Generación, purificación y caracterización de especies invasivas en células de proteína DISC1

Resumen

La generación, purificación y la invasión celular de aggresomes intracelulares, citoplasmáticas de longitud completa de proteína DISC1 de cultivos celulares y de un marcado, multimérica fragmento de la proteína recombinante en DISC1 E. coli Se describen. Invasividad de las células se muestra para las células receptoras en cultivo celular y para las neuronas In vivo Después de la inoculación cerebro estereotácticos.

Resumen

La agregación de proteínas es visto como una característica general de las condiciones crónicas, degenerativas del cerebro como, por ejemplo, en las enfermedades neurodegenerativas enfermedad de Alzheimer (Aß, tau), enfermedad de Parkinson (α-sinucleína), enfermedad de Huntington (poliglutamina, huntingtina), y otros. Agregación de proteínas se cree que ocurre debido a proteostasis perturbado, es decir, el desequilibrio entre el surgimiento y la degradación de las proteínas mal plegadas. Es de destacar que las mismas proteínas que se encuentran agregadas en las formas esporádicas de estas enfermedades que son mutantes en las variantes raras de formas familiares.

La esquizofrenia es una enfermedad crónica progresiva del cerebro que en muchos casos va junto con un déficit cognitivo permanente e irreversible. En un enfoque de genes candidatos, se investigó si Interrumpido en la esquizofrenia 1 (DISC1), un gen clonado en una familia escocesa con la vinculación con enfermedad mental crónica ^{1, 2,} se puede encontrar en forma de agregados insolubles en el brain de casos esporádicos de esquizofrenia ^3. Uso de la CC SMRI, hemos identificado en aproximadamente el 20% de los casos con CMD pero no los controles normales o pacientes con enfermedades neurodegenerativas sarkosyl insoluble en DISC1 inmunorreactividad después de fraccionamiento bioquímico. Estudios posteriores in vitro revelaron que la propensión de agregación de DISC1 fue influenciado por la enfermedad asociada a polimorfismo S704C ^4, y que DISC1 aggresomes generados in vitro fueron invasor de células ^5, similar a lo que se había mostrado para Aß ^6, tau ^7-9, α -sinucleína ^10, poliglutamina ^11, o agregados de SOD1 ^12. Estos resultados nos impulsó a proponer que al menos un subconjunto de casos con CMD, aquellos con DISC1 agregada podría ser trastornos conformacionales de proteínas.

Aquí se describe cómo generar DISC1 aggresomes en células de mamíferos, purificarlos en un gradiente de sacarosa y utilizarlos para studi invasividad celulares. Del mismo modo, se describe cómo generar una exclusiva multimérica C-terminal fragmento DISC1, etiqueta y purificarlo para estudios de invasividad de las células. Uso de los multímeros recombinantes de DISC1 logramos invasividad de las células similar al de una etiquetados de manera similar sintético α-sinucleína fragmento. También se muestra que este fragmento se recoge en vivo cuando estereotácticamente inyectado en el cerebro de los animales receptores.

Protocolo

1. Preparación de células de donante aggresome: Transfección de monomérico proteína fluorescente roja (mRFP) o aumento de proteína verde fluorescente (EGFP)-etiquetados humana de longitud completa (FL) DISC1

1. Seed 1,5 x 10 ^6/10 cm plato de neuroblastoma humano NLF (NLF, el Hospital de Niños de Filadelfia, Filadelfia, PA) en las células de diez platos de 10 cm y crecer durante la noche. Células del FNL se cultivan en RPMI-1640 suplementado con 10% FBS, penicilina / Strepomycin, L-Glutamina. El día siguiente, las células deben estar en una confluencia del 70-80%.
2. Transfectar transitoriamente cada placa de 10 cm con 15 g de ADN plásmido y reactivo de transfección Metafectene (Biontex, Martinsried, Alemania). En breve, para un plato de 10 cm, 15 g de ADN plásmido y 30 Metafectene l se añadieron a 750 l de Opti-MEM, se mezcló y se incubó a TA durante 20 min. 5 platos fueron transfectadas con pcDNA3.1 mRFP / EGFP-etiquetados humanos (FL) DISC1 y 5 platos con el solo eGFP-plásmido.

2. AggresomeLa purificación de las células del donante transfectadas

El protocolo descrito aquí es una combinación de un método para purificar Lewy-Cuerpos de tejido de cerebro ¹³ y un protocolo para aislar grandes agregados y aggresomes ^14. Dado que los métodos ya existentes se basan en el uso de detergentes, el aislamiento de detergente libre de proteínas para la aplicación en ensayos de invasividad de las células-es crítica.

1. 48 h después de la transfección, controlar la expresión de eGFP y mRFP/eGFP-DISC1 y confirmar la formación de aggresomes bajo un microscopio de fluorescencia (Figura 1).
2. Lavar las células con PBS pH 7,4, raspar con 400 l de PBS cada una, añadir cóctel 1X inhibidor de proteasa (Roche, Indianapolis, IN) y romper las células utilizando un homogeneizador Precellys24 (Bertin Technologies, Francia). En pocas palabras, añadir 1 ml de suspensión celular a un tubo de lisis 2 ml y añadir 10 gotas de cerámica. Lisar las células con 3 x 60 pulsos por segundo. La fuerza mecánica del proceso puedeaumentar la temperatura dentro de la muestra por encima de 37 ° C, de modo se debe tener cuidado para enfriar la muestra en hielo después de que el procedimiento de lisis.
3. Enfriar las células en hielo y añadir 10 mM de MgCl _2, 40 U / ml de DNasa A y se incuba durante 60 min a 37 ° C
4. Se preparan soluciones de 80%, 50%, 20% de sacarosa (w / v) en PBS pH 7,4 (10 ml cada uno).
5. Preparar el gradiente de sacarosa en un tubo Falcon de 15 ml, comenzando con 2 ml de sacarosa 80%, seguido por 50% y 20%. Vierta lentamente la pendiente y tenga cuidado de no molestar a las capas ya derramado. Capa del lisado digerido en la parte superior del gradiente y se centrifuga durante 15 min a 1000 xg a 4 ° C.
6. Recoger cuidadosamente la interfase entre la capa de sacarosa al 50-80% con una pipeta y se mezcla con 5 volúmenes de PBS pH 7,4. Centrifugar durante 15 min a 1000 xg a 4 ° C. Repetir el lavado dos veces más. En esta interfase, aggresomes son fluorescentes y pueden ser visualizadas en un microscopio bajo luz UV.
7. Eliminar el sobrenadante yresuspender el precipitado en 250-500 l de PBS pH 7,4. Esta pastilla contiene la aggresomes purificado (Figura 2).

3. El tratamiento de los receptores SH-SY5Y células con mRFP/eGFP-DISC1 Aggresomes

1. Seed 5 x 10 ⁴ receptores células SH-SY5Y de neuroblastoma humano que expresan constitutivamente GFP-DISC1 (598-854) en cubreobjetos de vidrio estériles en cada pocillo de una placa de 24 pocillos. SH-SY5Y células se cultivan en DMEM/F-12 medio suplementado con penicilina / estreptomicina, no aminoácidos esenciales (NEAA) y FBS 10%.
2. 24 horas más tarde, se añaden 10 l a cada pocillo e incubar durante 48-72 horas.
3. Lavar las células 3 x con PBS pH 7,4 y apagar la fluorescencia extracelular con Trypan Blue 0,04% durante 5 min.
4. Fijar las células con PFA al 4% en PBS pH 7,4 durante 10 min en hielo, lavar una vez con H ₂ O estéril y montar los cubreobjetos sobre el portaobjetos de vidrio con ProLong oro con DAPI medio de montaje (Invitrogen, EE.UU.).
5. Confirme la absorción /invasión de aggresomes exógenamente aplicadas por colocalización con proteínas de contratación expresadas por las células receptoras en Z-stack imágenes.

Sin embargo, la absorción / invasión de proteína exógena no se podría detectar esencialmente en paralelo con el reclutamiento de proteínas de la célula huésped. En nuestro ejemplo mRFP-etiquetados DISC1 aggresomes recluta soluble GFP-etiquetados DISC1 (598-854) proteína expresada por la célula huésped (ver Figura 3). Las fotografías fueron tomadas en un Zeiss LSM 510 confocal o un microscopio Zeiss Axiovision Apotome2.

4. Generación de DISC1 recombinante (598-785)

En una publicación anterior se analizó la capacidad de varios fragmentos de la proteína DISC1 a la libre interacción basado en la presencia de dominios de asociación libre. Entre todos los fragmentos de proteína probado humana DISC1 (598-785) que se muestra la propensión fuerte multimerización ⁴ (Figura 4). Por lo tanto, humana DISC1 (598 a 785) se clonó en pET15b (nvagen, Madison, Wisconsin) que contiene un 6-histidina N-terminal, expresada en E. coli BL21-(lDE3) Rosetta (Novagen, EE.UU.), y se purificó en condiciones desnaturalizantes en 8 mol / l de urea como se ha descrito ^4. En resumen, el protocolo se describe a continuación.

1. BL21-(IDE3) Rosetta E. coli se cultivaron en 2 x 500 ml 2YT que contiene 5 mM-arginina-HCl, 5 mM de MgSO4, 100 g / carbencillin ml, 35 mg / ml de cloramfenicol hasta una DO _600: 0.6-0.8 y DISC1 (598-785) se indujo la expresión con IPTG 1 mM.
2. DISC1 (598-785) se expresó durante 4 horas a 37 ° C, la expresión se terminó mediante la recolección de las bacterias por centrifugación.
3. El sedimento bacteriano se resuspendió en 50 ml de tampón TE (50 mM Tris-HCl pH 8,0, 5 mM EDTA) más 2 mM PMSF, 1% TX-100, 250 ug / ml de lisozima, 20 mM MgCl ₂ y 400 U/50 ml DNasa I. Para asegurar la lisis completa, la reacción se incubó durante 30 min a TA con agitación suave.
4. Añadir 10 mM β-mercaptooethanol (ME) y 500 mM NaCl y se incuba durante otros 30 min.
5. Decantar cuerpos bacterianos de inclusión a 20,000 g durante 30 min a 4 ° C.
6. Resuspender el sedimento en 50 ml de tampón de extracción que contiene 50 mM Tris pH 8,0, 5 mM imidazol, 500 mM NaCl, 8 M de urea y 10 mM β-ME y eliminar los restos por centrifugación a 20,000 g durante 30 min a 4 ° C.
7. Lavar el Ni-NTA agarosa matriz con tampón de extracción. Incubar el extracto resuspendido, proteína precleared con matriz de Ni-NTA durante 2 horas a RT.
8. Lavar la matriz de Ni-NTA con tampón de extracción que contiene 12 mM de imidazol.
9. Eluir la proteína lentamente con 15 ml de tampón de elución que contiene 50 mM Tris, 500 mM NaCl, 300 mM imidazol, 8 M urea, 1 mM PMSF, 5 mM EDTA y 10 mM β-ME.
10. Dializar la proteína por pasos a PBS pH 7,4 que contiene 10 mM β-ME.

De 1 L cultivo bacteriano de partida, es posible aislar de hasta 50 mg de proteína de DISC1 (598-785) protEIN.

α-sinucleína replegamiento

Para experimentos con α-sinucleína, 500 ug de la proteína recombinante (Sigma-Aldrich, EE.UU.) se disolvió en PBS a una concentración de 1 mg / ml. Para obtener oligómeros, replegamiento se realizó durante la noche a 37 ° C como se describe en una publicación anterior ^10.

5. Etiquetado de DISC1 recombinante (598-785) con DyLight594

1. Antes del proceso de etiquetado posterior, DISC1 (598-785) de proteínas tiene el ser liberado de β-ME. Por lo tanto, la proteína se dializó 3 veces con PBS pH 7,4 a una dilución de 1:2,000.
2. Etiqueta de 1 mg DISC1 (598-785) con DyLight 594 maleimida (Thermo Scientific, EE.UU.) según las instrucciones del fabricante. En resumen, se disuelve 1 mg / ml de proteína en PBS pH 7,4 y añadir 5 mM TCEP para recuperar los grupos tiol libres. Añadir 20 l de DMF disuelve el colorante a la reacción y se incuba durante 2 horas a RT.
3. Dializar la proteína 3 x PBS a pH7,4 en una proporción de 1:2000 durante 2 horas cada una.

Para aumentar aún más la pureza de la proteína marcada una _6-Su etiquetados afinidad basada en la purificación en una columna de Ni-NTA se realiza.

4. Lavar 1 ml de Ni-NTA matriz (Qiagen, Alemania) con 10 ml de PBS pH 7,4.
5. Aplique el etiquetado, la proteína dializada a la columna y se deja correr por la columna lentamente.
6. Lávese la proteína con 3 x 20 ml de PBS pH 7,4
7. Se eluye la proteína con PBS pH 7,4, 500 mM de imidazol gota a gota mientras se monitoriza la banda de color en la columna de Ni-NTA para reducir el volumen eluido.
8. Dializar el eluato 3 x a 10 mM NaPi pH 7,4 a una dilución de 1:2000 durante 2 horas cada una.
9. Utilice una jeringa estéril de 0,45 micras filtro para filtrar el eluato, la alícuota en 5 x 100 muestras mu l y congelamiento rápido en nitrógeno líquido. La cantidad total de proteínas debe ser 0,5 a 1 mg / ml en cada alícuota de 100 l.

opcional concentración paso

10. Para las inyecciones de rata estereotácticos, la proteína se concentró 10 veces en un Speed-Vac (concentrador de Eppendorf 5301). La condición de tampón final fue de 100 mM NaPi.

α-sinucleína Etiquetado

El etiquetado y la purificación (columna de Ni-NTA) del recombinante α-sinucleína se realizó en paralelo a DISC1 (598-785). El material de partida total fue de 500 mg en vez de 1 mg por DISC1 (598-785).

6. El tratamiento de los receptores SH-SY5Y células recombinante marcado con DISC1 (598-785) Proteínas

1. Semillas 5x10 ⁴ receptores células SH-SY5Y de neuroblastoma humano que expresan constitutivamente GFP-DISC1 (598-854) en cubreobjetos de vidrio estériles en cada pocillo de una placa de 24 pocillos.
2. Añadir proteína marcada al medio de cultivo celular a una concentración de 5-10 mg / ml y se incuba durante 48-72 h.
3. Lavar las células 3 x con PBS pH 7,4 y apagar extracciónfluorescencia ellular con Trypan Blue 0,04% durante 5 min.
4. Fijar las células con PFA al 4% en PBS pH 7,4 durante 10 min en hielo, lavar una vez con H ₂ O estéril y montar los cubreobjetos sobre el portaobjetos de vidrio con ProLong oro con DAPI medio de montaje (Invitrogen, EE.UU.).
5. Confirme la captación / invasión de exógenamente aplicado proteína recombinante por colocalización con proteínas de contratación expresadas por las células receptoras en Z-stack imágenes generadas por microscopía confocal de barrido láser. Sin embargo, el reclutamiento de la proteína endógena no puede ser detectado esencialmente en paralelo con la invasión de la proteína de la célula huésped, Z-Stack imágenes todavía puede confirmar la naturaleza invasiva de la proteína.

En nuestro ejemplo rec. DISC1 (598-785) * al menos en parte reclutas soluble GFP-etiquetados DISC1 (598-854) la proteína expresada por la célula huésped (ver Figura 5). Para recombinante invasión α-sinucleína pero el reclutamiento no se muestra (Figura 5 B). Se tomaron fotosen un Zeiss LSM 510 confocal-o un microscopio Zeiss Axiovision Apotome2.

La inyección del concentrado (ca. 4 l de 2,5 g / l), con la etiqueta DISC1 (598-785) * en los resultados mPFC en la difusión de la proteína alrededor del sitio de inyección que se puede detectar incluso después de la perfusión de los animales con 4% de PFA en PBS pH 7,4 con un Filterset rodamina. En nuestro ejemplo DISC1 (598 a 785) es tomada por un número distinto de neuronas y pueden ser controlados con Z-pila de imágenes (Figura 6).

En general, la inyección de otras proteínas después los utiliza aquí no conducen necesariamente a la celda a la invasión. El evento de invasión es esencialmente dependiente de la naturaleza de la proteína, sin embargo una purificación limpia es un requisito previo para su posterior análisis.

7. Los resultados representativos

Aggresomes consistentes recombinante FL DISC1-eGFP purificada a partir de células del FLN invadido destinatario SH-SY5Y ceLLS a la baja eficiencia (aproximadamente 0,3% ⁵⁾ como se ve por colocalización con microscopía confocal (Figura 3). Como se informó anteriormente, DISC1 (598 a 785) expresada y purificada a partir de E. coli forman multímeros ⁴ fueron igualmente invasor de células con una eficiencia de aproximadamente 20% ⁵ (Figura 5A) similar a la de α-sinucleína que se usó en paralelo como control positivo (Figura 5B). DISC1 recombinante marcado (598 a 785) expresada y purificada a partir de E. coli fue también invasor de células de neuronas in vivo cuando la proteína multimérica se inyectaron estereotácticamente en la corteza prefrontal medial de la rata (Figura 6; Pum, Bader, Huston, Korth, no publicado).

Figura 1. Células de neuroblastoma que expresan transitoriamente FNL FP-DISC1 (rojo). Red aggresomes fluorescentes pueden ser deteCTED dentro de las células.

Figura 2. Purificada mRFP-etiquetados DISC1 aggresomes después de la purificación en un gradiente de sacarosa.

Figura 3. Imagen fluorescente de aggresomes invadidas. mRFP-etiquetados flDISC1 aggresomes se purificaron y se incubaron con células de neuroblastoma SH-SY5Y que sobreexpresan GFP-etiquetados soluble DISC1 (598-854). Una absorción de aggresomes marcados se monitoriza mediante formación de imágenes pila Z en un microscopio láser-Scan (Zeiss LSM 510).

Figura 4. SEC-perfil de rec. DISC1 (598-785) que contiene el S704 y C704 los polimorfismos de nucleótido único (SNP). Ambas variantes muestran una interrupción de oligomerización ordenada y la formación de mult de alto peso molecularIMers (flecha roja). Este cuadro se modifica a partir de la publicación de Leliveld et al., Biochemistry, 2009.

Figura 5. Fluorescente Z-stack de imagen invasivas DyLight marcado DISC1 recombinante (598-785). SH-SY5Y neuroblastoma células que expresan GFP-soluble DISC1 (598-854) se incubaron con la etiqueta, la proteína recombinante a una concentración de 5 mg / ml. (A) los agregados roja muestra la invasión de rec. DISC1 (598-785) de proteínas y puntos amarillos indican una selección de soluble GFP-DISC1 (598-854) en agregados. (B) recombinante α-sinucleína (rojo) invade las células sin la contratación con una frecuencia de aproximadamente 20%. Haga clic aquí para ampliar la cifra .

Figura 6. Inmunofluorescente de imageninyecta el etiquetado, DISC1 recombinante (598-785) de proteínas. Z-stack de imágenes confirma la presencia de rec. DISC1 (598-785) de proteínas en las neuronas corticales de rata teñidas con un anticuerpo contra núcleos neuronales (NeuN, verde).

Discusión

En este estudio se describe la purificación de mRFP/eGFP-DISC1 aggresomes a partir de una línea celular de neuroblastoma transfectadas, la preparación y el etiquetado de una especie de proteína recombinantes DISC1 y su aplicación en experimentos de invasión celular de las células receptoras in vitro e in vivo.

La purificación de nativos mRFP/eGFP-DISC1 aggresomes fue desarrollado a partir de protocolos para aislar Lewy cuerpo como las estructuras y los agregados más grandes ^{13, 14,} pero modificado para evitar el uso de detergentes y para reducir al mínimo el riesgo de falsos positivos de células invasión que pudiera ocurrir debido a la penetración de la membrana detergente facilitado.

Una mejora posible futuro podría ser el de aumentar aún más la pureza de los aggresomes por sonicación a completamente membranas separadas restantes y el citoesqueleto de los aggresomes. Al aumentar la pureza total, el número de eventos de invasión total de la registrada para las grandes ma aggresomesy se incrementará ^5. Si la definición limitada de nuestra sugerido 3-fases sacarosa es suficiente para aggresomes de especies de otra proteína tiene que ser probado, en este sentido al protocolo descrito aquí debe ser considerado como un punto de partida para una optimización individual. Los aggresomes purificados resultó ser bastante robusto en nuestras manos, los pasos adicionales de lavado (sin detergente) para eliminar las trazas de sacarosa no redujo significativamente el rendimiento global.

En una publicación anterior describimos que ensamblaje de oligómeros de DISC1 es dependiente de dominios de multimerización distintas en el extremo C-terminal ⁴ (Figura 4). Elegimos este fragmento para la expresión recombinante soluble en E. coli y la posterior purificación y Ni-NTA. Para controlar su multimerización y comparar su invasividad de las células con un descrito invasor de células como proteína α-sinucleína, la etiqueta DISC1 (598-785) con el colorante fluorescente DyLight594, y se comparó suinvasividad de células con el de la etiqueta igualmente α-sinucleína. La célula-invasividad del fragmento recombinante DISC1 se incrementó drásticamente en comparación con el de la nativa de longitud, completo DISC1 aggresomes, probablemente debido a su menor tamaño y pureza muy superior. Una vez más, la pureza parece jugar un papel decisivo en la celda de invasividad.

En nuestro ejemplo los aggresomes invasivos reclutados proteína soluble homólogo de la línea celular diana que se expresa de forma recombinante en una forma soluble, es decir, células dispersas forman. La expresión de una proteína fluorescente (por ejemplo, GFP o RFP) en la línea de célula receptora es una ventaja, ya que permite la colocalización de aggresomes invasoras y las proteínas recombinantes dentro del límite de la célula receptora a través de imágenes Z-pila.

Invasor de células aggresomes DISC1 y fragmentos multiméricos expresada y purificada a partir de E. coli podría ser un rasgo característico de algunas enfermedades conformacionales de proteínas relacionadas con DISC1, DISC1opathies ^15.

Solución de Problemas:

Bajo rendimiento aggresome después de la purificación en gradiente de sacarosa:

El gradiente de sacarosa presenta en este protocolo funciona bien con eGFP/mRFP-DISC1 (FL) aggresomes. Aggresomes consistentes en otras proteínas podrían ser de dimensiones variables por lo tanto, las concentraciones de sacarosa debe ser optimizado por otros usuarios.

Purificación insuficiente de la proteína recombinante:

Cualquier contaminantes bacterianos en el proceso de purificación de la proteína recombinante también será etiquetado en pasos posteriores del protocolo. Para evitar contaminaciones, ejecute la proteína en una SDS-PAGE y confirmar que la proteína recombinante es de al menos 95% de pureza por tinción con Coomassie Blue-. Para garantizar la más alta calidad y el rendimiento, el protocolo tiene que ser optimizado para cada proteína individual.

Bajo ef etiquetadodeficiencia de proteínas recombinantes:

Cualquier contaminaciones que contienen grupos SH libres disminuirá etiquetado eficiente de la proteína. Por lo tanto, la diálisis extensa y Ni-NTA purificación basado es obligatoria.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Reactivo nombre	Empresa	El número de catálogo	Comentarios
RPMI 1640	Invitrogen	11875-093	Medio es dependiente de la línea de células huésped. La línea receptor celular óptimo debe ser determinado por el usuario.
DMEM/F-12	Invitrogen	11320-033	Medio es dependiente de la línea celular receptora. La línea receptor celular óptimo debe ser determinado por el usuario.
PBS	Invitrogen	14190-250
Metafectene	Biontex	T020-1.0	Otros reactivos de transfección podría funcionar también, pero no se probaron con el protocolo.
Ni-NTA agarosa	Qiagen	30210	Los experimentos se realizaron con Ni_NTA agarosa de Qiagen, otros proveedores deben trabajar también.
DNasa I	Roche	04716728001	No hay necesidad de RNasa libre de DNasa en el proceso de purificación aggresomes.
Sacarosa	Sigma-Aldrich	S0389
Opti-MEM	Invitrogen	31985-062	Medio libre de suero funciona así
Penicilina / Estreptomicina	Invitrogen	15140122	Suplemento para SH-SY5Y y medianas NLF
No esencial-aminoácidos (NEAA)	Sigma-Aldrich	M7145	Suplemento para SH-SY5Y medio
0,4% de azul de tripano	Sigma-Aldrich	T8154	Reactivo tóxico
DyLight 594 Maleimide	Thermo Fisher Scientific-	46608	Reducción de colorante reactivo cisteína para formar enlaces tioéter estables. También disponible en otros colores.
Prolongar oro con DAPI	Invitrogen	P36935	Este volumen de solución líquida Antifade dio mejores resultados en nuestras manos.
Cóctel inhibidor de la proteasa	Roche	11873580001	Disolver una mesa en 500 l de H 2 O para la solución 100X.
Sintético a-sinucleína	Sigma	S7820	Replegamiento como se describe en el texto.
			Tabla de reactivos específicos.
Precellys 24	Bertin Tecnologías	03119.200.RD000	No hemos probado homogénea otro mecániconizers distintos del presente. Otro método detergente libre homogeneización podría funcionar también, pero no se han probado para este protocolo.
5301 Concentrador (SpeedVac)	Eppendorf	5301 000.210	Sólo es necesario si la proteína tiene que ser concentrado.
LSM 510 y Apotome2 Axiovision	Zeiss	Vea el catálogo de los fabricantes	Ambos microscopios albergan la capacidad de realizar pila Z de imágenes. Este es un requisito previo para una evaluación sólida y seria de eventos de invasión.
Cultivo de células de material plástico	Nunc	Platos de 10 cm # 172958, placas de 24 pocillos # 142475	El uso de material plástico diferente podría influir en la interacción de proteínas recombinantes o aggresomes y las superficies de plástico. No hemos probado otros materiales que los descritos aquí.
			Tabla de material y equipos específicos.
			Número Buffer nombre contenido Comentarios 1. Medio de crecimiento bacteriano 16 g / l de Bacto triptona, 10 g / l de extracto de levadura Bacto, 5 g / l de NaCl, 5 mM-arginina-HCl, 5 mM de MgSO4, 100 ug / ml carbencillin, 35 mg / ml de cloramfenicol Crecer las bacterias a OD 600: 0.6-0.8 inducir la expresión con IPTG 1 mM. 2. Tampón de resuspensión bacteriana 50 mM Tris-HCl pH 8,0, 5 mM EDTA, 2 mM PMSF, 1% TX-100, 250 ug / ml de lisozima, 20 mM MgCl 2 y 400 U/50 ml de DNasa I Resuspender pellet bacteriano a partir de 1 L overnight cultura en 50 ml de tampón de resuspensión. 3. Tampón de extracción de proteínas 50 mM Tris pH 8,0, 5 mM imidazol, 500 mM NaCl, 8 M de urea y 10 mM de b-ME 4. Ni-NTA columna de tampón de lavado 50 mM Tris pH 8,0, 5 mM imidazol, 500 mM NaCl, 8 M de urea y 10 mM de b-ME, 12 mM imidazol Tampón modificado de extracción con 12 mM de imidazol añadido. 5. Ni-NTA columna de tampón de elución 50 mM Tris, 500 mM NaCl, 300 mM imidazol, 8 M urea, 1 mM PMSF, 5 mM EDTA y 10 mM de b-ME El tampón de elución contiene 10 mM de b-ME, que se dializó después. 6. PBS 8 g / l NaCl, 0,2 g / l KCl, 1,44 g / l de Na 2 HPO 4, 0,24 g / l de KH 2 PO 4, ajustar a pH 7,4 7. Etiquetado de búfer PBS que contenía 5 mM TCEP Tabla de recetas.