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Artículo de método

La endotelina-1 inducida por la arteria cerebral media oclusión Modelo para el ictus isquémico con Orientación flujometría láser Doppler en la rata

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DOI:

10.3791/50014

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16 de febrero de 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, University of Florida , 2Department of Anatomical Sciences, Shiraz University of Medical Sciences, Shiraz, Iran , 3Department of Physiology and Functional Genomics, University of Florida , 4Department of Neurology, University of Florida

En este artículo

Resumen

Varios modelos animales de isquemia cerebral han sido desarrollados para simular la condición humana de accidente cerebrovascular. Este protocolo describe la endotelina-1 (ET-1) inducida por la oclusión de la arteria cerebral media (MCAO) modelo de accidente cerebrovascular isquémico en ratas. Además, las consideraciones importantes, ventajas y deficiencias de este modelo se discuten.

Resumen

El ictus es la primera causa de discapacidad y la tercera causa de muerte en el mundo, con un costo estimado de $ 70 mil millones en los Estados Unidos en 2009 1, 2. Varios modelos de isquemia cerebral se han desarrollado para imitar la condición humana de accidente cerebrovascular. Se ha sugerido que hasta el 80% de todos los accidentes cerebrovasculares resultado de daño isquémico en la arteria cerebral media (MCA) zona 3. En la década de 1990, la endotelina-1 (ET-1) 4 fue utilizado para inducir isquemia aplicándolo directamente adyacente a la superficie de la MCA después de la craneotomía. Más tarde, este modelo fue modificado 5 mediante el uso de una inyección estereotáxica de ET-1 adyacente a la MCA para producir isquemia cerebral focal. Las principales ventajas de este modelo incluyen la capacidad de realizar el procedimiento rápidamente, la capacidad de controlar la constricción de las arterias mediante la alteración de la dosis de ET-1 emitido, no hay necesidad de manipular los vasos extracraneales que suministran sangre al cerebro, así como gradual reperfusien las tarifas que más estrechamente imita la reperfusión en los seres humanos 5-7. Por otro lado, el modelo ET-1 tiene desventajas que incluyen la necesidad de una craneotomía, así como una mayor variabilidad en el volumen de eyección 8. Esta variabilidad se puede reducir con el uso de la flujometría láser Doppler (LDF) para verificar la isquemia cerebral durante la infusión de ET-1. Factores que afectan la variabilidad apoplejía incluyen precisión de la infusión y el lote de la ET-1 usado 6. Otra consideración importante es que a pesar de la reperfusión es una ocurrencia común en el ictus humano, la duración de la oclusión para ET-1 inducida por MCAO no puede imitar estrechamente la de apoplejía humana donde muchos pacientes tienen reperfusión parcial durante un período de horas a días después de la oclusión 9, 10. Este protocolo se describen en detalle la ET-1 inducida por MCAO modelo de accidente cerebrovascular isquémico en ratas. También se hará referencia a consideraciones especiales e inconvenientes potenciales durante el procedimiento.

Protocolo

Este protocolo fue aprobado por el Cuidado de Animales institucional y el empleo Comisión (IACUC) de la Universidad de Florida y está en conformidad con la "Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio" (octava edición de la Academia Nacional de Ciencias, 2011).

Materiales

  1. Animales: Ocho semanas de edad, macho, Sprague Dawley (Charles River Farms, Wilmington, MA, EE.UU.) con un peso de 250-300 g en el momento de la cirugía.
  2. Anestesia
    1. Inhalación sistema de anestesia (VetEquip Inc., Pleasanton, CA, EE.UU.)
    2. El isoflurano anestesia (Farmacia Baxter, Deerfield, IL, EE.UU.)
  3. Estereotáxica sistema (David Kopf Instruments, Tujunga, CA, EE.UU.)
    1. Animal Pequeño sistema estereotáxico
    2. Para no romper los oídos barras para ratas
    3. Anestesia Gas cabeza titular para ratas
  4. Regulación de la temperatura
    1. BAT-12 microsonda termómetro (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, EE.UU.)
    2. T / PUMP, TP600 manta térmica (Industrias Gaymar, Inc., Orchard Park, Nueva York, EE.UU.)
  5. Los instrumentos quirúrgicos
    1. Mango de bisturí y la cuchilla # 11, iris pinzas, fórceps Graefe, retractores bulldog pinza, destornillador, jeringa de 10 ml con aguja de calibre 26 biselado (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, EE.UU.)
    2. Micromotor taladro y soporte estereotáxico, Quintessential inyección estereotáxica (Stoelting, Wood Dale, IL, EE.UU.)
    3. 1,0 mm fresa fresa redonda, 1,0 mm cono invertido taladro fresa (Roboz Surgical Instrument Co., Inc., Gaithersburg, MD, EE.UU.)
  6. Suministros Quirúrgicos
    1. Tornillos de montaje 0-80 x 3/32 de 2,4 mm de longitud del eje, 21-calibre cánula guía [4 mm de largo por debajo del pedestal] y maniquí cánula (un plástico, Roanoke, VA, EE.UU.)
    2. Jet acrílico de la dentadura y líquidos (Lang Dental Manufacturing Co., Inc., Chicago, IL, EE.UU.)
    3. 3,0 nylon sutura (Oasis, Mettawa, IL, EE.UU.)
    4. Hisopos de algodón, pomada ocular Puralube (Fisher Científico, Pittsburgh, PA, EE.UU.)
    5. Máquinas de cortar el cabello (eléctricas Oster, Providence, Rhode Island, EE.UU.)
  7. Químicos
    1. La endotelina-1 (American Peptide, Sunnyvale, CA, EE.UU.)
    2. La clorhexidina al 2% (Agrilabs, St. Joseph, MO, EE.UU.)
    3. Buprenorfina HCl (Hospira Inc., de Lake Forest, IL, EE.UU.)
  8. Visualización de equipos
    1. Microscopio quirúrgico (Seiler Instrument and Manufacturing, St. Louis, MO, EE.UU.)
    2. Iluminador de fibra óptica (TechniQuip Corp., Livermore, CA, EE.UU.)
  9. Flujometría láser Doppler del sistema (ADInstruments, Inc., Colorado Springs, CO, EE.UU.)
    1. StPencil Probe Andard
    2. Probe titular
    3. Sangre FlowMeter
    4. Powerlab 4/30 con LabChart 7
  10. Medición del volumen del infarto
    1. Rata cerebro matriz (Zivic-Miller Lab., Inc., Allison Park, PA, EE.UU.)
    2. 2,3,5-trifeniltetrazolio (Sigma-Aldrich, St Louis, MO, EE.UU.) diluido al 0,05% en PBS
    3. Escáner plano (Epson Perfection V30 de Epson America, Inc., Long Beach, CA, EE.UU.)
    4. Image J software (software ImageJ 1.42q, EE.UU. Institutos Nacionales de Salud, Bethesda, MA, EE.UU.)

1. Pre-quirúrgicos Pasos

  1. Antes de la cirugía, las ratas se alojaron en un 12:12 luz / oscuridad ciclo con acceso libre a comida y agua roedores.
  2. La anestesia se indujo con 4% de isoflurano en el 100% de mezcla gas O 2 en una cámara de inducción hasta que la rata ya no retiradas a pinch pata trasera.
  3. Latécnica séptica se debe mantener durante este procedimiento, incluyendo el uso de guantes estériles y estériles instrumentos quirúrgicos y un campo estéril quirúrgico 11.
  4. La corona de la cabeza rapada con cortar el pelo eléctricas.
  5. La rata se coloca en la posición de decúbito prono sobre una almohadilla absorbente tendido en una superficie de operación de temperatura controlada (manta térmica).
  6. La cabeza se coloca en el aparato estereotáctico de partida con la colocación de la máscara facial gas anestésico.
  7. A continuación, las barras del oído se inserta y se aprieta.
  8. Durante el procedimiento de anestesia se mantiene con 2% de isoflurano en 100% de mezcla de gas O 2.
  9. Ungüento oftálmico lubricante se aplica a ambos ojos y los párpados están cerrados para prevenir la desecación del ojo durante el procedimiento quirúrgico.
  10. Una sonda de temperatura rectal es insertado para mantener una temperatura constante animales núcleo de 37 ± 0,5 ° C.
  11. Con la cabeza mantiene firmemente en la estereotáxicodispositivo, el área quirúrgica se limpia con alternancia de clorhexidina al 2% y solución salina tres veces.

2. Pasos quirúrgicos

  1. Con un escalpelo, una incisión central se hace en la piel que cubre la bóveda craneal de los aspectos más caudales de los ojos (nasión) a entre las orejas (línea nucal superior).
  2. La piel se retrae lateralmente con 3 pinzas bulldog.
  3. El tejido conectivo está retirado del cráneo utilizando hisopos de algodón seco para que múltiples estructuras se pueden ver claramente. Estos incluyen bregma, la sutura coronal, y la cresta lateral derecha del cráneo. Bastoncillos de algodón se utilizan para eliminar la sangre del campo quirúrgico.
  4. El uso del microscopio quirúrgico, bregma se encuentra, y los manipuladores estereotáxica se ajustan hasta que la fresa 1,0 mm redondo taladro se pone a cero a bregma.
  5. La fresa de perforación se mueve entonces a 1,6 mm anterior y 5,2 mm lateral al bregma.
  6. Un agujero de fresa que penetra en el cráneo perforado por cannula colocación (Figura 1). El exceso de suciedad y la sangre están constantemente limpiado utilizando hisopos de algodón.

En este punto, una cánula de guía puede ser insertado (paso 7) o una directa ET-1 de inyección a través del orificio de fresa se puede realizar (vaya directamente al paso 16).

  1. Luego los agujeros, BUR 3 para los tornillos de montaje están perforados a través de espesor parcial del cráneo usando un cono invertido 1,0 mm taladro fresa (Figura 1). Un agujero es perforado en cada hueso frontal aproximadamente 1-2 mm por delante de la sutura coronal y 1-2 mm lateral a la sutura sagital. Un agujero es perforado en el hueso parietal de unos 2-3 mm posterior a la sutura coronal y 2-3 mm lateral a la sutura sagital ipsilateral al agujero de guía para cánula fresa. Tres 0-80 x 3/32 tornillos de montaje se colocan en los agujeros fresa y proporcionará apoyo para el cemento que en la cánula. Los tornillos deben ser avanzado 2 o 3 vueltas a fin de no dañar la duramadre.
  2. La cánula de guía se coloca en el soporte de cánula estereotáxico y se encuentra bregma.
  3. Los manipuladores estereotáxica se ajustan hasta que la cánula guía se pone a cero a bregma. La cánula se mueve en el orificio situado fresa de 1,6 mm anterior y 5,2 mm lateral al bregma.
  4. Finalmente, la cánula guía se introduce en el agujero de la fresa con la posición de la punta final de 4,5 mm ventral a la bregma.
  5. Laser Doppler sonda de colocación (opcional)
    1. Con el fin de controlar el flujo sanguíneo cerebral usando LDF, un soporte de la sonda se puede colocar en posición antes de la colocación de la cánula guía con cemento dental.
    2. La base de soporte de la sonda se recorta a ras con el pedestal a excepción de pestaña en forma de cuña pequeña.
    3. El soporte de la sonda se coloca posterior a la cánula guía y justo medial al canto lateral del cráneo con la pestaña orientado medialmente (Figura 1).
    4. El soporte de la sonda y guía cánula se fijan entre sí mediante cemento dental.
  6. Cemento dental se utiliza entonces para asegurar la cánula en su lugar. El cemento está en contacto con los tres tornillos y rodea toda la base de la cánula.
  7. El cemento debe estar completamente seca antes de la retirada del soporte de cánula. Esto toma alrededor de 5 min.

Después de estos pasos, la incisión quirúrgica se puede cerrar y el maniquí cánula se puede atornillar en la cánula guía. Alternativamente, ET-1 inducida por MCAO se puede realizar en la rata después de un período de recuperación de la cirugía de implante de la cánula. Para este método, el paso 19 se debe realizar próximo y pasos 14-18 se puede realizar en un momento posterior. Para llevar a cabo la implantación cánula guía y la inyección de ET-1 durante la misma cirugía, el paso 14 se debe realizar después.

  1. La jeringuilla de infusión se carga con ET-1 (diluida a 80 mM en PBS) y luego se monta en el inyector estereotáxica.
  2. Lamanipuladores estereotáxicas se ajustan hasta que la punta de la aguja se pone a cero en el borde de la cánula guía.
  3. La punta de la aguja se baja a través de la cánula guía hasta una posición de 17,2 mm ventral a la llanta de la cánula guía. Si una cánula guía no se utiliza, la punta de la aguja se pone a cero al bregma y bajado a través del agujero de la fresa para una posición de 8,7 mm ventral a la bregma.
  4. 3 l de 80 mM ET1 se infunde a una velocidad de 1 l por min.
  5. La jeringa se deja en su lugar durante 3 min después de la infusión es completa y luego se extrae lentamente.
  6. La incisión se cierra con sutura de nylon 3,0 y el maniquí cánula se enrosca en la cánula.
  7. Una dosis de analgésico apropiado (es decir, la buprenorfina en 0.05-0.1 mg / kg) se debe utilizar después de la cirugía para minimizar el dolor y la incomodidad durante el período de recuperación.
  8. La rata se retira de la sala de operaciones y se coloca en un lugar caliente y seco recuperación para prevenir la hipotermia, con acceso libre y fácil a una alimentación suave y agua.

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Resultados

1. Post-Op evaluación neurológica

Después de que el animal recobre el conocimiento, una amplia variedad de pruebas se puede utilizar para evaluar los déficits neurológicos, incluyendo el equilibrio, la fuerza de agarre, colocación pata, la asimetría postural y la escalera de escalada. La tarea de semilla de girasol es una evaluación bruto de la función motora y sensorial que tiene una correlación significativa con el volumen de infarto 7, 12. Durante esta tarea, las ratas son a tiemp...

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Discusión

La ET-1 inducida por MCAO es un modelo establecido de accidente cerebrovascular isquémico experimental que se utiliza regularmente en múltiples cepas de ratas. Muchas variables, como la cepa de rata, la edad del animal, la temperatura corporal, el método de anestesia, y la experiencia del operador puede conducir a una mayor variabilidad en los volúmenes de infarto cuando se utiliza este modelo de 5, 14. Sin embargo, varios investigadores han demostrado que las ventajas de este modelo incluyen el enfoque rela...

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Divulgaciones

No hay conflictos de interés declarado.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por becas de la Asociación Americana del Corazón Afiliado Mayor Sudeste (09GRNT2060421), la American Medical Association, y de la Universidad de Florida Clínica y Traslacional Science Institute. Adán Meca es un compañero NIH / NINDS, NRSA predoctoral (F30 NS-060335). Robert Regenhardt recibido apoyo beca predoctoral de la Universidad de Florida Programa de Entrenamiento Multidisciplinario de Hipertensión (T32 HL-083810).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
  1. Animales: Ocho semanas de edad, macho, Sprague Dawley (Charles River Farms, Wilmington, MA, EE.UU.) con un peso de 250-300 g en el momento de la cirugía.
  2. Anestesia
    1. Inhalación sistema de anestesia (VetEquip Inc., Pleasanton, CA, EE.UU.)
    2. El isoflurano anestesia (Farmacia Baxter, Deerfield, IL, EE.UU.)
  3. Estereotáxica sistema (David Kopf Instruments, Tujunga, CA, EE.UU.)
    1. Animal Pequeño sistema estereotáxico
    2. Para no romper los oídos barras para ratas
    3. Anestesia Gas cabeza titular para ratas
  4. Regulación de la temperatura
    1. BAT-12 microsonda termómetro (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, EE.UU.)
    2. T / PUMP, TP600 manta térmica (Industrias Gaymar, Inc., Orchard Park, Nueva York, EE.UU.)
  5. Los instrumentos quirúrgicos
    1. Mango de bisturí y la cuchilla # 11, iris pinzas, fórceps Graefe, retractores bulldog pinza, destornillador, jeringa de 10 ml con aguja de calibre 26 biselado (World Precision Instruments, Inc., Sarasota, FL, EE.UU.)
    2. Micromotor taladro y soporte estereotáxico, Quintessential inyección estereotáxica (Stoelting, Wood Dale, IL, EE.UU.)
    3. 1,0 mm fresa fresa redonda, 1,0 mm cono invertido taladro fresa (Roboz Surgical Instrument Co., Inc., Gaithersburg, MD, EE.UU.)
  6. Suministros Quirúrgicos
    1. Tornillos de montaje 0-80 x 3/32 de 2,4 mm de longitud del eje, 21-calibre cánula guía [4 mm de largo por debajo del pedestal] y maniquí cánula (un plástico, Roanoke, VA, USA)
    2. Jet acrílico de la dentadura y líquidos (Lang Dental Manufacturing Co., Inc., Chicago, IL, EE.UU.)
    3. 3,0 nylon sutura (Oasis, Mettawa, IL, EE.UU.)
    4. Hisopos de algodón, pomada ocular Puralube (Fisher Scientific, Pittsburg, PA, EE.UU.)
    5. Máquinas de cortar el cabello (eléctricas Oster, Providence, Rhode Island, EE.UU.)
  7. Químicos
    1. La endotelina-1 (American Peptide, Sunnyvale, CA, EE.UU.)
    2. La clorhexidina al 2% (Agrilabs, St. Joseph, MO, EE.UU.)
    3. Buprenorfina HCl (Hospira Inc., de Lake Forest, IL, EE.UU.)
  8. Visualización de equipos
    1. Microscopio quirúrgico (Seiler Instrument and Manufacturing, St. Louis, MO, EE.UU.)
    2. Iluminador de fibra óptica (TechniQuip Corp., Livermore, CA, EE.UU.)
  9. Flujometría láser Doppler del sistema (ADInstruments, Inc., Colorado Springs, CO, EE.UU.)
    1. Probe lápiz estándar
    2. Probe titular
    3. Sangre FlowMeter
    4. Powerlab 4/30 con LabChart 7
  10. Medición del volumen del infarto
    1. De cerebro de ratamatriz (Zivic-Miller Lab., Inc., Allison Park, PA, EE.UU.)
    2. 2,3,5-trifeniltetrazolio (Sigma-Aldrich, St Louis, MO, EE.UU.) diluido al 0,05% en PBS
    3. Escáner plano (Epson Perfection V30 de Epson America, Inc., Long Beach, CA, EE.UU.)
    4. Image J software (software ImageJ 1.42q, EE.UU. Institutos Nacionales de Salud, Bethesda, MA, EE.UU.)

Referencias

  1. Stroke--1989. Recommendations on stroke prevention, diagnosis, and therapy. Report of the WHO Task Force on Stroke and other Cerebrovascular Disorders. Stroke. 20, 1407-1431 (1989).
  2. Lloyd-Jones, D., et al. Heart disease and stroke statistics--2009 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee. Circulation. 119, 480-486 (2009).
  3. Mohr, J. P., Gautier, J. C., Hier, D., Stein, R. W. Stroke: pathophysiology, diagnosis, and management. Barnett, H. J. M., Stein, B. M., Mohr, J. P., Yatsu, F. M. , Churchill Livingstone. New York. 377-450 (1986).
  4. Robinson, M. J., Macrae, I. M., Todd, M., Reid, J. L., McCulloch, J. Reduction of local cerebral blood flow to pathological levels by endothelin-1 applied to the middle cerebral artery in the rat. Neurosci. Lett. 118, 269-272 (1990).
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  7. Mecca, A. P., O'Connor, T. E., Katovich, M. J., Sumners, C. Candesartan pretreatment is cerebroprotective in a rat model of endothelin-1-induced middle cerebral artery occlusion. Exp. Physiol. 94, 937-946 (2009).
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  17. Fisher, M., et al. Update of the stroke therapy academic industry roundtable preclinical recommendations. Stroke. 40, 2244-2250 (2009).

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