Summary
Her presenterer vi raffinerte kirurgiske prosedyrer for vellykket utførelse av intraportal holmetransplantasjon, en klinisk relevant, men teknisk utfordrende kirurgisk prosedyre, hos mus.
Abstract
Selv om leveren for tiden er akseptert som det primære transplantasjonsstedet for menneskelige holmer i kliniske omgivelser, blir holmer transplantert under nyrekapselen i de fleste gnagere prekliniske holmetransplantasjonsstudier. Denne modellen brukes ofte fordi murin intrahepatisk holmetransplantasjon er teknisk utfordrende, og en høy prosentandel mus kan dø av kirurgiske komplikasjoner, spesielt blødning fra injeksjonsstedet etter transplantasjon. I denne studien er to prosedyrer som kan minimere forekomsten av postinfusjonsportal veneblødning demonstrert. Den første metoden bruker en absorberbar hemostatisk gelatinsvamp på injeksjonsstedet, og den andre metoden innebærer å trenge inn i holmeinjeksjonsnålen gjennom fettvevet først og deretter inn i portalvenen ved å bruke fettvevet som en fysisk barriere for å stoppe blødningen. Begge metodene kan effektivt forhindre blødningsindusert musedød. Hele leverseksjonen som viser holmefordeling og bevis på holmetrombose etter transplantasjon, en typisk funksjon for intrahepatisk holmetransplantasjon, ble presentert. Disse forbedrede protokollene foredler prosedyrene for intrahepatisk holmetransplantasjon og kan hjelpe laboratorier med å sette opp prosedyren for å studere holmeoverlevelse og funksjon i prekliniske omgivelser.
Introduction
Intraportal holmetransplantasjon (IIT) via portalvenen er den mest brukte metoden for human holmetransplantasjon i kliniske omgivelser. Mus IIT-modellen gir en flott mulighet til å studere holmetransplantasjon og teste lovende intervensjonsmetoder som kan forbedre effekten av holmetransplantasjon1. IIT ble først beskrevet på 1970-tallet og brukt av flere grupper1,2,3,4,5. Det gjenvant populariteten etter gjennombruddet i human holmetransplantasjon i år 20006,7. Imidlertid brukte de fleste holmetransplantasjonsstudier nyrekapselen som et foretrukket sted for eksperimentell holmetransplantasjon på grunn av sin enkle suksess. Tvert imot er IIT mer teknisk utfordrende og sjeldnere brukt til holmetransplantasjonsstudier8,9. I motsetning til IIT lider imidlertid holmer transplantert under nyrekapselen ikke av den umiddelbare blodmedierte inflammatoriske reaksjonen preget av trombose, betennelse og levervevs iskemi, og har dermed bedre funksjon enn holmer transplantert i leveren. Nyrekapselmodellen kan derfor ikke fullt ut etterligne belastningene som oppstår av holmer i human holmetransplantasjon10,11,12.
En av de største komplikasjonene ved IIT hos mus er blødning fra injeksjonsstedet etter transplantasjon, noe som kan forårsake 10-30% av dødeligheten blant forskjellige musestammer12. I dette dokumentet er det utviklet to raffinerte tilnærminger for å stoppe blødning raskere og sikrere og for å redusere musedødelighet etter en IIT. Visuell demonstrasjon av disse raffinerte detaljene vil hjelpe forskere med å identifisere de viktigste trinnene i denne teknisk utfordrende prosedyren. I tillegg ble plasseringen av holmetransplantasjonene i mottakerens lever bestemt av histologisk undersøkelse av Hematoxylin og Eosin (H&E) farget levervev (hele delen) som bærer transplanterte holmer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle prosedyrer ble utført med godkjenning fra Institutional Animal Care and Use Committees ved Medical University of South Carolina og Ralph H Johnson Medical Center i Charleston.
1. Diabetesinduksjon ved bruk av streptozotocin (STZ)
- Forberedelse av mottakermus:
- Vei alle mus individuelt.
- Sjekk blodsukkernivået fra en blodprøve med halevener ved hjelp av et glukometer.
- STZ dosebestemmelse for tre forskjellige scenarier:
- For mus med fettleversykdom injiserer en dose STZ [40 mg/kg/dag, intraperitoneal (dvs.) injeksjon] i 5 påfølgende dager.
- For NOD-SCID-mus injiseres 125 mg/kg STZ, enkeltinjeksjon, dvs.
- For C57BL/6 injiserer mus 225 mg/kg STZ, enkel injeksjon, dvs.
- Beregninger for STZ (13,5 mg/ml):
MERK: Denne beregningen er for fem C57BL/6 mus med kroppsvekt på 30 g:- Totale kroppsvekter: 5 mus x 30 g/mus = 150 g
- STZ nødvendig: 150 g x 225 mg/1000g STZ = 33,75 mg
- STZ forberedelse:
- Vei STZ etter den forhåndsberegnede dosen.
- Overfør det veide STZ-pulveret til et 10 ml beger på is.
- Tilsett 3 ml natriumsitratoppløsning på begeret for å oppløse STZ.
- Bland godt, filtrer steriliser gjennom en 0,22-μm pore, og bruk STZ-løsningen innen 10 minutter etter tilberedning.
- STZ injeksjon:
- Legg ønsket mengde STZ-oppløsning (nok for en mus) i 1 ml sprøyte.
- Utfør intraperitoneal injeksjon ved nedre høyre kvadrant av musens underliv.
- Vær oppmerksom på mus i 5 minutter etter injeksjon og se etter tegn på ubehag i denne perioden før du legger dem tilbake i burene.
- Overvåk blodsukkernivået fra en blodprøve med halevener ved hjelp av et glukometer daglig etter STZ-injeksjonen.
MERK: I dette eksperimentet betraktes mus som diabetikere når ikke-fastende blodsukker er > 350 mg / dl i to påfølgende dager.
2. Islet forberedelse
MERK: Humane holmer ble dyrket i CMRL-1066 medier supplert med 10% foster bovint serum (FBS), og 1% penicillin / streptomycin (P / S) med en tetthet på 10,000 holmeekvivalent nummer (IEQ) per 100 mm cellekulturrett9. Mus holmer ble dyrket i DMEM med 10% FBS og 1% P / S med samme tetthet13. Mannlige NOD-SCID- og C57BL/7-mus mellom 6-10 uker ble hentet fra kommersielle kilder.
- Løsne dyrkede holmer fra cellekulturretten ved å skrape forsiktig.
- Håndplukk ønsket antall holmer (f.eks. 300-350 holmer) ved hjelp av en 1cc sprøyte og legg dem i sterile 1,5 ml mikrosenterrør på is.
- Snurr røret i 10 sekunder ved hjelp av mikrosentrifugen.
- Fjern supernatanten, og la litt væske unngå å miste pelletsen.
- Resuspend pellet i 200 μL HBSS med 0,5% bovint serumalbumin (BSA).
- Aspirer de resuspenderte holmene i en 0,5 ml insulinsprøyte.
- Plasser sprøyten i oppreist stilling. La holmene synke ned i 1 min.
- Skyv sprøyten for å fjerne alle boblene, og la ca 100-150 μL væskeholdige holmer.
- Legg sprøytehodet ned og trykk forsiktig på siden av sprøyten for å la holmene fordele seg likt gjennom hele væsken. Holmer er nå klare til injeksjon.
3. Islet transplantasjon
- Induser og vedlikehold musen under generell anestesi med 2% isofluran. Kontroller mangelen på pedal reflekser for å sikre riktig bedøvelse av dyret.
- Barber og fjern pelsen i magen på musen.
- Administrer en enkelt preoperativ dose Buprenorfin (0,1 mg/kg i.p.).
- Desinfiser det kirurgiske området med tre vekslende våtservietter på 2% jod og 75% alkohol.
- Utfør en laparotomi med mikrosaks for å generere et 1-1,5 cm snitt.
- Åpne bukhulen med en retraktor. Følg med enten metode A eller metode B som beskrevet nedenfor.
4. Metode A: (stopp blødning med gelskum, figur 1A)14,15,16
- Forberedelse av mus
- Plasser en steril gasbind rundt snittet.
- Trekk forsiktig ut tarmen ved hjelp av en tang og hold den på gasbindet.
- Identifiser portalvenen etter plassering og eksponer den godt.
- Dekk tarmen med en varm saltvanns-våt gasbind under hele operasjonen.
- Sett inn den forhåndslastede insulinsprøytenålen gjennom portalvenen nær tolvfingertarmen (figur 1B). For å gjøre dette, hold nålen med hullet (skråkanten) vendt ned og plasser åpningsflatens vinkel parallelt med portalveneveggen før du trer gjennom veggen.
- Trekk stempelet for å trekke litt blod (20-50 μL) inn i sprøyten for å blande holmene først.
- Tilsett holmene sakte inn i portalvenen mens du gjentatte ganger trekker og skyver stupet.
- Legg et stykke gelskum (ca. 0,5 cm x 0,5 cm i størrelse) for å dekke injeksjonsstedet.
- Trykk gelskummet ned med en bomullsspiss mens du trekker ut nålen fra portalvenen.
- Fortsett å trykke på gelen i ca 2 min for å bekrefte at det ikke er noen aktiv blødning.
- Rull bomullsspissen over og bort fra gelskummet for å sikre at gelskummet dekker portalvenen godt.
5. Metode B: (stopp blødning med fettpute, figur 1C)17
- Utsett portalvenen grundig.
- Bruk to bomullsspisser for å holde den eksponerte portalvenen fra både venstre og høyre side.
- Identifiser fettvevsputen mellom tolvfingertarmen og portalvenen.
- Penetrer gjennom fettputen før du setter nålen inn i portalvenen (figur 1D).
- Tilsett holmene, etter den lignende prosedyren beskrevet ovenfor i del 4.2.1 og 4.2.2 av metode A.
- Trekk ut nålen mens du trykker ned på fettet med en bomullsspiss.
- Fortsett å trykke på fettputen i 1 min etter at du har fjernet kanylen.
- Etter å ha bekreftet at det ikke er blødning fra portalvenen, returner tarmen forsiktig til bukhulen i sin opprinnelige posisjon.
- La det være 0,5 ml varm saltvann (36-37 °C) i bukhulen før lukking.
MERK: Varm saltvann letter tarmbevegelse etter operasjonen og restitusjon og forhindrer tarmnekrose. - Lukk muskellaget med en 5-0 sutur.
- Lukk hudlaget med en 4-0 sutur.
- Plasser musen i et rent bur på en varmepute til den er fullstendig gjenopprettet fra anestesi.
- Fortsett å gi smertestillende midler (f.eks. buprenorfin 0,1 mg/kg i.p.) hver 12.
MERK: Inntakstransplantasjonsprosedyren tar omtrent 15-20 minutter å fullføre.
6. H &E farging og fotografi av hele leverseksjonen
- Leverperfusjon
- Sett musen under anestesi som beskrevet ovenfor i del 3.1.
- Eksponer portalvenen forsiktig og kutt den dårligere vena cava.
- Forgjeng leveren manuelt ved hjelp av 20 ml 10% paraformaldehyd via portalvenen i ca. 5 minutter, ved hjelp av en 20 ml sprøyte med 25G nål18.
MERK: Leverperfusjon kan fjerne blod fra levervev og forbedre leverfiksering uten å forstyrre holmetransplantater. - Disseker den perfused hele leveren fra andre organer.
- Fest perfundert levervev i 10% paraformaldehyd i 24 timer.
- Bygg inn vevet i parafin.
- Klipp vevsseksjoner på 5 μm tykkelse hver og legg dem på en glasssklie for farging.
- Utfør H&E-, insulin-, fibrin- og polymorfoukleære nøytrofiler (PMN) farging ved hjelp av standardmetoder15,16.
- Skann hele leverseksjonen under et mikroskop.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vi utførte syngeneiske og xenogene holmetransplantasjoner via portalvenen. Islet graft funksjon ble observert på en doseavhengig måte i begge holmetransplantasjonsmodeller. I den syngeneiske holmetransplantasjonsmodellen ved hjelp av C57BL/6 mus førte transplantasjon av 250 holmer til forbigående normoglysemi før mus returnerte til hyperglykemi. Mus som fikk 500 holmer nådde og opprettholdt normoglysemi utover 30 dager etter transplantasjon (figur 2A). Mus i begge gruppene viste økte kroppsvekter (figur 2B).
Tilsvarende, i de menneskelige holmer til diabetisk NOD-SCID mus holmetransplantasjonsmodell, ble holmetransplantasjonsfunksjonen sammenlignet med når 45, 85 eller 140 IEQer / kg kroppsvekt ble transplantert. Normoglysemi kunne ikke oppnås når 45 IEQ/g (~225-275 holmer/mus) humane holmer ble transplantert. Når holmetallet økte til 85 IEQ/g (~ 400-450 holmer/mus), oppnådde 35,7 % (10/28) av mottakerne normoglysemi (p =0,02 vs. 45 IEQ/g gruppe) på dag 60 etter transplantasjon. Videre nådde 83,3% (5/6) av mottakerne som mottok 140 IEQ/g (~ 600-650 holmer/mus) av humane holmer normoglysemi (figur 2C). I tillegg døde de fleste mus som hadde blødninger etter operasjonen mens mus uten blødning overlevde (figur 2D).
Når nok menneskelige holmer er engraftert til NOD-SCID-mottakere, kan blodsukkernivået kontrolleres godt ved tidlig ettertransplantasjon og opprettholdes godt til slutten av studien. De podede holmene kan lett identifiseres ved H&E og insulinfarging. Etter 28 dager etter transplantasjon ble transplanterte menneskelige holmer fordelt jevnt gjennom hele leveren, for det meste rundt/i nærheten av et blodkar (figur 3).
Den intrahepatiske modellen ble brukt til å demonstrere øyeblikkelig blodmediert inflammatorisk reaksjon sett i human holmetransplantasjon. I vår vevsseksjon observerte vi uttrykk for insulin, og tilstedeværelse av fibrin og polymorfonukukukcytter infiltrasjon i transplanterte holmer (figur 4A-D).
Figur 1: Illustrasjon av intrahepatisk holmetransplantasjonsprosedyrer. Skjemaer for viktige trinn som brukes i metode A og metode B. (B, D). Holmer ble injisert direkte via portalvenen (C) eller indirekte via fett klapp (D). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Representative utfall av intraportal holmetransplantasjon. (A, B). Syngeneic mus holme intraportal transplantasjon. Bukspyttkjertel holmer (250 eller 500) fra C57BL/6 mus ble transplantert til mannlige C57BL/6 mus som ble gjengitt diabetiker av STZ. (A) Serielle blodsukkernivåer ble målt. Normoglysemi ble definert som glukosenivåer <200 mg/dl i >2 påfølgende dager. (B) Økning i mottakernes kroppsvekt ble observert etter holmetransplantasjon. (C) Prosentandel av diabetiske NOD-SCID-mus som når normoglymi hos mus som mottar et annet antall humane holmer ved 45 IEQ/g (n=7), 85 IEQ/g (n=28) og 140 IEQ/g (n=6). (D) Prosentandelen av overlevelse etter IIT ved blødning og ikke-blødende mus (n=14 hver). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: H&E farging av leverseksjoner av NOD-SCID leverbærende human holmetransplantasjon ved 28 dager etter transplantasjon. Holmer er merket med svarte sirkler. Diameteren på hver sirkel tilsvarer positivt størrelsen på hver holme. Skala bar = 1000 μm i hele leveren delen og 100 μm i innfelt. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Representative histologiske bilder av intraportaltransplantasjonede museøyer i leveren 6 timer etter intraportaltransplantasjon. (A) H&E, (B) insulin (rød) (C) Fibrin og (D) PMN flekker. Skalastang = 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I denne studien er to forbedrede prosedyrer som kan forhindre blødning og kan redusere musedødeligheten under mus-IIT, demonstrert. Denne studien gjør det mulig for forskere å visualisere holmetransplantasjonsmodellen som er unik for å studere øyeblikkelig blodmediert inflammatorisk respons etter transplantasjon. IIT-modellen er en særegen modell for å studere inntakscelleoverlevelse og leveriske iskemiske skader som svar på holmetransplantasjon19. Her raffinerte vi prosedyren basert på tidligere studier og reduserte tidlig komplikasjonsindusert musedødelighet. Begge metodene A14,15,16 og metode B8,9 ble brukt i flere studier. Vi viste at holmer fordelt på hele leveren, og nøytrofiltrasjon og trombose som vanligvis forbindes med IIT, var fremtredende i graft umiddelbart etter transplantasjon.
Det er flere viktige trinn i musens leverinntakstransplantasjon. Fordi både menneskelige og mus holmer kan være så store som 200 μm i størrelse, må en nålstørrelse på minst 27G brukes til transplantasjon for å sikre holmeproduktenes glatte strømning. Dette vil imidlertid generere et stort hull i portalvenen som kan forårsake blødning etter at nålen er fjernet. Ved å injisere holmer via riktig vinkel og bruke en tannsvamp for å blokkere injeksjonsstedet eller injeksjonen gjennom fettvevet, kan sjansen for blødning minimeres, og mus har høyere overlevelsesrate etter transplantasjon. Disse trinnene kan også bidra til å unngå lever varm iskemi-reperfusjon skader forårsaket av blokkering av portal vene blodstrøm når du utfører denne prosedyren19. De kan også redusere skadene på leveren og tarmene som kan bidra til musedødelighet etter operasjonen.
Det er også flere begrensninger i musen intrahepatisk holmetransplantasjonsmodell sammenlignet med innstillingen for humane holmetransplantasjoner. For det første kan vi ikke overvåke museportal venetrykk under holmeinfusjon som vi gjør i klinikkinnstillinger. For det andre kan volumet som kan transplanteres i musene ikke gjenspeile den høye mengden holmeprodukt transplantert til et menneske. Derfor kan omfanget av trombose være forskjellig. For det tredje vil mus holmetransplantasjoner etter transplantasjon bli midlertidig utsatt for et hyperglykemisk miljø siden det ikke vil bli gitt insulin til mus, mens hos mennesker20 vil insulin bli gitt i peri-transplantasjonsperioden for å redusere stresset av transplanterte holmer20. Likevel tilbyr den intrahepatiske holmemodellen en unik preklinisk modell som kan brukes til å studere human holmetransplantasjon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Alle forfattere erklærer at de ikke har interessekonflikter.
Acknowledgments
Denne studien ble støttet av Department of Veterans Affairs (VA-ORD BLR&D Merit I01BX004536), og National Institute of Health grants # 1R01DK105183, DK120394, DK118529, til HW. Vi vil takke deg Mr. Michael Lee og Ms. Lindsay Swaby for språkredigering
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% Neutral buffered formalin v/v | Fisher Scientific | 23426796 | |
| 1 mL Syringe with needle | AHS | AH01T | |
| 20 mL Syringe | BD | 301031 | |
| 25G x 5/8" hypodermic needles | BD | 305122 | |
| Alcohol prep pads, sterile | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Animal Anesthesia system | VetEquip, Inc. | 901806 | |
| Buprenorphine hydrochloride, injection | Par Sterile Products, LLC | NDC 42023-179-05 | |
| Centrifuge tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 0553859A | |
| CMRL-1066 | Corning | 15110CV | |
| DMEM | Corning | 10013CV | |
| Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade | Fisher Scientific | BP2818500 | |
| Extra fine Micro Dissecting scissors 4” straight sharp | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5882 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35011CV | |
| FreeStyle Glucose meter | Abbott | Lite | |
| FreeStyle Blood Glucose test strips | Abbott | Lite | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP) | Pharmacia & Upjohn Company | 34201 | |
| Graefe forceps 4” extra delicate tip | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5136 | |
| Heated pad | Amazon | B07HMKMBKM | |
| Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25” | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-7850 | |
| Insulin syringe with 27-gauge needle | BD | 879588 | |
| Iodine prep pads | Fisher Scientific | 19-027048 | |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Penicillin/streptomycin (P/S) | HyClone | SV30010 | |
| Polypropylene Suture 4-0 | Med-Vet International | MV-8683 | |
| Polypropylene Suture 5-0 | Med-Vet International | MV-8661 | |
| Sodium chloride, 0.9% intravenous solution | VWR | 2B1322Q | |
| Streptozocin (STZ) | Sigma | S0130 | |
| Surgical drape, sterile | Med-Vet International | DR1826 | |
| Tissue Cassette | Fisher Scientific | 22-272416 |
References
- Pellegrini, S., Cantarelli, E., Sordi, V., Nano, R., Piemonti, L. The state of the art of islet transplantation and cell therapy in type 1 diabetes. Acta Diabetology. 53 (5), 683-691 (2016).
- Ballinger, W. F., Lacy, P. E. Transplantation of intact pancreatic islets in rats. Surgery. 72 (2), 175-186 (1972).
- Wright, J. R., Hauptfeld, V., Lacy, P. E., et al. Induction of Ia antigen expression on murine islet parenchymal cells does not diminish islet allograft survival. American Journal of Pathology. 134 (2), 237-242 (1989).
- Toyofuku, A., et al. Natural killer T-cells participate in rejection of islet allografts in the liver of mice. Diabetes. 55 (1), 34-39 (2006).
- Goss, J. A., Nakafusa, Y., Finke, E. H., Flye, M. W., Lacy, P. E. Induction of tolerance to islet xenografts in a concordant rat-to-mouse model. Diabetes. 43 (1), 16-23 (1994).
- Hara, M., et al. A mouse model for studying intrahepatic islet transplantation. Transplantation. 78 (4), 615-618 (2004).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- Wang, J., et al. Alpha-1 antitrypsin enhances islet engraftment by suppression of instant blood-mediated inflammatory reaction. Diabetes. 66 (4), 970-980 (2017).
- Gou, W., et al. Alpha-1 antitrypsin suppresses macrophage activation and promotes islet graft survival after intrahepatic islet transplantation. American Journal of Transplantation. , (2020).
- Contreras, J. L., et al. Activated protein C preserves functional islet mass after intraportal transplantation: A novel link between endothelial cell activation, thrombosis, inflammation, and islet cell death. Diabetes. 53 (11), 2804-2814 (2004).
- Moberg, L., et al. Production of tissue factor by pancreatic islet cells as a trigger of detrimental thrombotic reactions in clinical islet transplantation. Lancet. 360 (9350), 2039-2045 (2002).
- Melzi, R., et al. Intrahepatic islet transplant in the mouse: functional and morphological characterization. Cell Transplantation. 17 (12), 1361-1370 (2008).
- Wang, H., et al. Donor treatment with carbon monoxide can yield islet allograft survival and tolerance. Diabetes. 54 (5), 1400-1406 (2005).
- Desai, C. S., et al. Effect of liver histopathology on islet cell engraftment in the model mimicking autologous islet cell transplantation. Islets. 9 (6), 140-149 (2017).
- Cui, W., Angsana, J., Wen, J., Chaikof, E. L. Liposomal formulations of thrombomodulin increase engraftment after intraportal islet transplantation. Cell Transplantation. 19 (11), 1359-1367 (2010).
- Cui, W., et al. Thrombomodulin improves early outcomes after intraportal islet transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (6), 1308-1316 (2009).
- Proto, C., Grasso, G., Fassio, P. G. Hepatoparenchymal clearance of indocyanine green in infectious hepatitis. Giornale di Malattie Infettive e Parassitarie. 20 (9), 845-851 (1968).
- Cabral, F., et al. Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion. Journal of Visualized Experiments. (132), e56993 (2018).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
- Wang, H., et al. Autologous mesenchymal stem cell and islet cotransplantation: Safety and efficacy. Stem Cells Translational Medicine. 7 (1), 11-19 (2018).
