Name: Juxtacellular Überwachung und Lokalisierung von einzelnen Neuronen im Sub-kortikalen Hirnstrukturen der Alarm, Head-zurückhaltende Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 41 s
Description: Erfahren Sie die juxtazelluläre Aufzeichnung einzelner Neuronen in subkortikalen Hirnstrukturen wacher, kopffixierter Ratten. Diese Methode ermöglicht präzise neuronale Aktivitätsmessungen mit anatomischer Lokalisierung.

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Wir danken den Canadian Institutes of Health Research (Zuschuss MT-5877), den National Institutes of Health (Zuschüsse NS058668 und NS066664) und der US-Israeli Binational Foundation (Zuschuss 2003222) für die Finanzierung dieser Studien.

(- 350 g 250) in Übereinstimmung mit staatlich vorgeschriebene Tierpflege und Richtlinien zur Verwendung und wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee an der Universität von Kalifornien San Diego genehmigten Versuchsprotokolle wurden an weiblichen Long-Evans-Ratten durchgeführt. 1. acclimating den Rat zur Körperrückhalte HINWEIS: Setzen Sie die Ratte auf einer eingeschränkten Diät. Führen Sie die Ratte einmal am Tag unmittelbar nach jedem täglichen Umgang Sitzung, um die Ratte auf die Zurückhaltung (siehe unten) zu akklimatisieren. Geben Sie genug Futter, um das Tier bei 80% des Ausgangsgewicht zu halten. Diese Menge ist ungefähr 6 Gramm Futter pro Tag für einen 250 g weibliche Long Evans Ratten. <ol><li> Akklimatisieren die Ratte, die von den Menschen behandelt werden. Zurückhalten vorsichtig die Ratte mit der Hand für einen Zeitraum von ca. 5 s alle 30 sec. Tun Sie dies für 15 Minuten ein Tag, an 2 aufeinander folgenden Tagen. Überwachen Sie die Ratten täglich auf Anzeichen von Stress während der Ausbildungszeit. Symptome sind kämpfen in Reaktion auf Zurückhaltung, Stimmgebung und zahn Rattern. </li><li> Am 3. Tag, legen Sie die Ratte in einem Körper-beschränke Stofffutteral (Bild 1) für 15 Minuten pro Tag an zwei aufeinander folgenden Tagen. </li><li> Am 5. Tag, legen Sie die Ratte in der Socke, und legen Sie die Socke in einem starren Rohr auf der Versuchsvorrichtung (Abbildung 4). Verlassen Sie die Ratte in der Röhre für 15 Minuten ein Tag, an 2 aufeinander folgenden Tagen. </li><li> Feed the rat unmittelbar nach jeder Trainingseinheit. Am Ende der letzten Sitzung (6. Tag) erhalten freien Zugang zu Nahrung. Wählen Sie für die Implantation nur die Ratten, die keine Zeichen einer übermäßigen Betonung auf der letzten Trainingstag zeigen müssen. Hinweis: Obwohl Auswahl von Ratten implantiert ist subjektiv, in der Hand über 90% der Ratten gefunden wurden, die auf die Gewöhnung und fähig Implantation sein. </li></ol> 2. Implantation des Aufnahmekammer und Kopfstützenmechanismus <ol><li> Machen Sie eine WiederKonferenz Draht durch Löten blanken Edelstahldraht mit einem Pin-Anschluss. Schneiden Sie den Draht, so dass 3-5 mm verbleibt durch den Stift aufgedeckt. Autoklavieren den Referenzdraht, zusammen mit allen chirurgischen Instrumenten. </li><li> Verwalten Ketamin / Xylazin Anästhesie. Verabreichen 95 mg / kg Ketamin mit 5 mg / kg Xylazin intraperitoneal gemischt. Die Anfangsdosis dauert 1 ½ bis 2 Stunden. Ergänzen Sie die Betäubung jedes 30-45 Minuten danach, je nach Bedarf. Augen des Tieres Schmieren mit einer Augensalbe. </li><li> Überprüfen Sie die Zehen Rückzug Reflex auf die Ebene der Anästhesie zu bestimmen und Aufrechterhaltung einer Narkose wie nötig. </li><li> Legen Sie die Ratte in einem stereotaktischen Halterahmen mit Ohr Bars (3A). Rasieren Sie die Haare auf dem Kopf und desinfizieren Sie die Wunde mit PVP-Jod (10% ige Lösung). Darauf achten, dass die Ohr Bars angemessen einzusetzen, so dass sie nicht das Trommelfell beschädigen. Ear-Bars mit stumpfen Spitzen sind zu bevorzugen. </li><li> Einen Einschnitt mit einem Skalpell Angleirungsweise entlang der Mittellinie des Schädels vom rostro-kaudale Ebene der Augen nach hinten von den Ohren. Mit einer Schere zu schneiden und entfernen Sie eine 2-3 mm Hautstreifen auf beiden Seiten des Einschnitts. </li><li> Kratzen Sie die Knochenhaut, um die Oberfläche des Schädels aus, um den seitlichen Rillen schützen. Decken Sie die freiliegende Schädel mit dünnen Sekundenkleber. </li><li> Bohren Sie ein kleines Loch, mit einem etwas kleineren Durchmesser als 0-80 Schrauben, mit einem Bohrer Grat ½ mm Durchmesser (siehe Materialien Abschnitt). Bohren Sie das Loch unmittelbar posterior, wo der Bregma Naht trifft die seitliche Kante, und in einem 30-45 ° -Winkel in den Schädel, so dass die Schraube mit dem oberen Seiten mehr als den Grund zu gehen in. </li><li> Schrauben Sie in einem 0-80 Flachboden-Maschinenschraube in das Loch (ca. 3 Umdrehungen), bei 30 bis 45 ° -Winkel. Darauf achten, dass Schrauben in zu tief, um eine Beschädigung der darunter liegenden Hirngewebe. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für 6 zusätzliche Schrauben in der Konfiguration gezeigt <strong&gt; (3B). Sekundenkleber auf der Basis aller Schrauben. </li><li> Legen Sie eine Spritzennadel in der stereotax Manipulator. Messen Sie von der Bregma Naht und eine Delle in den Schädel mit der Nadel in der Nähe, aber außerhalb des gewünschten Kraniotomie Lage als Referenzmarke. HINWEIS: In dieser Demonstration, die stereotaktischen Koordinaten der Marke sind 3 mm posterior und 1 mm lateral zum Bregma Naht. </li><li> Markieren Sie die Delle mit einem wasserfesten Stift. Beachten Sie die stereotaktischen Koordinaten der Marke, da sie als stereotaktischen Referenzpunkt dienen (3B). </li><li> Einen Kraniotomie auf den gewünschten Koordinaten (3 mm posterior und 3 mm lateral zum Bregma in diesem Beispiel) zentriert ist. Verlassen Sie die Dura mater intakt. Decken die Kraniotomie mit modifizierten künstliche Zerebrospinalflüssigkeit (125 mM NaCl, 10 mM Glucose, 10 mM HEPES, 3,1 mM CaCl 2, 1,3 mM MgCl 2, pH 7,4), 13 (3C). </li&gt; <li> Schneiden Sie ein 0,2 ml-Zentrifugenröhrchen, um 4 - 5 mm in der Länge, und schneiden Sie die Kappe. Das Röhrchen wird auf dem Schädel und zentrieren es über die Kraniotomie. </li><li> Anwenden Zahnzement auf der Unterseite des Rohres, um den Boden des Rohres zum Schädel abzudichten. Achten Sie darauf, Zement in die freigelegte Schädel (3D) auslaufen. </li><li> Bohren Sie ein anderes kleines Loch (ca. ½ mm Durchmesser) in der Gegenschädelplatte und sorgfältig legen Sie die Referenzdraht. Konstruieren Sie die Referenzdraht durch Löten einen Stift, der mit dem Aufzeichnungsverstärker bis zum Ende des Drahtschnittstellen (siehe Ausstattung Abschnitt). Den Referenzdraht nicht bewegen, sobald es im Gehirn, da dies zu Schäden. </li><li> Sekundenkleber auf das Loch, in dem der Draht eingeführt wird. Dadurch wird der Bolzen und Draht anstelle vorübergehend zu versiegeln. </li><li> Man vermischt die beiden Teile des Silikongels Kit (siehe Materialien Abschnitt) in etwa gleichen Teilen. Warten Sie zwei Minuten Mischen und fill die Zentrifugenröhrchen etwa ⅓ voll mit Gel. </li><li> Befestigen Sie einen rechten Winkel Stützenklemme (siehe Materialien Abschnitt) an der Kopfstütze bar. Befestigen der Kopfplatte (2A) auf die Halteleiste (2B) in einem 45 ° Anstellwinkel so dass die Unterseite der Platte in Richtung auf die Nase des Tieres. Es ist hilfreich, einen Neigungsmesser zu verwenden, um den Neigungswinkel eingestellt, dass der Versuchsvorrichtung (Abbildung 4) entsprechen. </li><li> Befestigen Sie die Haltestange an die stereotax Manipulatorarm so dass die Stange parallel zu den Ohr Bars ist. Senken Sie die Bar und Platte, so dass die Platte posterior der Lambdanaht und anterior der Schwanz äußersten Schraube. </li><li> Ziehen Sie die vordere Kopfschraube (eine 8-32 Bolzen oder Schrauben, siehe Materialien Abschnitt) bei ca. 45 ° Winkel mit einer helfenden Hände Arm und Klemme, so dass der Kopf der Schraube nach unten zeigt und in Richtung der Schwanz des Tieres. Senken Sie die Schraube, so dass es die Ameise berührterior 0-80 Schrauben (3F, G). </li><li> Sichern Sie die Schraube und Platte an Ort und Stelle mit Zahn Acryl. Anwenden Dentalacryl um die Knochenschraubenköpfe Referenzstift, und um die Seiten des Zentrifugenrohrs. Warten Sie ca. 10 Minuten für die Dentalacryl trocknen (3H). </li><li> Eine Schicht Zahnzement an den Rändern des Zahn Acryl-, Zementieren der Haut an das Implantat. Warten Sie, bis der Zement trocknet. </li><li> Poke mehrere Löcher in der Kappe des Zentrifugenröhrchens, und setzen Sie die Kappe auf dem Rohr. </li><li> Entfernen Sie die helfenden Hände Klammer. Dann entfernen Sie vorsichtig den Kopf-Haltestange aus dem stereotax und entfernen Kopfplatte von der Bar (3I). </li><li> Nehmen Sie das Tier von der stereotax und zu verwalten, postoperative Pflege und Überwachung im Einklang mit allen geltenden Vorschriften, Bestimmungen und Gesetze (zB Buprenorphin 0,02 mg / kg, jede 8-12 Stunden für mindestens 24h). Wenn Entzündung entwickelt sich um die Kanten des Implantats, eine dünne Schicht von antibiotischen Salbe auf die betroffene Stelle täglich bis gelöst. </li></ol> 3. Juxtacellular Überwachung der neuronalen Einheiten <ol><li> Ziehen Quarzkapillare Schlauch auf einem Kohlendioxid-Laser-Mikropipettenzieher (siehe Ausstattungsteil) mit Spitzendurchmessern von weniger als 1 um (5A). Hinweis: Die Heizungsparameter entsprechend der jeweiligen Instrument variieren, und dass die erforderliche Halsdurchmesser ist abhängig von der Struktur des Gehirns von Interesse variieren. Für Aufnahmen in Ratten Thalamus, haben Mikro Hälse von 5-7 mm. </li><li> Sichern Sie die Pipette an Ort und Stelle unter einem Differentialinterferenzkontrast (DIC) Mikroskop mit großem Arbeitsabstand Ziele ausgestattet. Verwenden Knetmasse, um die Pipette an Ort und Stelle auf der Bühne des Mikroskops zu halten. </li><li> Bewegen Sie einen Glasblock (0,5-1 cm stark; ein Stück Glas für mak verwendeting ultra Mikrotommessern ist praktisch) in das Sichtfeld mit der Pipettenspitze. Mit der Bühne Mikromanipulator, sanft berühren die Pipettenspitze auf das Glas, wodurch es zu brechen. Bei Bedarf wiederholen, bis die Pipettenspitze Außendurchmesser beträgt zwischen 1-3 um (5B, C). Stellen Sie sicher, dass diese Mikropipetten haben Impedanzen zwischen etwa 5 bis 15 MOhm. </li><li> Bereiten extrazellulären Salzlösung (135 mM NaCl, 5,4 mM KCl, 1,8 mM CaCl 2, 1 mM MgCl 2, 5 mM HEPES, pH 7,2 mit NaOH) 8 und mit 2% (w / v) Chicago Sky Blue. Unter Verwendung einer Spritze mit einer 30 G-Nadel oder kleiner ist, füllen die Hinterende der Pipette mit der Lösung. Alternativ können für einzelne Zelle juxtacellular Kennzeichnung mit 2% (w / v) Neurobiotin oder biotinylierte Dextran Amin (BDA-3000 oder BDA-10000) mit der Kochsalzlösung anstelle von Chicago Sky Blue. </li><li> Legen Sie die Ratte in der Tuch Socke innerhalb des starren Rohr auf einem geeigneten Versuchs jig ( <strong&gt; Abbildung 4) .Wait ein Minimum von 72 Stunden nach der Operation, bevor das Tier auf der Kopfstütze Lehre. Ziehen der Zugschnur um den oberen Brustbeins, anstatt den Hals, um eine Behinderung der Luftwege zu vermeiden. Bei Atem scheint gearbeitet oder behindert werden, lösen Sie die Kordel oder verschieben Sie sie nach hinten. Führen Sie dieses Verfahren, während die Ratte ist wach. </li><li> Befestigen Sie die Kopfhalteplatte an der Ratte mit dem entsprechenden Teil an der Vorrichtung. Dazu stecken Sie die erste Kopfstützenplatte an Ort und Stelle, und befestigen Sie es mit einem 4-40 Schraube dann. Achten Sie darauf, warten Sie, bis das Tier ruhig, um zu vermeiden übermäßigen Drehmoments auf den Kopf. Als nächstes legen eine 8-32 Mutter an der Kopfrückhaltebolzen, die an der Ratte implantiert wird. Schrauben Sie dann in einer Gewindeedelstahlstange auf den Kopf-Schraube. Das Anbringen der Stange mit dem experimentellen Einspannvorrichtung derart, dass sie an Ort und Stelle angezogen werden (Figur 4). HINWEIS: Die Sicherung der Tier mit Kopf-Schraube sowie der Kopfstütze Platte minimizes Biegen der Vorrichtung und verbessert die Aufzeichnungsstabilität. In den meisten Fällen kann die Aufnahme am ersten Tag beginnen das Tier Kopf-verhalten. Allerdings, wenn das Tier zappelt mäßig oder vokalisiert, liefern einen Tag Kopfstütze Gewöhnungstraining vor Beginn von Aufnahmen. In diesem Fall lassen Sie das Tier auf der Spannvorrichtung für 15 Minuten und setzen Sie ihn wieder in seinem Käfig dann. Wiederholen Sie diesen Schritt am nächsten Tag und mit dem Protokoll. </li><li> Öffnen Sie die Aufnahmekammer und entfernen Sie das Silikon-Gel. Reinigen Sie die Kraniotomie mit feinen Pinzette, wenn Gewebe in der Kraniotomie erneut gewachsen. </li><li> Befestigen Sie die Pipette auf die motorisierten Mikromanipulator, und stecken Sie den heads Vorverstärker. HINWEIS: In der vorliegenden Demonstration wird eine kleine Relaisschaltung auf der heads verwendet, um zwischen den Verstärkerleitungsdrähten und einer externen Stromquelle mit hoher Compliance (6A-C) zu wechseln. Beachten Sie, dass einige Verstärker eine entsprechende integrierte Hoch Einhaltung Quelle haben(Siehe Diskussion und Materialien Abschnitte). </li><li> Verwenden Sie den motorisierten Mikromanipulator, um die Spitze der Pipette auf die stereotaktisch identifiziert Zeichen in der Aufnahmekammer zu bewegen. Beachten Sie die Koordinaten des Standortes. Achten Sie darauf, die Spitze der Pipette auf den Schädel zu brechen. </li><li> Bewegen Sie die Pipette auf die gewünschte Aufzeichnungsstelle in der anterior-posterioren und medio-lateralen Achsen. Dann voran die Pipette ventral durch die Dura, bis es etwa 500 &amp; mgr; m Rücken zu der vorgesehenen Aufzeichnungs Lage. </li><li> Langsam voran die Pipette beim Hören zum Aufstocken Ereignisse auf einer Audio-Monitor der verstärkten Spannung zwischen der Pipettenspitze und der Referenzdraht erfasst. Sobald Spick Ereignisse festgestellt werden, weiterhin die Pipette 0-100 &amp; mgr; m bis positive Spannung Biegungen von mehr als etwa 500 &amp; mgr; V eingehalten werden zu bewegen. HINWEIS: Die Elektrodenwiderstand um einen Faktor von etwa 1,5-10 wh erhöhenen dies geschieht. </li><li> Beginnen Sie die Aufnahme, sobald ein Gerät wie gemäß Schritt 3.11, zusammen mit allen anderen Verhaltens- und physiologische Messungen von Interesse isoliert. In der vorliegenden Demonstration werden selbst erzeugte vibrissa Bewegungen mit hoher Geschwindigkeit Videografie überwacht (siehe Materialien Abschnitt). </li><li> Um die Aufnahme vor Ort zu kennzeichnen, schalten Sie die Elektrode führt zu einer mit der Stromquelle verbinden. Es gibt mehrere Möglichkeiten, dies zu tun, entweder mit einer Relaisschaltung (6A - C), eine eingebaute Stromquelle des Verstärkers, oder manuell (6D, siehe Schritt 3.8 und Diskussion). Geben -4 uA mit 2 sec Impulse bei 50% Einschaltdauer für 4 Minuten iontophoretisch injizieren Chicago Sky Blue durch die Pipette. </li><li> Töte und versorgen die Tier nach mehreren Markierungsverfahren nach den üblichen Richtlinien. Abschnitt des Gehirns und Gegenfärbemittel wie nötig, um zu identifizieren die anatomische Lage des Aufzeichnungs sitzene. Gegenfärbung des Gewebes für Cytochromoxidase Reaktivität nach 14. Alternativ identifizieren die Chicago Sky Blue Ablagerungen mittels Fluoreszenzmikroskopie. HINWEIS: Um zwischen verschiedenen markierten Einheiten genau zu unterscheiden, ist es wichtig, dass alle Etiketten werden mit der gleichen Pipette am selben Tag gemacht, ohne Lösen der Pipette zwischen Etiketten. In diesem Fall können die Aufnahme-Websites durch ihre relativen Positionen in Post-hoc-Histologie mit der erwähnten Manipulator Koordinaten jeder Seite unterschieden werden (siehe Schritt 3.9). Zur eindeutigen Identifizierung, markieren die Etiketten mindestens 200 &amp; mgr; m voneinander entfernt, und nicht mehr als 3-5 Etiketten pro Hirnregion. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Der Bau des experimentellen jig Die Beschreibung der für die Versuchsvorrichtung (4) aufbauen mechanischen Teile von dem Protokoll weggelassen werden, da sie in einer Vielzahl von Arten aufgebaut werden. In dieser Demonstration Standard opto-mechanischen Teilen und Unterstützung Klammern werden verwendet, um die Kopfstütze Bar und die Körperhaltung Rohr (siehe Materialien Abschnitt) zu montieren. Ähnliche opto-mechanische Teile...

Überwachung der neuronalen Aktivität in einem Alert Tier aktiv an einer Verhaltensaufgabe engagiert ist entscheidend für das Verständnis der Funktion und Organisation des Nervensystems. Die extrazelluläre Aufnahme der elektrischen Aktivität von einzelnen neuronalen Einheiten ist seit langem ein Grundnahrungsmittel Werkzeug für Systemische Neurowissenschaften und ist immer noch weit verbreitet in Gebrauch heute. Eine Vielzahl von Elektrodentypen und Konfigurationen sind abhängig von den wissenschaftlichen und technischen Anforderungen einer bestimmten Experiment. Chronisch implantierten Microdrives oder Elektroden-Arrays werden häufig in sich frei bewegenden Tieren, darunter Vögel, Nagetiere und Primaten 1-4 verwendet. Alternativ werden akuten Durch mit Metall- oder Glasmikroelektroden über einen externen Mikromanipulator oft verwendet, um von narkotisierten oder Kopf-zurückhaltende Tiere aufnehmen. Glasmikroelektroden haben den Vorteil, dass sie in der juxtacellular oder verwendet werden &quot;Zelle angebracht&quot; Konfiguration eindeutig zu isolierenAktivität einzelner Nervenzellen, ohne die Komplikationen der Post-hoc-Spike-Sortier 5. Diese Elektroden weiter erlauben die Aufnahme von anatomisch-identifizierten Zellen oder Standorte, wie sie verwendet werden, um kleine Ablagerungen von Farbstoff oder neuroanatomische Tracer injizieren oder sogar zum Ausfüllen der einzelnen Zelle aufgezeichnet werden. Diese Konfiguration wurde erfolgreich bei Ratten, Mäusen und Vögeln 6-10 angelegt. Die hier beschriebene Technik konzentriert sich auf juxtacellular Überwachung und extrazelluläre Farbstoffablagerungen in Alarm, Kopf-zurückhaltende Ratten. Beachten Sie, dass im Gegensatz zu Einzelzell juxtacellular füllt diese Farbstoffablagerungen bieten keine Informationen über die Zellmorphologie oder axonalen Projektionen 11, aber sie exakte anatomische Lokalisation auf ca. 50 &amp; mgr; m zu ermöglichen und, entscheidend, eine deutlich höhere Ausbeute bei der Benachrichtigung Tiere. Informationen zur Einzelzell juxtacellular füllt wird dennoch als eine alternative Strategie für anatomische Kennzeichnung versehen. Kurz gesagt, dieProtokoll besteht aus drei Hauptphasen. In der ersten Phase wird die Ratte Körperhaltung in einem Tuch Socke (Figur 1) über einen Zeitraum von 6 Tagen akklimatisieren. In der zweiten Phase wird eine Kopfrückhaltevorrichtung (Abbildung 2) und Aufnahmekammer chirurgisch implantiert, so dass die Ratten in der stereotaktischen Flugzeug bei mehreren nachfolgenden Aufnahmen (Abbildung 3) gehalten werden; Dieses Verfahren ermöglicht es dem Experimentator insbesondere subkortikalen Regionen des Gehirns, die für elektrophysiologische Untersuchung Ziel basierend auf Standardreferenzkoordinaten 12. Die dritte Phase umfaßt das Anordnen der Ratte in einer entsprechenden Spannvorrichtung für die Durchführung der Verhaltens- und elektrophysiologischen Experimenten (Figur 4), die Konstruktion der Elektrode von einem Quarz Kapillarrohr (5), so dass juxtacellular neuronalen Aufnahmen, eindeutig einzelnen Betriebseinheiten 6-9 zu isolieren, und Markieren der anatomischen locatian der Aufzeichnungsstelle mit Chicago Sky Blue Farbstoff (6 und 7). Die Aufnahmen werden bei gleichzeitiger Verhaltensüberwachung durchgeführt; jedoch werden die technischen Einzelheiten des Verhaltens auf den wissenschaftlichen Ziele jedes Experiments abhängt und damit über den Umfang eines einzelnen Protokolls. Nach Beendigung der Versuchsdurchführung, die an mehreren Tagen wiederholt werden kann, wird das Tier getötet. Das Gehirn ist nach Norm neuroanatomische Methoden entweder mit Hellfeld-Fluoreszenzmikroskopie oder extrahiert und verarbeitet.

<table><tbody><tr><td>Ketaset (Ketamin HCl)</td><td>Fort Dodge</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Anased (Xylazinlösung)</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Betadyne (Povidon-Jod)</td><td>CVS Apotheke</td><td>269281</td><td></td></tr><tr><td>Loctite 495</td><td>Grainger Industrial Supply</td><td>4KL86</td><td>20 - 40 cp Cyanacrylat</td></tr><tr><td>Vetbond</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>Grip Zement Pulver</td><td>Dentsply Intl</td><td>675571</td><td>Für den Boden der Aufnahmekammer</td></tr><tr><td>Grip Zementflüssigkeit</td><td>Dentsply Intl 675572</td><td></td><td>Für den Boden der Aufnahmekammer</td></tr><tr><td>Silikongel</td><td>Dow Corning</td><td>3-4680</td><td></td></tr><tr><td>Jet Prothesenreparatur</td><td>Acrylpulver Lang Dental Manufacturing Co.</td><td>N/A</td><td>Zur Befestigung der Kopfstütze am Schädel</td></tr><tr><td>Ortho-Jet Schnell aushärtende kieferorthopädische Acrylharzflüssigkeit</td><td>Lang Dental Manufacturing Co.</td><td>N/A</td><td>Zur Befestigung der Kopfstütze am Schädel</td></tr><tr><td>Chicago sky</td><td>blue Sigma</td><td>C8679</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Sigma</td><td>158127</td><td>Zur Perfusion und Gewebefixierung</td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung</td><td>Sigma</td><td>P3813</td><td>Zur Perfusion und Gewebefixierung</td></tr><tr><td>Cytochrom C</td><td>Sigma</td><td>C2506</td><td>Zur Cytochromoxidase-Färbung, <stark>Abbildung 7</td></tr><tr><td>Diaminobenzidin</td><td>Sigma</td><td>D5905</td><td>Für die Cytochrom-Oxidase-Färbung, Abbildung 7</td></tr><tr><td>Rattensocke</td><td>Sew Elegant (San Diego, CA)</td><td>N/A</td><td>Sonderanfertigung, Figuren 1, 4PVC-Schlauch</td></tr> <tr><td>2 & frac12; "</td><td>U.S. Plastic Co.</td><td>34108</td><td>Abbildung 4</td></tr><tr><td>Subminiatur-D-Pins und -Sockel</td><td>TE Connectivity</td><td>205089-1</td><td>Abbildung 3</td></tr><tr><td>Musikdraht aus Edelstahl mit 0,010" Durchmesser</td><td>Precision Brand Products, Inc.</td><td>21010</td><td>Abbildung 3</td></tr><tr><td>Stereotaktischer Halterahmen</td><td>Kopf Instruments</td><td>Modell 900</td><td>Abbildung 3</td></tr><tr><td>Stereotaktische Ohrbügel</td><td>Kopf Instruments</td><td>Modell 957</td><td>Abbildung 3</td></tr><tr><td>Stereotaktischer Manipulator</td><td>Kopf Instruments</td><td>Modell 960</td><td>Abbildung 3</td></tr><tr><td>&frac12; mm Bohrfräser</td><td>Henry Schein</td><td>100-3995</td><td></td></tr><tr><td>Quiet-Air Dentalbohrer</td><td>Midwest Dental</td><td>393-1600</td><td></td></tr><tr><td>Edelstahl 0-80 &frac18; &rdquo; Schraubverschluss</td><td>superstore</td><td></td> <td>247438Abbildung 3</td></tr><tr><td>0,2 ml Zentrifugenröhrchen</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-407-8A</td><td>Abbildung 3</td></tr><tr><td>Custom Kopfhaltestange</td><td>UCSD SIO Machine Shop</td><td>N/A</td><td>Sonderanfertigung, Abbildungen 2 - 4</td></tr><tr><td>Custom Kopfhalteplatte</td><td>UCSD SIO Machine Shop</td><td>N/A</td><td>Die maßgefertigten Figuren 2 - 4</td></tr><tr><td>rechtwinklige Pfostenklemme</td><td>Newport</td><td>MCA-1</td><td>Die Ziffern 3, 4; opto-mechanische Standardteile für die experimentelle Vorrichtung (Abbildung 4) stammen ebenfalls von Newport Corp.</td></tr><tr><td>8-32 &frac34; &rdquo; Schraubverschluss</td><td>Superstore</td><td>240181</td><td>Für Kopfstützen, <stark>Bild 3</stark></td></tr><tr><td>4-40 &frac14; &rdquo; Schraubverschluss</td><td>Superstore</td><td>239958</td><td>Für Kopfstütze, <stark> 3, 4</stark></td></tr><tr><td>Quarz-Kapillarschlauch</td><td>Sutter Instruments</td><td>QF-100-60-10</td><td>Abbildung 5</stark></td></tr><tr><td>Kohlendioxid-Laserabzieher</td><td>Sutter</td><td>Instruments P-2000</td><td></td></tr><tr><td>Motorisierter Mikromanipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>MP-285</td><td></td></tr><tr><td>Mikroelektrodenverstärker</td><td>Molecular Devices</td><td>Multiclamp 700B</td><td>Alternativteil: Molecular Devices Axoclamp 900A</td></tr><tr><td>Mikroelektrodenverstärker Kopftisch</td><td>Molecular Devices</td><td>CV-7B</td><td>Alternativteil: HS-9Ax10 mit Molecular Devices Axoclamp 900A</td></tr><tr><td>Isolierter Impulsstimulator</td><td>A-M Systems</td><td>Modell 2100</td><td>Alternativteil: HS-9Ax10 mit Molecular Devices Axoclamp 900A</td></tr><tr><td>Audiomonitor</td><td>Radio Shack</td><td>32-2040</td><td></td></tr><tr><td>Pipettenhalter</td><td>Warner Instruments</td><td>#MEW-F10T</td><td>Alternativteile: siehe Diskussion, Abbildung 6A</td></tr><tr><td>Elektroden-Zuleitungsdraht</td><td>Cooner-Draht</td><td>NEF34-1646</td> <td>(optional), Abbildung 6D</td></tr><tr><td>Relais für Verstärker-Kopfstufe</td><td>COTO-Technologie</td><td>#2342-05-000</td><td>(fakultativ) Zur Verwendung mit einer speziell angefertigten Leiterplatte (UCSD Physics Electronics Shop), Abbildung 6A-C</td></tr><tr><td>Digital-Videokamera</td><td>Basler</td><td>A602fm</td> <td>(optional) Zur Verhaltensüberwachung, Abbildung 7</td></tr><tr><td>Puralube Tierarztsalbe</td><td>Amazon.com, Inc</td><td>NC0138063</td><td></td></tr></tbody></table>

juxtacellular Überwachung und lokalisierung von einzelnen neuronen im sub-kortikalen hirnstrukturen der alarm, head-zurückhaltende ratten

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

Es gibt eine Vielzahl von Techniken, um die extrazelluläre Aktivität einzelner neuronaler Einheiten zu überwachen. Die Überwachung dieser Aktivität von tiefen Hirnstrukturen bei sich verhaltenden Tieren bleibt jedoch eine technische Herausforderung, insbesondere wenn die Strukturen stereotaktisch angegriffen werden müssen. Dieses Protokoll beschreibt praktische chirurgische und elektrophysiologische Techniken, die den Kopf des Tieres in der stereotaktischen Ebene halten und die Spike-Aktivität einzelner Neuronen eindeutig isolieren. Das Protokoll kombiniert die Kopffessel von warnenden Nagetieren, die juxtazelluläre Überwachung mit Mikropipettenelektroden und die Injektion iontophoretischer Farbstoffe, um die Position der Neuronen in der Post-hoc-Histologie zu identifizieren. Während jede dieser Techniken für sich genommen gut etabliert ist, konzentriert sich das Protokoll auf die Besonderheiten ihrer kombinierten Anwendung in einem einzigen Experiment. Diese neurophysiologischen und neuroanatomischen Techniken werden mit einer Verhaltensüberwachung kombiniert. Im vorliegenden Beispiel werden die kombinierten Techniken verwendet, um zu bestimmen, wie selbst erzeugte Vibrissa-Bewegungen in der Aktivität von Neuronen innerhalb des somatosensorischen Thalamus kodiert sind. Im Allgemeinen ist es einfach, dieses Protokoll anzupassen, um die neuronale Aktivität in Verbindung mit einer Vielzahl von Verhaltensaufgaben bei Ratten, Mäusen und anderen Tieren zu überwachen. Entscheidend ist, dass die Kombination dieser Methoden es dem Experimentator ermöglicht, anatomisch identifizierte neurophysiologische Signale direkt mit dem Verhalten in Beziehung zu setzen.

<html> Neuronal Einheiten in ventralen posterioren medialen (VPM) Thalamus codieren die Phase vibrissa Bewegung während selbsterzeugten wischend 15,16. 7A zeigt Probe Spikeaktivität eines VPM thalamic Einheit eine Ratte aktiv wischend. 7B zeigt ein Histogramm der Spike Zeiten zur Momentanphase vibrissa Bewegung 17 ausgerichtet ist. Es gibt mehr Spitzen während der Rückzugsphase der wischend. Nach der Aufzeichnung wurde die Position der Einheit mittels Iontophorese v...

Dieses Protokoll beschreibt das Design und die chirurgische Implantation eines kopffixierenden Mechanismus zur Überwachung der neuronalen Aktivität in subkortikalen Gehirnstrukturen bei wachen Ratten. Es beschreibt Verfahren zur Isolierung einzelner Neuronen in der juxtazellulären Konfiguration und zur effizienten Identifizierung ihrer anatomischen Positionen.

Juxtacellular Überwachung und Lokalisierung von einzelnen Neuronen im Sub-kortikalen Hirnstrukturen der Alarm, Head-zurückhaltende Ratten

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Aktivität einzelner Neuronen in den subkortikalen Hirnstrukturen wacher, am Kopf fixierter Ratten zu überwachen und zu lokalisieren. Dies wird erreicht, indem die Ratte zunächst an die Körperfesselung in einer Stoffsocke gewöhnt wird. Im zweiten Schritt wird eine Apparatur zur Kopffixierung sowie eine Aufnahmekammer chirurgisch implantiert, sodass die Ratte während mehrerer nachfolgender Ableitsitzungen in der stereotaktischen Ebene gehalten werden kann.Anschließend wird die Ratte in eine geeignete Halterung für die Durchführung der verhaltensphysiologischen und elektrophysiologischen Experimente sowie der juxtazellulären neuronale Ableitungen gebracht. Dieser Prozess ermöglicht die eindeutige Isolierung einzelner Einheiten. Der letzte Schritt besteht darin, die anatomische Position der Ableitstelle mit Chicago-Sky-blue-Farbstoff zu markieren, um sie in der nachträglichen Histotomie sichtbar machen zu können.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber häufig verwendeten Methoden wie der extrazellulären Ableitung mit metallenen Mikroelektroden liegt darin, dass Aktionspotentiale einzelner Einheiten eindeutig isoliert werden können und die Ableitstelle mittels nachträglicher Histologie identifiziert werden kann. Um dieses Verfahren zu beginnen, betäuben Sie das Tier mittels Injektion von Ketamin und Xylazin. Überprüfen Sie den Zehenreflex, um den Narkosetiefe zu bestimmen, und halten Sie die Narkose durch weitere Gabe des Anästhetikums aufrecht.Falls erforderlich, rasieren Sie den Kopf und desinfizieren Sie die Operationsstelle mit Povidon-Iod. Anschließend wird die Ratte in einen stereotaktischen Haltungsrahmen platziert und der Kopf mit Ohrstangen fixiert. Führen Sie mit einem Skalpell einen Schnitt entlang der Schädellinie von der Mitte zwischen den Augen bis zum Hinterkopf durch.Entfernen Sie anschließend einen zwei bis drei Millimeter breiten Hautstreifen auf beiden Seiten der Inzision. Schaben Sie das Periost ab, um den Schädel bis zu den seitlichen Kämmen freizulegen. Bedecken Sie den freigelegten Schädel danach mit einer dünnen Schicht Sekundenkleber.Bohren Sie anschließend ein kleines Loch unmittelbar posterior zu der Stelle, an der die Bgma-Naht auf den seitlichen Kamm trifft, in einem Winkel von 30 bis 45 Grad in den Schädel ein. Schrauben Sie dann eine Zero-80-Flachbodenschraube in das Loch unter einem Winkel von 30 bis 45 Grad hinein und achten Sie darauf, die Schraube nicht zu tief einzudrehen, um das darunterliegende Gehirngewebe nicht zu beschädigen.Wiederholen Sie diesen Vorgang für sechs zusätzliche Schrauben in dieser Konfiguration. Danach tragen Sie Sekundenkleber auf den Boden aller Schrauben auf. Platzieren Sie nun die Spritzennadel in dem stereotaktischen Manipulator.Erzeugen Sie mit der Nadel eine Delle im Schädel, um eine geeignete Referenzposition zu markieren. Markieren Sie anschließend die Delle mit einem Permanentstift. Führen Sie danach eine Kraniotomie durch, die auf die gewünschte Koordinate zentriert ist, und belassen Sie die Dura mater intakt.Bedecken Sie die Kraniotomie mit modifizierter künstlicher zerebrospinaler Flüssigkeit. Schneiden Sie danach ein 0,2-Milliliter-Zentrifugenröhrchen in vier bis fünf Millimeter lange Stücke und entfernen Sie die Kappe. Platzieren Sie das Röhrchen auf dem Schädel und zentrieren Sie es über der Kraniotomie.Tragen Sie dann Zement um die Unterseite des Röhrchens auf, um die Basis des Röhrchens mit dem Schädel zu verbinden. Achten Sie darauf, dass kein Zement in die exponierte Kraniotomie gelangt. Bohren Sie nun ein weiteres kleines Loch in die kontralaterale Schädelplatte.Führen Sie vorsichtig den Referenzdraht ein, der an einen Stiftanschluss gelötet wurde. Danach tragen Sie Sekundenkleber in das Loch auf, in das der Draht eingeführt wurde, um Stift und Draht zu fixieren. Anschließend mischen Sie die beiden Komponenten des Silikongel-Kits zu gleichen Teilen.Warten Sie zwei Minuten und füllen Sie das Zentrifugenröhrchen mit Gel. Wenn es ungefähr zu einem Drittel gefüllt ist, befestigen Sie die Kopfplatte an der Kopfhalterungsschiene. Hier wurde die Schiene mit einer rechtwinkligen Stativklemmhalterung unter einem Neigungswinkel von 45 Grad verbunden.Befestigen Sie anschließend die Haltestange mit der Stangenklemme am stereotaktischen Manipulatorarm, sodass die Stange parallel zu den Ohrstiften ausgerichtet ist. Senken Sie die Stange und die Platte so ab, dass sich die Platte hinter der Lambda-Naht und vor der Coddle-Mos-Schraube befindet. Fassen Sie danach den vorderen Kopfbolzen in einem Winkel von etwa 45 Grad mit einer Klemme so, dass der Schraubenkopf nach unten und in Richtung des Schwanzes des Tieres zeigt. Senken Sie anschließend die Schraube ab, bis sie den Schädel berührt.Befestigen Sie anschließend den Bolzen und die Platte mit Zahnacryl. Tragen Sie eine Schicht Zement um die Ränder des Zahnacryls herum auf, um die Haut mit dem Implantat zu verbinden. Sobald der Zement getrocknet ist, stechen Sie mehrere Löcher in die Kappe des Zentrifagenröhrchens und setzen die Kappe auf das Röhrchen.Entfernen Sie nun die Klammer. Nehmen Sie vorsichtig die Haltevorrichtung für den Kopf vom Stereo-Tac ab. Anschließend entfernen Sie die Kopfplatte von der Stange.Am Ende entfernen Sie das Tier von den Stereobohrungen und führen Sie die postoperative Versorgung und Überwachung durch. Bei diesem Verfahren wird eine Polo-Pipette mit Quarzkapillarrohr an einem Kohlendioxid-Laser-Mikropipettenzieher verwendet. Befestigen Sie anschließend die Pipette unter einem Differenzinterferenzkontrastmikroskop mit einem Objektiv mit großer Arbeitsdistanz an ihrem Platz.Bewegen Sie langsam einen Glasblock mit einer Pipettenspitze in das Sichtfeld. Brechen Sie die Spitze der Pipette mit dem Mikromanipulator am Objekttisch, indem Sie sie vorsichtig an das Glas anstoßen. Wiederholen Sie den Vorgang, bis die Pipettenspitze beschädigt ist.Der Außendurchmesser liegt zwischen einem und drei Mikrometern. Bereiten Sie als Nächstes das extrazelluläre Salzgemisch vor und geben Sie 2 % Chicago-Sky-Blue hinzu. Füllen Sie mit einer Spritze und einer Nadel der Größe 30 das hintere Ende der Pipette mit der Lösung.Bringen Sie dann die Ratte in die Stoffsocke an und übertragen Sie die Stoffsocke in ein starres Rohr auf einer geeigneten experimentellen Halterung. Befestigen Sie die Kopfhalteplatte an der Ratte an dem entsprechenden Teil der Halterung. Setzen Sie danach eine 8-32-Mutter auf den Kopfhaltebolzen, der an der Ratte implantiert ist.Schrauben Sie anschließend eine Gewindestange aus rostfreiem Stahl in die Kopfbolzenmutter ein. Danach öffnen Sie die Aufnahmekammer und entfernen das Silikongel. Reinigen Sie die Kraniotomie mit feinen Pinzetten.Falls sich das Gewebe in der Kraniotomie regeneriert hat, verwenden Sie gegebenenfalls während dieses Vorgangs Iso-Fluorin-Anästhesie. Befestigen Sie anschließend die Pipette am motorisierten Mikromanipulator. Bewegen Sie die Pipette an die gewünschte Ableitungsposition entlang der anterioren, posterioren und medialen lateralen Achse.Dann führen Sie die Pipette ventral durch die Dura, bis sie sich etwa 500 Mikrometer dorsal von der beabsichtigten Ableitungsstelle befindet. Bewegen Sie die Pipette langsam vorwärts, während Sie über einen Audio-Monitor, der die verstärkte Spannung wiedergibt, auf Aktionspotentiale achten. Sobald Aktionspotentiale erkannt werden, bewegen Sie die Pipette weitere null bis 100 Mikrometer vorwärts, bis die positiven Spannungsabweichungen größer als etwa 500 Mikrovolt sind.Um die Ableitstelle zu markieren, stellen Sie die Stromquelle auf minus vier Mikroampere ein und geben Sie zwei Sekunden lange Impulse mit einem Tastverhältnis von 50 % für vier Minuten ionophoretisch durch, wobei Chicago Sky Blue über die Pipette injiziert wird. Nach dem Experiment perfundieren Sie das Tier gemäß der Standardpraxis. Anschließend schneiden Sie das Gehirn und führen gegebenenfalls eine Gegenfärbung durch, um die anatomische Lokalisation der dargestellten Ableitstelle zu identifizieren.Hier ist die Beispiel-Aktivität eines VPM-thalamischen Neurons, während eine Ratte aktiv mit ihren Schnurrhaaren vibriert. Hier sehen Sie ein Histogramm der Spiketimes, ausgerichtet auf die momentane Phase der Vibrationsbewegung. Es treten mehr Spikes während der Retraktionsphase des Whiskings auf.Nach der Aufnahme wurde die Lage dieser Einheit durch Apherese des Chicago-Sky-Blau-Farbstoffs markiert. Wie hier gezeigt, wurde das Gewebe kontrastgefärbt, um die Cytochrom-Oxidase-Aktivität sichtbar zu machen und so die neuroanatomischen Grenzen des VPM-Thalamus offenzulegen. Nachdem Sie dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie chirurgische und elektrophysiologische Techniken durchgeführt werden, bei denen der Kopf des Tieres in der stereotaktischen Ebene fixiert bleibt und die Aktivität einzelner Neuronen eindeutig isoliert werden kann.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Die Überwachung der extrazellulären Neurotransmitter Ebenen in verschiedenen Hirnregionen der frei beweglichen Tieren bietet Einblicke über den Zusammenhang zwischen Neurotransmittern und Verhalten. In-vivo-Mikrodialyse mit elektrochemischer Detektion gekoppelt bietet eine hervorragende anatomische und chemische Auflösung, und Informationen darüber, wie basale Neurotransmission wird durch pharmakologische oder physiologische Manipulationen verändert.

Survivable stereotaktischen Chirurgie in Nagetiere

Extrazelluläre Aufnahmen von neuronaler Aktivität unter Verwendung von Silizium-Sonden in der narkotisierten Ratte beschrieben. Diese Technik ermöglicht Auskünfte über mehrere Hirnareale aus mehr als 100 Neuronen gleichzeitig. Es stellt Informationen über einzelne Zelle Auflösung zu neuronalen Ensembles Dynamik in mehreren lokalen Schaltungen.

Recording Großflächige Neuronale Ensembles mit Silicon-Sonden in der narkotisierten Ratte

Dieses Video zeigt das detaillierte Verfahren zur Vorbereitung einer anästhesierten Ratte für elektrophysiologische Aufzeichnungen der Gehirnaktivität von mehreren Stellen. Die Kopfhaut wird präpariert, um Zugang zum Schädel zu erhalten, und es werden Löcher an präzisen Stellen gebohrt, um Elektroden zu installieren und zu sichern. Wolfram-Mikrodrahtelektroden werden dann an der Zielstelle eingesetzt, um die Daten aufzuzeichnen.

In vivo Elektrophysiologische Aufzeichnungen von Gehirnaktivitäten von mehreren Stellen bei Ratten

Quelle: Maruoka, H., et. al. Gleichzeitige Bildgebung der Mikrogliadynamik und der neuronalen Aktivität bei wachen Mäusen. J. vis. exp.,  (2022) Dieses Video zeigt ein Zwei-Photonen-Mikroskopieverfahren zur Abbildung der neuronalen Aktivität und der Mikrogliadynamik bei einer wachen Maus während der visuellen Stimulation, wobei Kalziumtransienten und zelluläre Wechselwirkungen hervorgehoben werden.

Gleichzeitige Bildgebung der Mikrogliadynamik und der neuronalen Aktivität bei einer wachen Maus

Quelle: Moore, J. D., et al. Juxtazelluläre Überwachung und Lokalisierung einzelner Neuronen innerhalb subkortikaler Hirnstrukturen von wachen, kopfgefesselten Ratten. J. Vis. Exp. (2015)Dieses Video zeigt die Methode der juxtazellulären Aufzeichnung und Färbung bei einer gefesselten, wachen Ratte. Das Verfahren beinhaltet die Aufzeichnung von Signalen von Neuronen und die Injektion von Farbstoff, um die Aufnahmestelle genau zu lokalisieren. Diese Technik ermöglicht eine genaue Zuordnung der...

Juxtazelluläre Aufzeichnung und Färbung zur präzisen Kartierung der neuronalen Aktivität bei einer wachen Ratte 

Hemmung der neuronalen Aktivität und deren elektrophysiologischer Nachweis bei einer Ratte

Um die Struktur neuronaler Netze zu verstehen, funktionellen und morphologischen Charakterisierung der einzelnen Neuronen notwendig. Hier zeigen wir, juxtasomal Biocytin Etikettierung, die elektrophysiologischen Ableitungen in der extrazellulären Konfiguration ermöglicht, aber die Aufrechterhaltung der Fähigkeit, intrazellulär beschriften Sie die Neuron für Post-hoc-Rekonstruktion von dendritischen und axonalen Architektur.

Juxtasomal Biocytin Labeling, um die Struktur-Funktions-Beziehung der einzelnen kortikalen Neuronen Studieren

Diese Methode erstellt eine greifbare, vertraute Umgebung für die Maus zu navigieren und zu erkunden während der mikroskopischen Abbildung oder Einzelzellelektrophysiologischen Ableitungen, die feste Fixierung des Kopfes des Tieres verlangen.

Flach platt Klima angehoben Plattform: Eine neue Methode zur Kombination von Verhalten mit Mikroskopie oder Elektrophysiologie auf Awake frei bewegen Nagetiere

In dieser Studie wird die Methodik vorgestellt, wie man mehrfache in vivo elektrophysiologische Aufnahmen aus dem hyperdirekten Weg unter Urethananästhesie durchführt.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

In Kombination mit einer Kopfplatte und einem optischen Design, das sowohl mit Einzel- als auch mit Zwei-Photonen-Mikroskopen kompatibel ist, bietet die Mikroprismenlinse einen erheblichen Vorteil bei der Messung neuronaler Reaktionen in einer vertikalen Säule unter verschiedenen Bedingungen, einschließlich gut kontrollierter Experimente in kopffesten Zuständen oder natürlicher Verhaltensaufgaben bei frei beweglichen Tieren.

Langzeitbildgebung identifizierter neuronaler Populationen mit Mikroprismen bei frei beweglichen und kopffixierten Tieren

Primäre sensorische Areale im Neokortex zeigen während der Entwicklung einzigartige spontane Aktivitäten. In diesem Artikel wird beschrieben, wie einzelne Neuronenaktivitäten und primäre sensorische Areale visualisiert werden können, um bereichsspezifische synchrone Aktivitäten bei neugeborenen Mäusen in vivo zu analysieren.

In vivo Visualisierung der spontanen Aktivität im sensorischen Kortex von Neonatalen Mäusen mit einer Auflösung von einzelnen Neuronen

Erfahren Sie die juxtazelluläre Aufzeichnung einzelner Neuronen in subkortikalen Hirnstrukturen wacher, kopffixierter Ratten. Diese Methode ermöglicht präzise neuronale Aktivitätsmessungen mit anatomischer Lokalisierung.

Juxtacellular Überwachung und Lokalisierung von einzelnen Neuronen im Sub-kortikalen Hirnstrukturen der Alarm, Head-zurückhaltende Ratten (Video) | JoVE Journal

Juxtacellular Überwachung und Lokalisierung von einzelnen Neuronen im Sub-kortikalen Hirnstrukturen der Alarm, Head-zurückhaltende Ratten

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