Summary
Qui, presentiamo pluripotenti umane protocolli di coltura della cellula formativa (hPSC), utilizzata per differenziare hPSCs in CD34+ progenitori ematopoietici. Questo metodo utilizza la modifica di fase-specifici di Canonica WNT segnalazione per specificare le celle esclusivamente al programma ematopoietica sia definitiva o primitivo.
Abstract
Uno degli obiettivi principali per la medicina rigenerativa è la generazione e la manutenzione di cellule staminali ematopoietiche (HSCs) derivati da cellule staminali pluripotenti umane (hPSCs). Fino a poco tempo, gli sforzi per differenziare hPSCs in HSCs hanno generato principalmente progenitori ematopoietici che mancano di potenziale HSC e invece assomigliano vitellino ematopoiesi. Questi progenitori ematopoietici risultanti potrebbero essere limitato utilità per la modellazione in vitro malattia di vari disordini ematopoietici adulti, in particolare quelli dei lignaggi linfoidi. Tuttavia, recentemente abbiamo descritto i metodi per generare progenitori ematopoietici definitivi multilineare eritro-mielo-linfoidi da hPSCs utilizzando un protocollo di differenziazione diretto fase-specifici, che descriviamo qui. Attraverso la dissociazione enzimatica di hPSCs su plasticware rivestite con matrice della membrana dello scantinato, si formano corpi embryoid (EBs). EBs si differenzino per mesoderma BMP4 ricombinante, che viene successivamente specificato al programma ematopoietico definitivo dall'inibitore GSK3β, CHIR99021. In alternativa, ematopoiesi primitivo viene specificato dall'inibitore PORCN, IWP2. Ematopoiesi è ulteriormente guidato attraverso l'aggiunta del ricombinante VEGF e citochine ematopoietiche solidale. I progenitori ematopoietici risultanti generati utilizzando il metodo hanno il potenziale per essere utilizzato per malattia e modelli inerenti allo sviluppo, in vitro.
Introduction
Cellule staminali pluripotenti umane (hPSCs) sono definite nel senso che comprende sia le cellule staminali embrionali umane (hESC) e cellule staminali umane pluripotenti indotte (hiPSCs) e hanno la capacità unica di non solo in fase di auto-rinnovamento in condizioni di crescita appropriata, ma anche, la capacità di differenziarsi in tutti i tipi di cellule derivate da tre strati di germe: ectoderma, mesoderma ed endoderma1. A causa di queste abilità uniche, hPSCs tenere grande promessa per la medicina rigenerativa, la modellazione di malattia e le terapie basate sulle cellule2. Mentre più tipi di cellule sono stati differenziati con successo dai hPSCs, una sfida significativa è la specifica in vitro di esclusivamente adulto-come hPSC-derivato cellule staminali ematopoietiche (HSCs) e definitivi progenitori ematopoietici.
Un probabile ostacolo allo sviluppo di HSC umane da hPSCs è la presenza di più programmi ematopoietiche entro l' embrione umano3. Il primo programma che emerge, definito "primitivo ematopoiesi," nasce all'interno del tessuto del sacco vitellino extraembryonic e meglio è caratterizzato dalla sua produzione transitoria di progenitori dell'eritroblasto (EryP-CFC), macrofagi e megacariociti. In particolare, questo programma non dà luogo a HSCs, né dà origine ai progenitori linfoidi T e B. Tuttavia, il sacco vitellino transitoriamente dar luogo a progenitori ematopoietici definitivi con restrizioni, come il progenitore eritro-mieloide (EMP4,5,6,7,8) e degli eritrociti-carenti linfoide-innescato multipotenti progenitrici (LMPP9). Tuttavia, EMPs né LMPPs sono completamente multipotenti, o in grado di attecchimento di HSC-come nei destinatari adulti. Al contrario, più avanti in sviluppo, il programma ematopoietico "definitivo" classicamente definito è specificato nella regione dell'aorta-gonade-Mesonefro dell'embrione propriamente detto, dando vita a tutte le filiere emopoietiche adulti, tra cui l'HSC. La specifica di queste cellule ematopoietiche definitive intra-embrionali si verifica in una tacca-dipendente, tramite una transizione endoteliali--emopoietici dal hemogenic dell'endotelio (lui)3,10,11 ,12,13,14. A parte la capacità di ricostituzione, il potenziale di multilineage e tacca-dipendenza di queste cellule può essere utilizzato per distinguere questi progenitori ematopoietici definitivi da EMP e il LMPP (rivisto in riferimenti3,13 ).
Comprendere i meccanismi che disciplinano primitivo e definitiva specifica ematopoietica da hPSCs è probabilmente fondamentale per la produzione riproducibile dei progenitori ematopoietici definitivi attraverso una varietà di linee di hPSC. Fino a poco tempo, protocolli di differenziazione hPSC che potrebbero separare multipotenti progenitori ematopoietici primitivi e definitivi non esisteva15,16,17,18, 19,20,21,22,23,24,25. Molti approcci utilizzando siero bovino fetale (FBS) e/o stromale co-coltura prima delineato il potenziale ematopoietico di differenziazione hPSC, con miscele di primitivo e definitiva ematopoietiche potenziali15,16, 17,19,22,23,25. Ulteriormente, molti protocolli senza siero ematopoietiche sono descritti i requisiti di segnale per la specifica del mesoderma da hPSCs che continuano ad avere potenziale ematopoietico18,20,21, 24. Tuttavia, come questi metodi ancora ha dato luogo a miscele eterogenee di entrambi i programmi, il loro uso in applicazioni cliniche e comprensione dei meccanismi dello sviluppo può essere limitato.
Recentemente abbiamo costruito su questi studi, dopo aver delineato i requisiti del segnale di fase-specifici per ACTIVIN/NODAL e segnalazione di WNT nella specifica ematopoietico primitivo e definitiva dal mesoderma hPSC-derivato18,26 . Quest'ultimo era particolarmente unico, come il suo utilizzo di manipolazione del segnale WNT fase-specifici permette per la specifica di essere esclusivamente primitivo o di progenitori ematopoietici definitivo26esclusivamente. Durante la specifica di mesoderma, l'inibizione di segnalazione WNT canonico con l'inibitore PORCN IWP2 risultati nella specifica di CD43+ EryP-CFC e dei progenitori mieloidi, con nessun potenziale linfoide rilevabile. In netto contrasto, stimolazione della canonica WNT segnalazione con l'inibitore di GSK3β, CHIR99021, durante la stessa fase di differenziazione ha provocato la completa assenza di CD43 rilevabile+ EryP-CFC, mentre contemporaneamente conduceva per la specifica di CD34+CD43− HE. Questa popolazione ha posseduto mieloide, HBG-che esprimono degli eritrociti e potenziale T-linfoide. Successive analisi hanno identificato questo aveva come manca l'espressione di CD7327,28 CD18428e suo potenziale ematopoietico tacca-dipendente28. Più ulteriormente, unicellulare clonale analisi hanno dimostrato che queste filiere emopoietiche definitivi potrebbero essere derivati da cellule multipotenti singola28. Presi insieme, questi studi indicano che fase-specifici WNT segnalazione manipolazione possibile specificare puri primitivi progenitori ematopoietici, oppure multipotenti progenitori ematopoietici definitivi di NOTCH-dipendente.
Qui, descriviamo la nostra strategia di differenziazione che produce esclusivamente primitivi o definitivi progenitori ematopoietici, attraverso la manipolazione delle canoniche WNT segnalazione durante mesodermal patterning e loro a valle lineage ematopoietico saggi. Questo protocollo è di grande valore per i ricercatori che sono interessati nella produzione di progenitori ematopoietici primitivi o definitivi da hPSCs per applicazioni di medicina rigenerativa.
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Protocol
1. reagenti
- Obtain cella linee; hESCs o hiPSCs 1, mouse fibroblasti embrionali (MEFs) 29, OP9-DL4 stroma 30 , 31.
- preparazione dei reagenti
- preparare una soluzione di 0,1% p/v di gelatina in PBS. Sterilizzare in autoclave e dopo aliquotare e conservare a 4 ° C.
- Preparare il plasticware rivestite con gelatina. Cappotto piatti 6 pozzetti con 1,5 mL di soluzione di gelatina di 0.1%. Incubare per 15 min a temperatura ambiente. Immediatamente prima dell'uso, aspirare la soluzione di gelatina restante.
- Preparare il supporto MEF facendo IMDM con 15% v/v FBS e 1x antibiotici. Completare con 2 mM L-Glutammina e 400 µM monothioglycerol (MTG) prima dell'uso e conservare a 4 ° C.
- Preparare terreni di coltura hPSC come una soluzione di DMEM/F12 con sostituzione di 20% v/v knockout del siero (KOSR), 1 x aminoacidi non essenziali (NEAA), 1 x antibiotici, 55 µM β-mercaptoetanolo, 2 mM L-Glutammina e 10 ng/mL bFGF. Filtro per sterilizzare con un filtro di 2 µm e conservare al buio a 4 ° C.
- Preparare il siero-free media di lavaggio come una soluzione di DMEM/F12 con 5% v/v KOSR e 4mm HCl. filtro per sterilizzare con un filtro di 2 µm, aliquota e conservare al buio a 4 ° C.
- Fare un 1mg/mL dnasi ho soluzione sciogliendo dnasi I per 3-4 ore in acqua deionizzata sterile ghiacciata sul ghiaccio. Filtro per sterilizzare con un filtro di 2 µm e conservare le aliquote a -20 ° C.
- Preparare la soluzione STOP con media di lavaggio: aggiungere 10% FBS e 10 µ g/mL della dnasi I. La soluzione STOP deve essere preparata immediatamente prima dell'uso.
- Preparare la matrice della membrana basale (ad es., matrigel, indicato come MAT hereon) soluzione miscela.
Nota: Tutti i passaggi preliminari e la miscela di opaco devono essere eseguiti in ghiaccio o a 4 ° C. Thaw congelati MAT in ghiaccio a 4 ° C durante la notte. Diluire 1:1 di MAT aggiungendo 10ml ghiacciata IMDM e chill in ghiaccio a 4 ° C durante la notte. Diluire la miscela MAT con altri 20 mL ghiacciata IMDM e chill in ghiaccio a 4 ° C durante la notte. Aliquota in tubi pre-refrigerati e conservare a-20 ° C fino all'utilizzo. Quando si è pronti per l'uso, scongelare MAT miscela durante la notte a 4 ° C. Piastre per colture cellulari- cappotto il MAT.
Nota: Tutti i passaggi di rivestimento opaco piastre devono essere eseguiti sul ghiaccio. Pre-6 pozzetti e 24 pozzetti piastre a-20 ° C per almeno 1 h. Quando si è pronti a cappotto piastre, metterli sul ghiaccio. Ricoprire ogni pozzetto con 4 x-diluito MAT, rimozione e ri-utilizzando qualsiasi soluzione in eccesso. Lasciare in ghiaccio per 30-60 minuti e aspirare MAT in eccesso. Asciugare le piastre rivestite con stuoia in incubatore a 37 ° C 5% CO 2 per un minimo di 3 h. uso entro 72 h di rivestimento.
- cappotto il MAT.
- Preparare la soluzione di 10% dell'albumina di siero bovino (BSA) sciogliendo 10% w/v BSA in acqua ghiacciata, acqua distillata e deionizzata a 4 ° C per 3-4 h. filtro per sterilizzare con un filtro di 2 µm in una luce di blocco bottiglia e conservare a 4 ° C.
- Preparare la soluzione di acido ascorbico. Si dissolvono lentamente una soluzione di 5 mg/mL di acido L-ascorbico in acqua ghiacciata, acqua distillata e deionizzata sul ghiaccio per 3-4 h. ricciolo occasionalmente fino a completa dissoluzione. Filtro per sterilizzare con un filtro di 2 µm e conservare le aliquote a -20 ° C.
- Preparare il supporto di differenziazione privo di siero (SFD) facendo una soluzione di 75: 25 di IMDM:Ham ' s F-12, quindi aggiungere 0,5% BSA, 1 x B27 e 0,5 x N2 integratori. Conservare a 4 ° C. Add 1 x L-Glutammina, 50 µ g/mL di acido ascorbico, 400 µM MTG e 150 µ g/mL holo-transferrina immediatamente prima di utilizzare.
- Preparare terreni di coltura privo di siero della cellula formativa (ad es., StemPro, denominato SP34 hereon) per il produttore ' s istruzioni. Conservare a 4 ° C. Add 1 x L-Glutammina, 50 µ g/mL di acido ascorbico, 400 µM MTG e 150 µ g/mL holo-transferrina immediatamente prima di utilizzare.
- Preparare la soluzione di collagenasi II 0.2% di dissoluzione della collagenosi II a una concentrazione finale di 0,2% p/v in 1:4 FBS:PBS soluzione. Sciogliere a bagnomaria a 37 ° C per almeno 15 min filtro per sterilizzare la soluzione con un filtro di 2 µm e conservare le aliquote a -20 ° C.
- Preparare il tampone di fluorescenza attivato Cell Sorting (FACS) come una soluzione di 5% FBS in IMDM immediatamente prima di utilizzare.
- Preparare OP9 media come una soluzione di α-MEM, 20% FBS, 2 mM L-Glutammina e 1x antibiotici. Filtro per sterilizzare con un filtro di 2 µm e conservare a 4 ° C.
- Ottenere supporti basati su metilcellulosa (ad es., MethoCult, indicato come MeC hereon) come quantità pre-aliquotato 3 mL o come una bottiglia da 100 mL. Se si utilizza il 100 mL MeC, all'arrivo, dividere in aliquote di 2,5 mL in provette coniche da 14 mL.
Nota: Tutte le aliquote devono essere conservate a medie di-20 ° C. MeC aliquote devono essere scongelate immediatamente prima di utilizzare.
- preparare una soluzione di 0,1% p/v di gelatina in PBS. Sterilizzare in autoclave e dopo aliquotare e conservare a 4 ° C.
2. Differenziazione del mesoderma di hPSCs
linee di cellule- coltiva la hPSC su MEFs confluency di 70-80%, in un incubatore a 37 ° C con 5% CO 2.
Nota: L'hPSCs dovrebbe avere bordi taglienti, indifferenziati. - Rivestite con stuoia di preparare plasticware 24 h prima di passaggio l'hPSCs.
Nota: Il numero totale di MAT-rivestito 6 pozzetti piatti varia attraverso le linee di hPSC. Normalmente, tre piatti 6 pozzetti sono sufficienti per ogni piatto 6-pozzetti di hPSCs confluenti su MEFs.- Eseguire una prova alimentatore-svuotamento con diversi rapporti di hPSCs:MAT confluenti wells (1:4, 1:3, 1:2, ecc.) prima la prima differenziazione per determinare quanti piatti 6 pozzetti rivestite con MAT devono essere utilizzati per successive differenziazioni.
Nota: 24 h dopo il placcaggio su stuoia, l'hPSCs dovrebbe essere 80-90% confluenti, con ciuffi di cella di circa il 10-20 celle in formato.
- Eseguire una prova alimentatore-svuotamento con diversi rapporti di hPSCs:MAT confluenti wells (1:4, 1:3, 1:2, ecc.) prima la prima differenziazione per determinare quanti piatti 6 pozzetti rivestite con MAT devono essere utilizzati per successive differenziazioni.
- Aspirare i media hPSC e aggiungere 1 mL di 37 ° C 0,25% tripsina-EDTA a ciascuno bene per 1 min. aspirato e aggiungere 1 mL STOP media in ciascun pozzetto. Utilizzando un raschietto di cellula, raschiare le cellule fuori la piastra. Aggiungere 1 mL di tampone di lavaggio in ogni pozzetto.
- Con una pipetta sierologica da 2ml, triturare 3 - 5 volte per spezzare grandi ciuffi di cellule e trasferire le cellule ad una provetta conica da 50 mL. Centrifugare l'hPSCs a 330 x g per 5 min.
- Risospendere le cellule in un volume totale di hPSC media equivalente a 2 mL per pozzetto del plasticware rivestite con MAT per essere utilizzato. Aggiungere 2 mL/pozzetto di hPSCs il plasticware e incubare per una notte in un incubatore a 37 ° C con 5% CO 2.
- 24 ore più tardi, aspirare i media e sostituire con 37 ° C 0.05% tripsina-EDTA per 1 min. aspirare la tripsina-EDTA e aggiungere 1 mL STOP media. Raschiare le cellule vigorosamente con un raschietto di cella. Aggiungere 1 mL WASH media in ciascun pozzetto. Con una pipetta sierologica da 2ml, triturare le cellule 1 - 2 volte e trasferire in una provetta conica da 50 mL. Centrifugare le cellule a 220 x g per 5 min.
Nota: La lunghezza del tempo di tripsina-EDTA trattamento shouLD determinato dallo sperimentatore per ogni linea di hPSC. Il trattamento di tripsina dovrebbe essere applicato per più a lungo possibile senza provocare la dissociazione di cella singola. Questo passaggio dovrebbe staccare tutto l'hPSCs dalle piastre rivestite con MAT, ma non provocare la dissociazione di cella singola. EBs risultante dovrebbe essere in media 6-10 celle,. - Aspirare i media. Utilizzando una pipetta sierologica da 5ml, Risospendere delicatamente le cellule nei media di lavaggio di 20 mL. Centrifuga a 220 x g per 5 min.
- Risospendere delicatamente l'EBs in media giorno 0 (tabella 1). Pipettare 2 mL di EBs che contenevano differenziazione in ciascun pozzetto di una piastra di coltura bassa 6-pozzetti-aderente cella utilizzando una pipetta sierologica da 10 mL. Posto in un incubatore a 37 ° C 5% CO 2 5% O 2 (multi-gas).
Nota: I media giorno 0: media SFD addizionata di 10 ng/mL BMP4 (tabella 1). Per ogni due piastre di hPSCs, utilizzare una piastra di coltura cellulare bassa 6-pozzetti-aderente. - 24 h dopo, aggiungere 2 mL 1 giorno media (tabella 1). Incubare le cellule durante la notte in un incubatore multigas.
Nota: I media giorno 1: media SFD completati con 10 ng/mL BMP4 e 10 ng/mL bFGF in ciascun pozzetto (tabella 1). - 18 ore più tardi, delicatamente raccolto l'EBs con una pipetta sierologica da 5ml e spin a 100 x g per 5 min, lavare e tutta la cultura si combinano con 10 mL IMDM. Spin a 100 x g per 5 min, aspirato media.
Nota: Detriti saranno presente nelle culture. Questo passaggio di centrifugazione a bassa velocità (100 x g) rimuoverà i detriti. - Risospendere delicatamente l'EBs nei media SFD completati con media Day 2 (tabella 1) e poi versare 2 mL per pozzetto in piastre per colture cellulari a 6 pozzetti basso-aderente. Incubare in un incubatore a 37 ° C multi-gas per 30 h.
Nota: I media giorno 2: BMP4, 10 ng/mL e 5 ng/mL bFGF e l'appropriato WNT agonista o antagonista (tabella 1).- Aggiungere 3 µM CHIR99021 per specificare definitivi progenitori ematopoietici. In alternativa, aggiungere 3 µM IWP2 e activina A 1 ng/mL per specificare primitivi progenitori ematopoietici.
- Continuare al punto 3 per specifica di progenitori emopoietici.
3. Specificazione di CD34 + progenitori ematopoietici
- dopo 30 h, isolare l'EBs con una pipetta sierologica da 2 mL al giorno 3 di differenziazione. Trasferimento in una provetta conica da 50 mL e centrifugare a 330 x g per 5 min. Risospendere delicatamente e lavare con 10 mL di IMDM. Centrifugare le cellule nuovamente a 330 x g per 5 min.
- Risospendere l'EBs in media giorno 3 (tabella 2) e pipettare 2 mL in tutti i pozzetti di piastre da 6 pozzetti basso-aderente. Incubare le cellule in un incubatore a 37 ° C multi-gas per 72 h.
Nota: I media giorno 3: SP34, completati con 15 ng/mL VEGF e bFGF 5 ng/mL (tabella 2). Se il pH dei media raccolti il giorno 3 di differenziazione ha cambiato significativamente (cioè, supporti di colore giallo-arancio), aggiungere ulteriori supporti per pozzetto. In alternativa, utilizzare meno EBs per pozzetto il giorno 0. - Dopo 72 h di incubazione, aggiungere 2 mL di giorno 6 media (tabella 2) ad ogni pozzetto. Incubare in un incubatore a 37 ° C multi-gas per un ulteriore 48 h.
Nota: I media giorno 6: SP34 media integrata con 15 ng/mL VEGF, bFGF di 5 ng/mL, 200 ng/mL SCF, EPO 4 IU, 20 ng/mL IL-6, 10 ng/mL IL-11 e 50 ng/mL IGF-1 (tabella 2). Se più mezzi di comunicazione è stato aggiunto nel passaggio 3.1, quindi aggiungere la quantità equivalente di media nel passaggio 3.2 in modo che le concentrazioni di citochina finale rimangono gli stessi. - Isolare l'EBs CHIR99021-trattate il giorno 8 di differenziazione. Procedere alla sezione 4.
- IWP2-EBs trattati vengono raccolte il giorno 8 di differenziazione in una provetta conica da 50 mL. Centrifuga a 330 x g per 5 min. Risospendere delicatamente nel giorno 8 media (tabella 2). Incubare per 24 h in un incubatore a 37 ° C 5% CO 2 in bassi piatti aderente. Procedere alla sezione 4.
Nota: I media giorno 8: SP34 media completati con 100 ng/mL SCF, EPO di 2 UI, 10 ng/mL IL-6, 5 ng/mL IL-11, 25 ng/mL IGF-1, 30 ng/mL TPO, 10 ng/mL Flt3-L e 30 ng/mL IL-3 (tabella 2).
4. Enzimatica dissociazione di EBs e isolamento di cellule progenitrici ematopoietiche
- isolare l'EBs con una pipetta sierologica in un 50 mL conica tubo. Centrifuga a 330 x g per 5 min, aspirare il sovranatante.
- Aggiungere 2 mL di tripsina-EDTA 0.25% per l'EBs. Vortexare per 5 s. Incubare a bagnomaria a 37 ° C per 8 min. aggiungere 5 mL di soluzione di arresto. Centrifuga a 330 x g per 5 min, aspirare il sovranatante.
- Risospendere l'EBs in 5 mL di collagenasi II. Vortex per 5 s e incubare a bagnomaria a 37 ° C. Dopo 60 min, vortexare per 5 s e aggiungere 5 mL di soluzione di arresto. Spin a 330 x g per 5 min, aspirare il sovranatante.
- In 1 mL di tampone di FACS, risospendere le cellule. Passare le cellule attraverso un colino di cella di 40 µm. Questa operazione rimuove eventuali grumi di cellule dissociate.
- Contare le celle. Aliquotare 1 x 10 6 cellule in una provetta conica di 14 mL. Girare le cellule a 330 x g per 5 min. Risospendere le cellule ad una concentrazione di 5 x 10 6 cellule/mL in tampone di FACS. Aliquotare e piscina 10% delle cellule in ogni condizione per controlli colore cytometric di flusso. Incubare le cellule in anticorpi per 30 min in ghiaccio, al buio.
Nota: Vedere suggerito fluoroforo combinazioni in Tabella materiali.- Per IWP2-trattato le cellule, usano gli anticorpi anti-CD34 e anti-CD43.
- Cellule per CHIR99021-trattate, utilizzare anticorpi anti-CD34, anti-CD43, anti-CD73 e anti-CD184.
- Sciacquare le cellule due volte utilizzando FACS buffer. Spin a 330 x g per 5 min. Risospendere le cellule ad una concentrazione finale di 5 x 10 6 cellule/mL.
- Analizza o isolare cellule tramite flusso cytometry. Per primitivi progenitori ematopoietici, analizzare l'espressione di CD34 e CD43 ( Figura 2A). Per definitivi progenitori ematopoietici, isolare la HE (CD34 + CD43 − CD73 − CD184 −) da FACS ( Figura 2B). Raccogliere le cellule in provette contenenti refrigerati buffer di FACS.
- Per valutare il potenziale ematopoietico definitivo da isolato HE, proseguire alla sezione 5 per la transizione endoteliali--emopoietici o sezione 7 per l'analisi di T-linfoide. Per primitivi ematopoietici saggi di CFC, proseguire alla sezione 6.
5. Transizione endothelial--emopoietici
- Spin il CD34 isolato + CD43 − CD73 − CD184 − cellule a 330 x g per 5 min. Risospendere le cellule in lui media a 200.000 cellule/mL ( Tabella 2). Distribuire le cellule in 50 aliquote µ l in una piastra di coltura cellulare 96 pozzetti basso-aderente. Incubare le cellule durante la notte in un incubatore a 37 ° C 5% CO 2 5% O 2 multi-gas.
Nota: Egli media: media SP34 completati con 5 ng/mL VEGF, bFGF di 5 ng/mL, 100 ng/mL SCF, 2 UI EPO, 10 ng/mL IL-6, 5 ng/mL IL-11, 25 ng/mL IGF-1, 30 ng/mL TPO, 10 ng/mL FLT3-L, 30 ng/mL IL-3, 10 ng/mL BMP4, 20 ng/mL SHH, 10 µ g/mL dell'angiotensina II e potassio Losartan 100 µM a 2 x 10 5 cellule/mL (tabella 2). - Preparare il 24 pozzetti piastre rivestite con MAT (vedi passo 1.2.7.1), come necessario.
- Le cellule verranno aggregati in gruppi di 6-10 cellule durante la notte. Per ogni 50 µ l di volume delle cellule reaggregated, trasferire delicatamente le cellule al centro di una piastra a 24 pozzetti rivestite con MAT sulla mattina prossima. Posizionare delicatamente la piastra in incubatrice multi-gas 37 ° C per 4-6 h, fino a quando le cellule sono attaccate.
- Aggiungere 1 mL di fresco media HE in ciascun pozzetto, dopo che le cellule sono attaccate. Incubare le cellule in un incubatore a 37 ° C 5% CO 2 5% O 2 multi-gas fino a quando le cellule ematopoietiche sono visibili (in genere 5-7 giorni; Figura 2D). Visualizzare sotto 100 X ingrandimento utilizzando un microscopio chiaro.
- Raccogliere i progenitori ematopoietici definitivi rimuovendo delicatamente i media HE dalle cellule. Passare questo media attraverso un colino di cella 40 µm e raccogliere. Le celle aderenti nel pozzo, aggiungere 0,5 mL 0,25% tripsina-EDTA a celle e incubare a 37 ° C per 5 min, aggiungere 0,5 mL di soluzione STOP in ciascun pozzetto. Passano attraverso il setaccio di cella µm 40 stesso di mettere in comune tutti gli aderenti e non aderenti cellule insieme. Spin a 330 x g per 5 min.
- Per valutare il potenziale di CFC di questa cultura di massa, procedere alla sezione 6.
- Lavare le cellule due volte nel buffer di FACS. Spin a 330 x g per 5 min.
- Risospendere le cellule in tampone di FACS a 5 x 10 6 cellule/mL. Macchia le cellule con anticorpi anti-CD45 e anti-CD34 per 30 min su ghiaccio al buio (suggerito fluorofori sono nella Tabella materiali).
- Lavare le cellule due volte nel buffer di FACS. Spin a 330 x g per 5 min.
- Isolare il CD34 + CD45 + cellule di FACS ( Figura 2E). Ordinare le celle refrigerate buffer di FACS.
- Valutare il CD34 definitiva + CD45 + progenitori ematopoietici come necessari (analisi di CFC nella sezione 6, linfoide potenziale nella sezione 7 o un altro test avviati).
6. Dosaggio CFC
- Disgelare aliquote di MeC per ciascun campione utilizzato per il dosaggio CFC.
- Aggiungere le cellule per essere analizzati (passaggi, 4.5, 4.7, 5.5 o 5.9) nella MeC. Vortice accuratamente e lasciare che le culture di MeC riposare per 5-10 minuti fino a quando bolle d'aria dissipare, secondo il produttore ' s istruzioni. Utilizzando un 16 ½ calibro dell'ago su una siringa da 3 mL, rimuovere attentamente 2 mL del MeC.
Nota: Placcatura tipica densità variano da 1.000-20.000 cellule/mL, a seconda della frequenza attesi progenitrici. - Attentamente, dispensare 1 mL di miscela delle cellule MeC in ciascuna delle due piastre di coltura del tessuto di 35 mm. Distribuire uniformemente il MeC nei piatti 35mm delicatamente toccando e ruotando il piatto. Posto che ciascuno dei piatti sopra in un piatto di coltura del tessuto di 15cm riempito con acqua. Incubare in incubatore a 37 ° C 5% CO 2.
- Visualizzare le culture di MeC utilizzando un microscopio con ingrandimento 40x. Quantificare i CFC vari ottenuti. Analizzare i dosaggi CFC primitivo 8-10 giorni dopo il placcaggio ( Figura 2). Analizzare i dosaggi CFC definitivo 14 giorni dopo il placcaggio. Rappresentante morfologie di Colonia dosaggio CFC possono essere visto in Figura 2F.
7. Analisi delle cellule T per stabilire definitivo ematopoietiche potenziali
- Grow OP9-DL4 cellule fino al confluente in un 100mm coltura del tessuto piatto 30 , 31 , 32.
- disgelo OP9-DL4 celle 72-96 h prima della placcatura l'analisi delle cellule T. Risospendere le cellule OP9-DL4 in 10 mL OP9 media e versare in un piatto di 10 cm. Crescere in incubatore a 37 ° C 5% CO 2 fino al 70-90% confluenti.
- Per raccogliere le cellule OP9-DL4 da un piatto di 100 mm, rimuovere il supporto e aggiungere 5 mL 0,25% tripsina-EDTA per 5 min, interrompere l'attività della tripsina con 5 mL OP9 media. Girare le cellule a 330 x g per 5 min. Risospendere le cellule in 1 mL OP9 media e contare le celle.
Nota: Un piatto di 10 cm di cellule confluenti OP9-DL4 produrrà circa 10 x 10 6 cellule OP9-DL4. - 48 ore prima l'analisi delle cellule T, piastra 2 x 10 6 cellule in 12 mL OP9 media in un piatto 24 pozzetti (0,5 mL/pozzetto). Crescere in incubatore a 37 ° C 5% CO 2.
- Aggiungere 2.000-10.000 cellule deve essere analizzato (come ottenuto nei passaggi 4.5, 4.7, 5.5 o 5.9) 1 bene di cellule OP9-DL4 OP9 media completati con: 30 ng/mL SCF (primi 6 giorni solo), 5 ng/mL IL-7 e 5 ng/mL FLT3-L. Incubare a 37 ° C 5% CO 2 inc ubator. Non supporti vengono apportate in questo passaggio.
- Ogni 4 - 5 giorni, passaggio i progenitori delle cellule T sul fresco OP9-DL4 cellule stromali in un piatto 6 pozzetti. Triturare le cellule con una pipetta da 1 mL e passare attraverso un filtro 40 µm per rimuovere grumi. Spin a 330 x g per 5 min aspirato fuori i media. Risospendere le cellule in 2 mL di fresco OP9 media integrata con 5 ng/mL IL-7 e 5 ng/mL Flt3-L e posto su cellule fresche OP9-DL4.
Nota: 48 h prima del passaggio, 2 x 10 6 cellule fresche di OP9-DL4 in 12 mL OP9 media del piatto e distribuire 2 mL/pozzetto in piatti 6 pozzetti. - Dopo almeno 21 giorni di co-coltura, triturare le cellule vigorosamente e passare attraverso un filtro di 40 µm per rimuovere i detriti cellulari. Spin a 330 x g per 5 min e aspirare il supernatante.
- Lavare le cellule due volte in tampone di FACS refrigerato. Spin a 330 x g per 5 min.
- Risospendere le cellule in tampone di FACS a 5 x 10 6 cellule/mL. Macchia di cellule con anticorpi anti-CD45, anti-CD56, anti-CD4 e CD8 anti per 30 min in ghiaccio al buio (suggerito fluoroforo combinazioni sono in Tabella materiali). Applicare una macchia delle cellule vive/morte (DAPI, ecc.) per rimuovere i detriti dall'analisi.
- Lavare le cellule due volte nel buffer di FACS. Spin a 330 x g per 5 min.
- Analizzare le celle utilizzando un citometro a flusso per valutare la presenza di progenitori dei linfociti T ( Figura 3).
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Representative Results
Un disegno schematico raffigurante l'induzione di progenitori ematopoietici primitivi e definitivi da hPSCs è illustrato nella Figura 1. Mesoderma patterning di Canonica WNT segnalazione si verifica durante i giorni 2-3 di differenziazione, seguita dalla specifica di progenitori emopoietici.
L'analisi cytometric di flusso rappresentativi e saggi di metilcellulosa di culture di differenziamento ematopoietico hPSC-derivato di formazione di colonie sono mostrati nella Figura 2. Culture IWP2-trattati differenziazione produrrà un CD34 distinti+CD43− e CD34basso /−CD43+ della popolazione, mentre culture CHIR-trattati differenziazione avrà < 1% CD43+ cellule il giorno 8 del differenziazione (Figura 2AB)26. Primitivi progenitori ematopoietici derivati in base alle condizioni di IWP2 isolato il giorno 9 darà luogo a prevalentemente primitivo degli eritrociti (EryP-CFC) e dei progenitori mieloidi in analisi della metilcellulosa, mentre culture CHIR-trattati saranno in gran parte privo di CFC potenziale in questa fase (Figura 2F). Invece, il CD34+CD43– popolazione derivata dal trattamento CHIR99021 è una popolazione eterogenea, contenente dei progenitori endoteliali, nonché CD34+CD43–CD73–CD184– (HE Figura 2B), che una volta isolato da FACS, inizialmente formano un monostrato di cellule endoteliali-come (Figura 2D, pannello di sinistra), che poi subisce una transizione endoteliali--emopoietici, risultante in giro, non refractile aderente cellule ematopoietiche (Figura 2D, pannello di destra). Queste cellule ematopoietiche possono essere valutate mediante citometria a flusso per l'espressione di CD34 e CD45 (Figura 2E). Progenitori ematopoietici isolati dai dosaggi EHT possono essere utilizzati nelle analisi di metilcellulosa e danno luogo a unità formanti colonie grande scoppio-come eritroidi (BFU-E), degli eritrociti piccole unità formanti colonie (CFU-E) e dei progenitori mieloidi (CFU-M; Figura 2F).
Figura 3 raffigura analisi cytometric di flusso rappresentativi dei saggi del T-linfocita potenziali da CHIR99021-derivato CD34+CD43 CD73 (Figura 3A)−−CD184− progenitori ematopoietici e IWP2-derivato CD34 (Figura 3B)+CD43− progenitori ematopoietici, dopo 21 giorni di co-coltura OP9-DL4. La presenza di un CD45+CD56−CD4+CD8+ popolazione in progenitori CHIR-derivati è indicativa del potenziale ematopoietico definitivo entro il CD34 ingresso+ popolazione. CD34+ e CD43+ progenitori isolati da IWP2-derivato differenziazioni non danno luogo ai linfociti T in questa analisi, sotto questi differenziazione condizioni18,26.
Figura 1: diagramma schematico del protocollo per la specifica della definitivi e primitivi progenitori ematopoietici. Rappresentazione dei principali passaggi sperimentali e sequenze temporali della differenziazione da EBs per definitivi e primitivi progenitori ematopoietici. EBs sono generati il giorno 0 da hPSCs su plasticware rivestite con MAT. EBs sono cresciuti in media SFD contenente BMP4 in un incubatore multigas. Il giorno 1 di differenziazione, le colture sono nutrite con media completati con BMP4 e bFGF. Il giorno 2, si verifica un cambiamento di media con manipolazione di WNT attraverso l'aggiunta di CHIR99021 (CHIR) per definitivi progenitori ematopoietici e IWP2 per primitivi progenitori ematopoietici. Il giorno 3, media viene modificato in SP34, completati con VEGF e bFGF. Al giorno 6, colture sono nutrite con media completati con citochine ematopoietiche. Il giorno 8 della primitiva specifica ematopoietica, il media è cambiato e le cellule vengono spostate in un incubatore di 5% CO2 per 24 h, seguita dall'analisi della cella (HPC) di progenitori emopoietici. Il giorno 8 della definitiva specifica ematopoietico, CD34+CD43–CD73–CD184– cellule sono isolate mediante FACS e analizzate per hemogenic definitiva endoteliale potenziale o potenziale T-linfoide (non raffigurato). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: analisi delle culture di differenziazione e generazione dei primitivi progenitori ematopoietici. (A) analisi cytometric di flusso rappresentativi dei progenitori ematopoietici primitivi da EBs IWP2-trattate il giorno 8. (B) analisi cytometric di flusso rappresentativi da EBs CHIR99021-trattate il giorno 8. Endotelio Hemogenic (HE) possa essere identificata ed isolata come un CD34+CD43–CD73–CD184– popolazione. (C) potenziale di formazione di colonie di progenitori ematopoietici giorno 9 da IWP2 - e CHIR99021 - (CHIR) trattati culture di differenziazione. n = 3, barre di errore rappresentano SD della media, gli asterischi indicano la significatività statistica, utilizzando il test t di student * * * p < 0,0001. (D) fotografie rappresentative dell'isolato ha cellule dopo 4 giorni (a sinistra) o 7 + giorni (a destra) di crescita su plasticware rivestite con MAT. Ingrandimento originale, 100 X. Scala bar = 100 µm. (E) rappresentante flusso cytometry di espressione di CD34 e CD45 da progenitori ematopoietici definitivi dopo 9 giorni di cultura. (F) fotografia rappresentativa mostrando la morfologia del EryP-CFC (a sinistra), CFU-M (medio), BFU-E e CFU-E (a destra). Ingrandimento originale, 40 X. Scala bar = 100 µm. frecce indicano denominato colonie. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: analisi del potenziale ematopoietico definitivo. Analisi cytometric di flusso rappresentativi del potenziale dei linfociti T di CD34 CHIR-derivati+CD43 CD73 (A)−−CD184− progenitori ematopoietici o IWP2-derivato CD34 (B)+CD43 − progenitori ematopoietici, 28 giorni dopo co-coltura con cellule OP9-DL4. Il potenziale dei linfociti T da un campione è considerato positivo se sono presenti più di 100 CD45+ eventi rilevati. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Tabella 1: supporti basati su SFD per giorni 0 - 2.
| SP34 Media | 3 ° giorno | 6 ° giorno | Giorno 8 | EGLI |
| VEGF | 15 ng/mL | 15 ng/mL | – | 5 ng/mL |
| bFGF | 5 ng/mL | 5 ng/mL | – | 5 ng/mL |
| SCF | – | 200 ng/mL | 100 ng/mL | 100 ng/mL |
| EPO | – | 4 IU | 2 UI | 2 UI |
| IL-6 | – | 20 ng/mL | 10 ng/mL | 10 ng/mL |
| IL-11 | – | 10 ng/mL | 5 ng/mL | 5 ng/mL |
| IGF-1 | – | 50 ng/mL | 25 ng/mL | 25 ng/mL |
| TPO | – | – | 30 ng/mL | 30 ng/mL |
| FLT - 3L | – | – | 10 ng/mL | 10 ng/mL |
| IL-3 | – | – | 30 ng/mL | 30 ng/mL |
| BMP4 | – | – | – | 10 ng/mL |
| SHH | – | – | – | 20 ng/mL |
| Angiotensina II | – | – | – | 10 µ g/mL |
| Losartan potassico | – | – | – | 100 ΜM |
Tabella 2: media basati su SP34 per 3 giorni - 8 ed egli.
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Discussion
Questo protocollo descrive un metodo rapido, privo di siero, stroma-free per la differenziazione dei progenitori ematopoietici primitivi o definitivi. Mesodermal specifica dei progenitori ematopoietici primitivi o definitivi può essere raggiunto in modo affidabile utilizzando il nostro protocollo, che sfrutta in modo univoco piccole molecole inibitrici di segnalazione WNT canonico. L'attivazione di WNT fase-specifici dall'inibitore GSK3β CHIR9902133 dà luogo a definitiva mesoderma ematopoietico, considerando che l'inibizione di WNT dall'inibitore PORCN IWP234 specifica primitivi ematopoietici mesoderma26. Di nota, questo metodo non robustamente dà luogo ad una popolazione di HSC-come engraftable (non illustrata). Tuttavia, i progenitori ematopoietici definitivi generati con questo approccio sono favorevoli all'attecchimento indotta da transgene potenziali35, evidenziando le loro potenziali applicazioni in futuro traslazionale.
Un fattore fondamentale di successo hPSC differenziazione è la dimensione iniziale di EBs che sono formate da hPSCs. Idealmente, l'EBs dovrebbe essere di circa 6-10 celle di dimensioni. Le culture di differenziazione aberrante possono specificare una miscela di entrambi i programmi se l'EBs sono troppo grandi, possibilmente dovuto l'attivazione del segnale improprio entro l'EB. Culture di differenziazione devono essere ispezionate visivamente per la dimensione ottimale di EB entro le prime 24 ore di differenziazione. In alternativa, se l'hPSCs sono completamente dissociato in cellule singole, l'hPSCs subiscono invece anoikis delle cellule morte36, con conseguente scarsa differenziazione emopoietica.
Una differenziazione di successo darà luogo a esclusivamente primitivi progenitori ematopoietici quando IWP2 viene utilizzata durante mesodermal specifica il giorno 2 e 3 del presente protocollo di differenziazione. Il giorno 8 di differenziazione, la cultura IWP2-derivato dovrebbe essere composto da distinte CD34+CD43−, CD34medio/bassaCD43+e CD34−CD43+ popolazioni (Figura 2A). Il CD34medio/bassaCD43+ popolazione dà luogo a eritrociti primitivi e dei progenitori mieloidi; mentre il CD34−CD43+ popolazione principalmente dà origine ai progenitori eritroidi con limitato potenziale mieloide18. Il potenziale ematopoietico primitivo può essere confermato dall'analisi della metilcellulosa per la presenza di EryP-CFC (sezione 6), che sarà prevalentemente esprimere la globina embrionale HBE in confronto fetale HBG26, 28,37. Allo stesso modo, la presenza di CD43+ progenitori ematopoietici in questa fase possono essere utilizzati in modo affidabile per indicare la presenza di progenitori ematopoietici primitivi18,23,26. Dovrebbe essere notato che espressione di CD43 non è esclusiva di progenitori del primitivo programma ematopoietiche18,23,26e non utilizzabile come la suola metrica per valutare primitivo ematopoietico potenziali, come la tacca-dipendenza dell'essere umano e del immunophenotype EMP rimane atipici (rivisto in3).
Quando CHIR99021 viene utilizzata durante mesodermal patterning durante i giorni 2 e 3 di differenziazione, una popolazione di esclusivamente progenitori ematopoietici definitivi sarà specificata. Il giorno 8 del protocollo di differenziazione, colture derivate CHIR99021 dovrebbero essere composto da un distintivo CD34+CD43− popolazione, con poca o nessuna espressione di CD4326. Il CD34+CD43− popolazione è una popolazione eterogenea di cellule endoteliali con potenziale ematopoietico, venosa e arteriosa che possono essere delimitate basato sull'espressione CD73 e CD184, con cellule HE manca l'espressione di entrambi 27,28. Quando la transizione definitiva è isolato dopo aver subito una tacca-dipendente endoteliale--emopoietici (sezione 5)28 sarà resa CD34+CD45+ progenitori ematopoietici che darà luogo a BFU-E e cellule mieloidi in metilcellulosa, ma non EryP-CFC26,28 (Figura 2). Inoltre, le colonie di BFU-E possono essere isolate e valutate per l'analisi della globina, che sarà prevalentemente esprimere la globina fetale HBG rispetto alle embrionali HBE (non mostrato)26,28, 37. al contrario, il potenziale linfoide può essere valutato direttamente da isolato HE, come si verifica il passaggio di endoteliale--emopoietici tacca-dipendente le OP9-DL4 stroma18,26,28. Il definitivo che ha specificato con questo metodo contiene eritro-mielo-linfoide progenitori a un clonale livello28, che funzionalmente lo distingue dalla nostra attuale comprensione di progenitori EMP o LMPP3. Come tale, la presenza di T-linfoide e HBG-esprimendo eritroidi potenziali, accoppiato con un'assenza di potenziale EryP-CFC, può essere utilizzato per indicare in modo affidabile la definitiva specifica ematopoietica da hPSCs. Della nota, valutare esclusivamente ai progenitori che possono dar luogo a HBG-esprimendo eritroblasti non può determinare con precisione il potenziale definitivo, come, simile a quello sopra descritto, la EMP umana e le sue esigenze di segnale, non è stato caratterizzato a-data (rivisto in riferimento3).
Questa strategia semplice differenziazione è molto potente, in quanto consente la generazione di esclusivamente primitivo o esclusivamente definitivi progenitori ematopoietici, abilitazione malattia studi comparativi dei due programmi da iPSCs paziente-derivato di modellazione o hPSCs gene-modificato. Allo stesso modo, processi di sviluppo umani possono essere interrogati, come scoprire quali vie biochimiche segnale aggiuntivo sono tenuti a conferire capacità di auto-rinnovamento e di conseguenza HSC-come potenziale, da progenitori ematopoietici definitivi.
In sintesi, manipolazione di WNT durante mesodermal patterning in hPSCs specifica CD43 primitivo+ o definitiva CD34+CD45+ progenitori ematopoietici, che possono essere isolati e utilizzati per lo studio di ematopoiesi hPSC-derivato.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere nessun concorrenti interessi finanziari.
Acknowledgments
Quest'opera è stata sostenuta dal dipartimento di medicina interna, divisione di ematologia, Washington University School of Medicine. CD è stato supportato da T32HL007088 dal cuore nazionale, polmone e sangue Institute. CMS è stato supportato da una società americana di ematologia Scholar Award.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Iscove's Modified Dulbecco's Medium (IMD) | Corning | 10-016 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS), ES cell rated | Gemini Bioproducts | 100-500 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Hyclone | SH30396.03 | |
| L-glutamine, 200 mM solution | Life Technologies | 25030-081 | |
| Penicillin-streptomycin | Life Technologies | 15070-063 | |
| 0.25% Trypsin-EDTA | Life Technologies | 25200056 | |
| 0.05% Trypsin-EDTA | Life Technologies | 25300054 | |
| Gelatin, porcine skin, Type A | Sigma-Aldrich | G1890 | |
| Alpha-MEM | Life Technologies | 12000-022 | |
| DMEM-F12 | Corning | 10-092-CV | |
| Knock-out serum replacement | Life Technologies | 10828028 | "KOSR" |
| Non-essential amino acids (NEAA) | Life Technologies | 11140050 | |
| b-mercaptoethanol, 55 mM solution | Life Technologies | 21985023 | |
| Hydrochloric acid | Sigma-Aldrich | H1758 | |
| Fraction V, Bovine Serum Albumin | Fisher Scientific | BP1605 | |
| Ham's F12 | Corning | 10-080 | |
| N2 supplement | Life Technologies | 17502048 | |
| B27 supplement, no vitamin A | Life Technologies | 12587010 | |
| Stempro-34 (SP34) | Life Technologies | 10639011 | "SP34" |
| Growth factor reduced Matrigel | Corning | 354230 | "MAT" |
| L-absorbic acid | Sigma-Aldrich | A4403 | |
| Human serum transferrin | Sigma-Aldrich | 10652202001 | |
| Monothioglycerol (MTG) | Sigma-Aldrich | M6145 | |
| Collagenase B | Roche | 11088831001 | |
| Collagenase II | Life Technologies | 17101015 | |
| DNaseI | Calbiochem | 260913 | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Life Technologies | 14190144 | |
| bFGF | R&D Systems | 233-FB | |
| BMP4 | R&D Systems | 314-BP | |
| Activin A | R&D Systems | 338-AC | |
| VEGF | R&D Systems | 293-VE | |
| SCF | R&D Systems | 255-SC | |
| IGF-1 | R&D Systems | 291-G1 | |
| IL-3 | R&D Systems | 203-IL | |
| IL-6 | R&D Systems | 206-IL | |
| IL-7 | R&D Systems | 207-IL | |
| IL-11 | R&D Systems | 218-1L | |
| TPO | R&D Systems | 288-TP | |
| EPO | Peprotech | 100-64 | |
| Flt-3 ligand (FLT3-L) | R&D Systems | 308-FK | |
| CHIR99021 | Tocris | 4423 | |
| IWP2 | Tocris | 3533 | |
| Angiotensin II | Sigma-Aldrich | A9525 | |
| Losartan Potassium | Tocris | 3798 | |
| CD4 PerCP Cy5.5 Clone RPA-T4 | BD Biosciences | 560650 | Dilution 1:100; T cell assay |
| CD8 PE Clone RPA-T8 | BD Biosciences | 561950 | Dilution 1:10; T cell assay |
| CD34 APC Clone 8G12 | BD Biosciences | 340441 | Dilution 1:100; EHT assay |
| CD34 PE-Cy7 Clone 8G12 | BD Biosciences | 348801 | Dilution 1:100; Hemogenic endothelium |
| CD43 FITC Clone 1G10 | BD Biosciences | 555475 | Dilution 1:10; Hemogenic endothelium |
| CD45 APC-Cy7 Clone 2D1 | BD Biosciences | 557833 | Dilution 1:50; T cell assay |
| CD45 eFluor450 Clone 2D1 | BD Biosciences | 642284 | Dilution 1:50; EHT assay |
| CD56 APC Clone B159 | BD Biosciences | 555518 | Dilution 1:20; T cell assay |
| CD73 PE Clone AD2 | BD Biosciences | 550257 | Dilution 1:50; Hemogenic endothelium |
| CD184 APC Clone 12G5 | BD Biosciences | 555976 | Dilution 1:50; Hemogenic endothelium |
| 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) | BD Biosciences | 564907 | Dilution 1:10,000; T cell assay |
| OP9 DL4 cells | Holmes, R. and J.C. Zuniga-Pflucker. Cold Spring Harb Protoc, 2009. 2009(2): p. pdb prot5156 | ||
| MethoCult H4034 | Stemcell Technologies | 4034 | "MeC" |
| Milli-Q water purification system | EMD Millipore | ||
| 5% CO2 incubator | Set at 37 C | ||
| Multigas incubator | Set at 37 C, 5% CO2, 5% O2 | ||
| 6 well tissue culture plate | Corning | 353046 | |
| 24 well tissue culture plate | Corning | 353226 | |
| 6 well low-adherence tissue culture plate | Corning | 3471 | |
| 24 well low-adherence tissue culture plate | Corning | 3473 | |
| 35 mm tissue culture dishes | Corning | 353001 | |
| Blunt-end needle, 16 gauge | Corning | 305198 | |
| 3 cc syringes | Corning | 309657 | |
| 5 mL polypropylene test tube | Corning | 352063 | |
| 5 mL polystyrene test tube | Corning | 352058 | |
| 15 mL polypropylene conical | Corning | 430791 | |
| 50 mL polypropylene conical | Corning | 430921 | |
| 2 mL serological pipette | Corning | 357507 | |
| 5 mL serological pipette | Corning | 4487 | |
| 10 mL serological pipette | Corning | 4488 | |
| 25 mL serological pipette | Corning | 4489 | |
| Cell scrapers | Corning | 353085 | |
| 2.0 mL cryovials | Corning | 430488 | |
| 5 mL test tube with 40 µM cell strainer | Corning | 352235 | |
| 40 µM cell strainer | Corning | 352340 | |
| Cell culture centrifuge | |||
| Biosafety hood | |||
| FACS AriaII or equivalent | |||
| LSRii or equivalent | |||
| FlowJo software | TreeStar | ||
| Water bath | Set at 37 C | ||
| 0.22 µM filtration system | Corning | ||
| Autoclave | |||
| 4 C refrigerator | |||
| -20 C Freezer | |||
| -80 C Freezer |
References
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