächst die Neon-Suspension mit dem Cheal-Ammoniumbromid-Salz und wirbeln die Mischung, um die protonierte Form von Nafion durch Ammoniumsalze auszutauschen. Im zweiten Schritt wird das resultierende Polymer getrocknet, indem die Mischung in ein Wannenboot gegossen und die Lösungsmittel verdunsten lassen. Als Nächstes den Polymeren in entionisiertes Wasser für 12 bis 24 Stunden einweichen, um überschüssiges Salz zu entfernen. Nach der Salzextraktion den Polymeren mit Wasser abspülen und anschließend vollständig durch Verdunstung trocknen lassen. Der letzte Schritt besteht darin, den Polymeren in ein sauberes Gefäß zu überführen und ihn zur Verwendung bei der Enzym-Immobilisierung in Lösungsmittel erneut aufzuschwemmen. Letztendlich wird dieser mykellare Polymerträger für die Immobilisierung von Enzymen eingesetzt, um die Stabilität von Enzymen in Aktivitätsassays zu verbessern.Im Allgemeinen werden Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten haben, da der Vorgang zwar äußerst einfach erscheint, die Trocknungsprozedur jedoch entscheidend für die Herstellung eines funktionsfähigen Polymers ist. Die Durchführung der Prozedur wird von Shu, einem Doktoranden in meinem Labor, demonstriert, um mit der Modifizierung von Nafion mit Nerium-Ammoniumsalzen zu beginnen. Geben Sie ein dreifaches molares Überschussvolumen bezogen auf die Säuregruppen des Nafion-Polymers an Alkylammoniumbromid-Salz ein.Überführen Sie das Alk-Ammoniumbromid-Salz kräftig in ein Glasfläschchen. Schütteln Sie eine Flasche mit einer 5 %igen (Gewicht pro Volumen) Nafion-Suspension etwa 30 Sekunden lang, um sicherzustellen, dass das Nafion gleichmäßig in Lösung suspendiert ist. Pipettieren Sie zwei Milliliter des nun erneut suspendierten Nafions ab und geben Sie es zu dem Glasfläschchen mit dem AGU-Ammoniumbromid-Salz hinzu.Versetzen Sie das Gefäß bei 900 U/min für 10 bis 15 Minuten im Vortex. Gießen Sie anschließend die viskose Lösung in eine Kunststoff-Wägepfanne und übertragen Sie mithilfe einer Pipette jegliche Restlösung aus dem Gefäß in die Wägepfanne. In diesem Beispiel ist das Boot teilweise abgedeckt und wird zur vollständigen Verdunstung der Lösungsmittel aus der Wägepfanne mit einer Verdunstungsrate, die mehr als sechs Stunden dauert, auf der Laborbank belassen.Die vollständige Verdampfung des gesamten Lösungsmittels mit der geeigneten Verdampfungsrate sollte einen gelben oder braunen transparenten Film auf dem Boden der Wägepfanne hinterlassen, wie hier gezeigt. Wenn das Lösungsmittel zu schnell verdampft, bildet sich anstelle eines transparenten Films ein krustiges oder kristallines Material, was darauf hinweist, dass die mikrozellulare Struktur des Polymers zerstört wurde. Wenn die Lösungsmittelverdampfung zu langsam erfolgt oder das Ammoniumsalz zu lange reagieren darf und dabei zu viel Wasserdampf aufnimmt, bildet sich entweder ein klebriges oranges Gel oder ein weißes kristallines Material.In beiden F&auml;llen muss das Verfahren erneut gestartet werden. Nachdem das gesamte L&ouml;sungsmittel mit der geeigneten Verdampfungsrate verdunstet ist, f&uuml;llen Sie die W&auml;geschale mit 10 bis 20 Milliliter 18 Megaohm-Zentimeter entionisiertem Wasser, decken Sie sie ab und lassen Sie sie 12 bis 24 Stunden lang einweichen, um &uuml;bersch&uuml;ssige Alkylammoniumbromid-Salze und HBr zu entfernen. 12 bis 24 Stunden sp&auml;ter pipettieren Sie das Wasser ab und geben so viel entionisiertes Wasser hinzu, dass die Schale vollst&auml;ndig gef&uuml;llt ist. Achten Sie darauf, stets vom Polymerfilm weg zu pipettieren, um Verluste zu vermeiden.Spülen Sie insgesamt dreimal nach den Spülvorgängen. Lassen Sie das Wiegetablett unbedeckt stehen, bis das Polymer vollständig trocken ist. Wenn es vollständig trocken ist, sollte das Polymer ein durchsichtiger und leicht spröder Kunststofffilm sein.Im Gegensatz dazu weisen Polymere, die nicht ordnungsgemäß getrocknet wurden, nach der Salzauszugung ein ganz anderes Erscheinungsbild auf, wie hier gezeigt. Entfernen Sie vorsichtig mit einem Spatel den getrockneten Film aus der Wägepfanne und überführen Sie ihn in ein sauberes Glasfläschchen. Geben Sie zwei Milliliter Ethanol und drei keramische Mischkugeln hinzu und wirbeln Sie vier Stunden lang oder bis der Polymerfilm vollständig resuspendiert ist. Die alkyammoniummodifizierte Nathe-On-Lösung ist nun bereit zur Verwendung für die Enzymimmobilisierung. Falls das zu immobilisierende Enzym ein trockenes Enzym ist, wiegen Sie ein Milligramm des Enzyms in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen ab und geben ein Milliliter eines 100 Millimolar pH-7-Phosphatpuffers hinzu, um eine Enzymlösung mit einer Konzentration von einem Milligramm pro Milliliter herzustellen. Überführen Sie 120 Mikroliter der Enzymlösung mit einer Konzentration von einem Milligramm pro Milliliter in ein neues Röhrchen.Geben Sie 60 Mikroliter der ALK-ammoniummodifizierten Nafion-Lösung hinzu und wirbeln Sie 10 Sekunden lang im Vortex. Das Verhältnis von Enzym zu Polymerlösung muss bei einer Vergrößerung der Menge für eine große Anzahl von Replikaten zwei zu eins betragen. Geben Sie abschließend jeweils 60 Mikroliter der Enzym-Polymer-Lösung in den Boden der drei separaten Küvetten mit einer Fläche von je einem Quadratzentimeter und lassen Sie sie über Nacht trocknen.Die Stabilität des Enzyms im Polymerfilm kann anschließend anhand von enzymatischen Aktivitätsanalysen wie gezeigt bewertet werden. Um diese Analyse zu beginnen, geben Sie die folgenden Reagenzien in das Vial, in dem die modifizierte Nafion-Polymermatrix mit dem NAD-abhängigen Dehydrogenase-Enzym abgeschieden wurde: 1,3 Milliliter 50 Millimolarer Natriumpyrophosphat, 1,5 Milliliter frisch hergestelltes 15 Millimolares Nicotinamidadenindinukleotid oder NAD und 0,1 Milliliter Wasser.Platzieren Sie die Küvette in einem UV-sichtbaren Spektrophotometer, das auf eine Wellenlänge von 340 Nanometern eingestellt ist. Geben Sie 0,1 Milliliter Ethanol in die Küvette und mischen Sie die Reagenzien, indem Sie die Lösung fünfmal vorsichtig auf- und abpipettieren. Verwenden Sie für die Blindprobe anstelle der 0,1 Milliliter Ethanol 0,1 Milliliter zusätzliches Wasser. Notieren Sie fünf Minuten nach Zugabe der Reagenzien zur Küvette die Extinktion bei 340 Nanometern.Messen Sie die Extinktion erneut 20 Minuten nach Zugabe der Reagenzien zur qve; diese beiden Datenpunkte werden aufgetragen, um eine Steigung zu erhalten, die zur Berechnung der enzymatischen spezifischen Aktivität immobilisierter pq verwendet werden kann. Pipettieren Sie diese Reagenzien in die mit dem modifizierten Nafion-Polymer und PQQ-abhängiger Dehydrogenase co-kastete qve. 1,5 Milliliter Natriumphosphat und 200 Mikroliter 600 Mikromolar pH-Methylsulfat oder PMS.Platzieren Sie die Probe in einem UV-sichtbaren Spektrophotometer, das auf eine Wellenlänge von 600 Nanometern eingestellt ist, und tariert das Gerät. Fügen Sie 100 Mikroliter einer Mischung aus 700 Mikrolitern Chlorogenol oder DCIP und 200 Mikrolitern des gewünschten Substrats hinzu. Mischen Sie die Reagenzien, indem Sie die Lösung fünfmal vorsichtig auf- und abpipettieren, um eine Blindprobe herzustellen.Verwenden Sie 200 Mikroliter Wasser anstelle des Substrats der Wahl. Fünf Minuten nach Zugabe der Reagenzien. Messen Sie die Extinktion bei 600 Nanometern. Messen Sie die Extinktion erneut 20 Minuten nach Zugabe der Reagenzien, um diesen Assay zu starten. Geben Sie hinzu zur Q VET co-gewalzten mit dem modifizierten Nafion-Polymer und Glucose-Oxidase. Zwei Milliliter einer Lösung, die Folgendes enthält: 0,2 molares p-Hydroxybenzoesäure, 0,02 % Natriumazid, 128 Einheiten Peroxidase, 0,3 Millimolares 4-Aminoantipyrin, einmolarer Kaliumphosphat und 50 Millimolares Glucose.Gibt die Lösung durch fünfmaliges Auf- und Abpipettieren an. Stellen Sie den Q vet in ein UV-sichtbares Spektrophotometer, das auf eine Wellenlänge von 510 Nanometern eingestellt ist. Fünf Minuten nachdem die Reagenzien dem qve zugesetzt wurden.Messen Sie die Absorption bei 510 Nanometern. Nehmen Sie danach die Absorption erneut 20 Minuten nach Zugabe der Reagenzien auf. Diese Tabelle zeigt die Ergebnisse des Assays zur NAD-abhängigen Glucose-Dehydrogenase-Aktivität, die an immobilisierte und ausgewählte modifizierte Nafion-Polymere gebunden ist.Es wurde beobachtet, dass die immobilisierte, NAD-abhängige Glucosedehydrogenase eine geringere spezifische Aktivität aufwies als das Enzym in Pufferlösung. Dies liegt daran, dass Polymermembranen den Transport großer Moleküle vermindern; obwohl Glucose, das Substrat des Assays, klein ist, muss das Cofaktor NAD in die Membran hinein- und wieder herausdiffundieren. Bei NAD-abhängigen Dehydrogenasen verringert die durch die Immobilisierung im Polymer bedingte Transportbegrenzung die beobachtete enzymatische Aktivität.In der folgenden Tabelle sind die Ergebnisse von Assays zur Aktivität der PQQ-abhängigen Glucosedehydrogenase dargestellt, die auf immobilisierten und ausgewählten modifizierten Nafion-Polymeren getestet wurde. Es ist wichtig anzumerken, dass die auf den meisten Nafion-Filmen immobilisierten Enzyme eine höhere Aktivität aufweisen als die Enzyme in Pufferlösung. Da die PQQ-abhängige Glucosedehydrogenase ein membranassoziiertes Protein ist, bietet das hydrophobe, modifizierte My-Zellulär-Nafion eine membranähnlichere Umgebung als der Puffer, um die aktive PQQ-abhängige Glucosedehydrogenase zu stabilisieren, wodurch die Enzymaktivität gesteigert wird.Letztlich die repräsentativen Assayergebnisse der spezifischen Aktivität von Glucose-Oxidase. Immobilisierte und ausgewählte modifizierte Nafion-Polymere sind in dieser Tabelle dargestellt. Die enzymatischen Assays für jedes der Polymere mit jeweils einem der drei Enzyme zeigen, dass die Trends der relativen spezifischen Aktivität im Vergleich zum Enzym in Lösung von dem jeweiligen Enzymsystem abhängen.Daher muss das genaue für jedes Enzym benötigte Polymer optimiert werden. Bei dem Versuch, dieses Verfahren durchzuführen, ist es wichtig, daran zu denken, dass der Trocknungsschritt für dieses spezielle Verfahren entscheidend ist.

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